JoVE Journal > Developmental Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
italiano

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Developmental Biology

Metodo di interferenza dell'RNA mediato dall'elettroporazione in Odonata

Published: February 06, 2021
doi:
10.3791/61952
, ,
1Department of Biological Sciences, Graduate School of Science,The University of Tokyo, 2Bioproduction Research Institute,National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST), 3Graduate School of Life and Environmental Sciences,University of Tsukuba

Summary

Forniamo un protocollo dettagliato per l’interferenza dell’RNA mediato dall’elettroporazione negli insetti dell’ordine Odonata (libellule e damselflies) usando il damselfly dalla coda blu (Ischnura senegalensis: Coenagironidae: Zygoptera) e la libellula skimmer pied(Pseudothemis zonata: Libellulidae: Anisoptera).

Abstract

Libellule e damselflies (ordine Odonata) rappresentano uno degli insetti più ancestrali con metamorfosi, in cui cambiano drasticamente il loro habitat, morfologia e comportamento dalle larve acquatiche agli adulti terrestri / aerei senza stadio pupale. Gli adulti odonata hanno una visione del colore ben sviluppata e mostrano una notevole diversità nei colori e nei motivi del corpo tra sessi, stadi e specie. Mentre sono stati condotti molti studi ecologici e comportamentali sull’Odonata, gli studi genetici molecolari sono stati scarsi principalmente a causa della difficoltà di applicare l’analisi funzionale genica all’Odonata. Per esempio, l’interferenza dell’RNA (RNAi) è meno efficace nell’Odonata, come riportato nei Lepidotteri. Per superare questo problema, abbiamo stabilito con successo un metodo RNAi combinato con l’elettroporazione in vivo. Qui forniamo un protocollo dettagliato che include un video del metodo RNAi mediato dall’elettroporazione come segue: preparazione delle larve, identificazione delle specie, preparazione della soluzione di dsRNA / siRNA e aghi di iniezione, anestesia ghiacciata delle larve, iniezione di dsRNA / siRNA, elettroporazione in vivo e allevamento individuale fino all’emergere adulto. Il metodo RNAi mediato dall’elettroporazione è applicabile sia alle damselflies (sottordine Zygoptera) che alle libellule (sottordine Anisoptera). In questo protocollo, presentiamo i metodi per la damigella dalla coda blu Ischnura senegalensis (Coenagrionidae) come esempio di specie damselfly e la libellula skimmer pied Pseudothemis zonata (Libellulidae) come un altro esempio di specie di libellula. Come esempi rappresentativi, mostriamo i risultati di RNAi che prendono di mira il gene di sintesi della melanina multicopper ossidasi 2. Questo metodo RNAi faciliterà la comprensione di varie funzioni geniche coinvolte nella metamorfosi, morfogenesi, formazione di modelli di colore e altre caratteristiche biologiche dell’Odonata. Inoltre, questo protocollo può essere generalmente applicabile agli organismi non modello in cui la RNAi è meno efficace nella soppressione genica a causa dell’inefficienza e della bassa penetranza.

Introduction

Libellule e damselflies (l’ordine Odonata) sono tra i gruppi di insetti più ancestrali che mostrano “metamorfosi”1,2. Per metamorfosi, cambiano drasticamente il loro habitat, morfologia e comportamento dalle larve acquatiche agli adulti terrestri / aerei3. Gli adulti odonata hanno una visione del colore ben sviluppata e rappresentano una notevole diversità nei colori e nei motivi del corpo tra sessi, stadi especie 3,4,5. Mentre molti studi ecologici e comportamentali sull’Odonata sono staticondotti 6,7, gli studi genetici molecolari sono stati ostacolati principalmente dalla difficoltà di applicare l’analisi funzionale genica all’Odonata.

Il metodo convenzionale di interferenza dell’RNA (RNAi), in cui l’RNA a doppio filamento (dsRNA) viene iniettato per sopprimere la funzione del genedi interesse 8, si è rivelato inefficace negli insetti Odonata9,come riportato negli insetti Lepidopteran10. D’altra parte, rapporti precedenti hanno suggerito che l’RNAi mediato dall’elettroporazione è efficace nelle specie di lepidotteri, specialmente nei tessuti epidermici11,12,13. Recentemente abbiamo scoperto che l’RNAi mediato dall’elettroporazione funziona efficacemente nella piccola libellula Nannophya pygmaea (Libellulidae: Anisoptera)9, ma N. pygmaea è una specie relativamente rara e quindi non adatta per studi genetici molecolari.

La maggior parte delle specie di Odonata sono classificate in uno dei due sottordini, Zygoptera (damselflies) o Anisoptera (vere libellule)3. Qui ci siamo concentrati sulla damselfly dalla coda blu Ischnura senegalensis (Coenagrionidae; Figura 1A) come specie rappresentativa degli Zigotteri e della libellula pied skimmer Pseudothemis zonata (Libellulidae; Figura 1B) come specie rappresentativa di Anisopteran. Le due specie sono tra le specie di Odonata più comuni negli stagni naturali e urbani in Giappone, comprese quelle della città di Tsukuba, e possiamo raccogliere molte larve delle due specie nel campo. Recentemente abbiamo istituito un sistema di allevamento in laboratorio per le singole larve di I. senegalensis,che ha permesso il monitoraggio continuo dello sviluppo e della morfogenesi delle larve di Odonata nel dettaglio14.

In questa relazione, forniamo un metodo raffinato e un protocollo video per l’RNAi mediato dall’elettroporazione in I. senegalensis e P. zonata. In Giappone, I. senegalensis e Ischnura asiatica, che sono geneticamente vicine, si trovano spesso sympatrically15e sono difficili da distinguere nelle larve16. Descriviamo anche come due specie di Ischnura possono essere distinte per polimorfismo di lunghezza dei frammenti di restrizione (RFLP).

Per valutare l’efficacia del RNAi mediato dall’elettroporazione, selezioniamo il gene multicopper ossidasi 2 (MCO2; noto anche come laccasi2) come gene bersaglio rappresentativo, a causa del fenotipo visibile del colore della cuticola più pallide al knockdown dell’espressione genica9. MCO2 è noto per essere essenziale per oscurare l’epidermide in una varietà di specie diinsetti 17,18.

Protocol

NOTA: Lo schema generale dei protocolli è illustrato nella figura 1. 1. Preparazione di larve di libellule o damigella. Raccogli le larve sul campo usando una rete a mano.NOTA: Le larve di I. senegalensis spesso si aggrappano alle piante acquatiche che galleggiano sulla superficie dell’acqua, mentre le larve di P. zonata spesso rimangono tra i rifiuti fogliari sul fondo. Nella città di Tsukuba, le larve instar finali di I. senegalensis si trovano principalmente da marzo a giugno e quelle di P. zonata da maggio a giugno. Le larve di I. senegalensis possono essere allevate dalle uova nellaboratorio 14, ma le larve raccolte sul campo hanno il tasso di successo chiaramente più elevato dell’emergenza adulta. Identificazione delle specie mediante restrizione del polimorfismo della lunghezza dei frammenti (RFLP) dei prodotti amplificati dalla PCR.NOTA: Questo passaggio è necessario solo se la specie è difficile da identificare dall’aspetto delle larve, come in I. senegalensis. Tenere una delle branchie caudali di una larva usando le forcep. Quindi, la larva cade dalla sua branchia caudale stessa (causando autotomia).NOTA: Le larve di damselflie degli zigotteri di solito hanno tre branchie caudali (Figura 1A). Quando vengono attaccati da un predatore, possono togliersi le proprie branchie caudali per fuggire. Se la branchia caudale non è disponibile, una porzione della gamba viene sezionata. Mettere una branchia caudale in 100 μL di soluzione PBS [0,8% NaCl, 0,02% KCl, 0,115% Na2HPO4e 0,02% KH2PO4 (w/v)] e omogeneizzare con un miscelatore a mano utilizzando un pestello di deposito. Spin giù la miscela a 5.000 x g per 10 secondi, e soggetto 0,5 μL del supernatante all’amplificazione PCR usando DNA polimerasi e primer per amplificare la regione interna trascritta distanziale 1 (ITS1) del DNA nucleare.NOTA: Eseguire la PCR in base al protocollo del produttore. La combinazione di primer ITS-F0 (5′- GGA AAG ATG GCC AAA CTT GA -3′) e 5.8S-AS1 (5′- GCC GGC CCT CAG CCA G -3′) può amplificare la regione ITS1 in quasi tutte le specie di Odonata19. Incubare la miscela di 1 μL di prodotto amplificato da PCR, 0,3 μL di tampone 10x M, 0,1 μL di enzima di restrizione DraI e 1,6 μL di acqua a 37 °C per 1 h.NOTA: Selezionare i migliori enzimi di restrizione, a seconda della combinazione di specie. Se non ci sono enzimi di restrizione adatti per l’identificazione delle specie, confermare con il sequenziamento del DNA. Caricare 2 μL dei prodotti con colorante di carico su gel di agarosio al 2% ed eseguire l’elettroforesi.NOTA: È difficile identificare le specie quando si utilizza gel di agarosio all’1% o all’1,5%. Controllare il modello di elettroforesi per identificare la specie (Figura 2).NOTA: I modelli RFLP dipendono dalle specie e dalla popolazione. Nella popolazione di Tsukuba, I. asiatica ha una banda maggiore di 400-500 bp, mentre I. senegalensis ha una banda maggiore di circa 200 bp e una banda aggiuntiva inferiore a 100 bp (una punta di freccia nella figura 2). La regione ITS1 esiste in più copie nel genoma, e nelle specie di Ischnura, il polimorfismo microsatellita all’interno della regione ITS1 è spesso presente nello stesso individuo, influenzando il modello degli RFLP. Allevare le larve raccolte in laboratorio fino all’uso per RNAi. Posizionare ogni larva separatamente in ogni pozzo di un piatto di 12 po ‘con circa 3 mL di acqua.NOTA: Le larve di I. senegalensis devono essere tenute singolarmente perché spesso si cannibalizzano a vicenda, mentre le larve di P. zonata possono essere tenute in gruppo perché raramente cannibalizzano. Nutrire le larve di I. senegalensis con gamberetti salamoia Artemia ogni giorno e larve di P. zonata con bloodworms e/o vermi Tubifex almeno due volte a settimana fino a quando non crescono fino alla fase di sviluppo adatta per RNAi.NOTA: L’alimentazione frequente è fondamentale per aumentare il tasso di successo dell’emergenza adulta. Cambiare l’acqua non appena si sporca con feci o avanzi.NOTA: Il frequente cambiamento dell’acqua è anche importante per aumentare il tasso di successo dell’emergenza adulta. Giudica la fase di sviluppo appropriata per RNAi.NOTA: Le larve instar finali di I. senegalensis possono essere classificate in cinque fasi di sviluppo14,20. Il primo stadio (stadio A, prima che le ali inizino ad espandersi) o il secondo stadio (stadio B) delle larve instar finali è adatto per gli esperimenti RNAi, quando si considera il fenotipo chiaro di RNAi dopo l’emergere adulto (vedi Discussione). In P. zonata, le larve instar finali prima dell’espansione delle ali (corrispondenti allo stadio A di I. senegalensis) sono state utilizzate in questo studio. 2. Preparazione della soluzione di dsRNA/siRNA e aghi di iniezione per RNAi. NOTA: Selezionare l’RNA interferente piccolo (siRNA) (fase 2.1) o l’RNA a doppio filamento (dsRNA) (fase 2.2) come soluzione per RNAi. Preparazione della soluzione di siRNA Progettare siRNA utilizzando il programma siDirect versione 2.0 (http://sidirect2.rnai.jp/)21, seguendo le linee guida precedentemente riportate in Lepidopteran insects22. Ottenere siRNA sintetizzato commercialmente.NOTA: Le sequenze di siRNA che prendono di mira il gene MCO2 di I. senegalensis utilizzato in questo studio sono state le seguenti: 5′- GCA CUU UCC GUU AUC AAU AUA -3′ per il filamento di senso e 5′- UAU UGA UAA CGG AAA GUG CUC -3′ per il filamento antisenso. Come controllo negativo, le sequenze di siRNA mirate al gene delle proteine fluorescenti verdi potenziate (EGFP)erano le seguenti: 5′- GCA UCA AGG UGA ACU UCA AGA -3′ per il filamento di senso e 5′- UUG AAG UUC ACC UUG AUG CCG -3′ per il filamento antisenso11. Diluire il siRNA a 100 μM con tampone di iniezione [100 mM CH3COOK, 2 mM Mg(CH3COO)2, 30 mM HEPES-KOH, pH 7.4]22. Conservare a -80 °C fino all’uso. Preparazione della soluzione di dsRNA. Selezionate una regione di 300-400 bp per dsRNA utilizzando il programma primer3 versione 4.1.0 (http://bioinfo.ut.ee/primer3/)23 e progettate i set di primer. Ottenere set di primer sintetizzati commercialmente.NOTA: Per produrre modelli per la sintesi del dsRNA, i set di primer utilizzati in questo studio sono stati i seguenti: (5′- GCC TGT CAG CTT TGT CTT CC -3′ per il primer in avanti e 5′- GGT GTC TGG CGG ACA ACT AT -3′ per il primer inverso) per i geni MCO2 di I. senegalensis (IsMCO2, numero di adesione. LC589180) e (5′- CCG CAC AGC TCA CTA TTC AA -3′ per il primer forward e 5′- GGA TTC CTT CAT CGA CA -3′ per il primer inverso) per i geni MCO2 di P. zonata (PzMCO2, adesione n. LC589179). Come controllo negativo, il set di primer per il dsRNA che prende di mira il gene β-lattamasi (bla) sul vettore di clonazione erano (5′- CTA TGT GGC GCG GTA TTA T -3′ per il primer in avanti e 5′- CAG AAG TGG TGG TCC TGC AAC T -3′ per il primer inverso). Estrarre l’RNA dalle larve di Odonata utilizzando un kit di estrazione dell’RNA disponibile in commercio ed eseguire la sintesi cDNA utilizzando la transcriptasi inversa secondo il protocollo del produttore.NOTA: può essere utilizzata anche la libreria cDNA preparata per l’analisi del sequenziamento dell’RNA. Amplificare le sequenze di destinazione utilizzando il cDNA sintetizzato e il set di primer progettato e clonarle nel vettore di clonazione utilizzando una ligasi commerciale secondo il protocollo del produttore. Trasforma il plasmide in cellule competenti di E. coli e raccogli una singola colonia dopo l’incubazione notturna. PCR amplifica l’area di inserimento utilizzando i primer sul vettore. Confermare la sequenza clonata sequenziando Sanger. PCR amplificare l’inserto utilizzando primer vettoriali contenenti la sequenza di promotore della polimerasiT7 24, 25.NOTA: In questo studio sono stati utilizzati i seguenti primer: T7-F (5′ – TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGA GAC TAG TCA TAT GGA T – 3′) e T7-R (5′- TAA TAC GAC TCA CTA TAG GAGGAC CCG GGG ATC CGA T – 3′) 25. Purificare il prodotto PCR utilizzando il kit di purificazione PCR secondo il protocollo del produttore, eludere il DNA con 50 μL di acqua distillata e concentrare la soluzione di DNA eluito a circa 10 μL utilizzando un evaporatore centrifugo. Sintetizzare dsRNA mediante trascrizione in vitro secondo il protocollo del produttore. Utilizzare un totale di 1000 ng modello DNA ed elute sintetizzato dsRNA con 100 μL di tampone di eluizione. Misurare la concentrazione di dsRNA utilizzando uno spettrofotometro e confermare la qualità del dsRNA per elettroforesi su un gel di agarosio all’1,5%.NOTA: Una singola banda può essere vista quando la sintesi di dsRNA ha successo. Diluire l’dsRNA a 1000 ng/μL con tampone di eluizione e conservare a -20 °C fino all’uso. Preparazione di aghi per iniezione Tirare un capillare di vetro utilizzando un estrattore di ago di vetro. Posizionare la punta del capillare tirato su un nastro adesivo a doppia fronte e rompere la punta del capillare con le forcep. Impostare il capillare su un iniettore.NOTA: È più facile maneggiare il capillare se si indossano guanti in nitrile. Caricare la soluzione di siRNA/dsRNA sul capillare preparato.NOTA: Non utilizzare ripetutamente il capillare poiché la punta del capillare iniettato può intasarsi di sporco perché le larve raccolte nel campo vivevano nel fango. 3. iniezione di siRNA/dsRNA NOTA: La procedura è leggermente diversa per damselflies (fase 3.1) e libellule (fase 3.2). Iniezione a una larva zygopteran (damigella) (ad esempio, I. senegalensis). Anestetizzare una larva coperta da una carta bagnata su ghiaccio tritato per 50-70 secondi(Figura 3A-C).NOTA: La durata dell’anestesia ghiacciata dipende dalle condizioni della larva; se la larva inizia a muoversi dopo 70 secondi di anestesia ghiacciata, vengono applicati altri 70 secondi di anestesia ghiacciata. Per le larve che raramente si muovono (ad esempio, P. zonata), questa procedura non è essenziale. Attaccare due perni su entrambi i lati del protorace e fissare la larva a un supporto fisso (ad esempio, un pezzo di polistirolo)(Figura 3D).NOTA: Regolare la posizione e il numero di perni, a seconda del luogo di iniezione. Allungare la membrana interse segmentale tra il 7 ° e l’8 ° segmento addominale per RNAi nell’addome o tra il protorace e il synthorax (mesotorace fuso e metatorace) per RNAi nel torace usando mani e forcep. Mantenere la membrana interse segmentale tesa a mano. Inserire la punta del capillare preparato nella membrana interse segmentale allungata (Figura 3D, 3F). Iniettare 1 μL di soluzione di siRNA/dsRNA. Iniezione a una larva di anisottero (libellula) (ad esempio, P. zonata). Pulire l’acqua dalla superficie larvale con un tovagliolo di carta. Se necessario, attaccare due perni su entrambi i lati del protorace e fissare la larva a un supporto fisso (ad esempio, un pezzo di polistirolo)(Figura 3H).NOTA: Regolare la posizione e il numero di perni, a seconda del luogo di iniezione. Nel caso di P. zonata, non è essenziale fissare le larve con perni in questo passaggio. Allungare la membrana interse segmentale tra il 4 ° e il 5 ° segmento addominale a mano. Fai un piccolo foro con un ago fine nella membrana interse segmentale tra il 4 ° e il 5 ° segmento addominale.NOTA: Questa procedura è necessaria per molte specie di anisotteri (libellula) perché la membrana interse segmentale è troppo difficile da inserire direttamente un capillare di vetro. Inserire la punta del capillare preparato nel foro preparato (Figura 3I).NOTA: Come mostrato nella figura 3H, parte del lato dorsale delle larve corrisponde al lato ventrale dell’adulto, quindi il fenotipo appare ventralmente se trattato come mostrato nella figura 3H-J. Iniettare 1 μL di soluzione di siRNA/dsRNA. 4. elettroporazione in vivo Se necessario, aggiungere altri perni per fissare la larva a un supporto fisso (ad esempio, un pezzo di polistirolo). Dopo l’iniezione della soluzione di siRNA/dsRNA, applicare due goccioline di gel ad ultrasuoni sulla superficie larvale utilizzando le forcep. Posizionare gli elettrodi sul gel ad ultrasuoni, con l’elettrodo positivo sul lato iniettato con la soluzione di siRNA/dsRNA e un elettrodo negativo sul lato opposto(Figura 3E, 3G, 3J).NOTA: Non toccare direttamente l’epidermide della larva per evitare l’effetto bruciante dell’elettroporazione. Generare impulsi di elettroporazione 10 volte (280 ms/s ciascuno) utilizzando un elettroporatore.NOTA: Regolare la tensione di elettroporazione, a seconda della specie, degli stadi e dei tessuti. In questo studio, 25 V sono stati applicati a I. senegalensis e 45 V a P. zonata. Pulire il gel rimanente sulla superficie con un tovagliolo di carta. Mantenere le larve trattate appoggiate su un tovagliolo di carta bagnato per circa un giorno per il recupero e trasferirle in una custodia di allevamento il giorno successivo. 5. Analisi fenotipico specifica del sito Tenere I. senegalensis singolarmente in una piastra di Petri (5 cm di diametro) contenente circa 10 mL di acqua e un pezzo di carta assorbente, e tenere P. zonata in una gabbia di plastica con una rete non tessuta usa e getta (gabbia di chiusura14). Per I. senegalensis, dopo che le larve hanno smettereo, spostarle singolarmente in una gabbia di plastica con una rete monouso non tessuta.NOTA: Non mettere due o più larve nella stessa gabbia. Altrimenti, si cannibalizzeranno a vicenda immediatamente dopo essere diventati adulti. Dopo l’emergere dell’adulto, osservare e fotografare il fenotipo intorno alla regione in cui è stato posizionato l’elettrodo positivo per l’elettroporazione.NOTA: il fenotipo viene visualizzato solo nelle patch. I fenotipi sono spesso difficili da riconoscere immediatamente dopo l’emergenza a causa della pigmentazione incompleta. Al fine di esaminare l’efficienza di RNAi (ad esempio, RT-PCR quantitativa), se il fenotipo è visibile, sezionare la regione e confrontarla con la regione senza il fenotipo.NOTA: I livelli di fenotipo RNAi, vale a dire le dimensioni e la posizione della decolorazione della cuticola, presentano spesso notevoli variazioni tra gli individui (cfr. figura 4). Mantieni gli adulti emersi al 100% EtOH per le analisi future.NOTA: Il colore del corpo delle specie di Odonata svanisce rapidamente dopo la morte, quindi è importante conservarli in etanolo prima che muoia. L’etanolo a volte scolorise gli insetti, in questi casi gli insetti sono congelati prima di morire.

Representative Results

Abbiamo applicato il protocollo di cui sopra alla RNAi mediata dall’elettroporazione che prende di mira i geni gene MCO2 e di controllo negativo (EGFP per siRNA e bla per dsRNA) (i) nell’addome di I. senegalensis (Figura 4), (ii) nel torace di I. senegalensis (Figura 5) e (iii) nell’addome di P. zonata (Figura 6). I risultati degli esperimenti RNAi sono riassunti nella tabella 1. Poiché il siRNA/dsRNA caricato negativamente è incorporato solo in cellule cariche positivamente, i fenotipi RNAi sono stati osservati intorno alla regione in cui l’elettrodo positivo è stato posizionato per l’elettroporazione. Sia in I. senegalensis che in P. zonata, l’inibizione della pigmentazione della melanina (cioè nero, marrone e marrone rossastro) è apparsa in chiazze intorno alla regione in cui è stato posizionato l’elettrodo positivo (punte di freccia bianche e linee tratteggiate nella figura 4, Figura 5e Figura 6) quando MCO2 RNAi è stato eseguito in combinazione con l’elettroporazione(Tabella 1), come precedentemente riportato nella N. pygmaea9. Al contrario, non sono stati osservati effetti fenotipici intorno al sito di elettroporazione quando è stato iniettato il gene dicontrollo (siRNA EGFP o bla dsRNA)(Figura 4, Figura 5e Figura 6, Tabella 1). Inoltre, l’iniezione del gene MCO2 senza elettroporazione non ha avuto alcun effetto sulla pigmentazione adulta (Figura 4, Tabella 1), indicando che l’elettroporazione è essenziale per RNAi in Odonata. Va notato che le colorazioni blu, verde e gialla non sono influenzate dal RNAi del gene MCO2 che è coinvolto nella sintesi della melanina nella cuticola, che riflette plausibilmente il fatto che questi colori del corpo sono attribuiti ai granuli di pigmento presenti nelle cellule epidermiche che sono visibili attraverso la cuticolatrasparente 26. Come mostrato nella figura 4, non sono state riconosciute differenze fenotipiche notevoli tra gli individui sottoposti a trattamento con siRNA e trattamento con dsRNA, mentre sono state osservate notevoli variazioni nelle dimensioni e nella posizione del fenotipo RNAi tra diversi individui sottoposti allo stesso trattamento RNAi (ad esempio confrontare due esempi di dsRNA IsMCO2 nella figura 4). Per determinare lo stadio di sviluppo più adatto al trattamento RNAi, abbiamo confrontato le conseguenze fenotipiche del trattamento RNAi in cinque fasi morfologiche (stadio A-E) nell’instar larvale finale di I. senegalensis (Figura 7A). L’inibizione della pigmentazione della melanina causata da MCO2 RNAi è stata osservata in tutti gli adulti emersi quando è stata iniettata nelle fasi A e B (Figura 7C). Quando è stata iniettata nelle fasi C e D, la soppressione della pigmentazione della melanina è stata certamente osservata in alcuni adulti emersi, ma altri adulti hanno mostrato una colorazione anomala causata da ferite(figura 7B). Figura 1: Metodi RNAi mediati dall’elettroporazione in Odonata. A. La commissione per l’a Ischnura senegalensis (Coenagirionidae) come specie damigella rappresentativa. B. La commissione per i trasporti e Pseudothemis zonata (Libellulidae) come specie rappresentativa di libellula. C. La commissione per l’ Lo schema generale dei protocolli. Le scatole blu e arancioni indicano i protocolli rispettivamente per I. senegalensis e P. zonata. Le scatole viola indicano i protocolli comuni applicati a entrambe le specie. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.  Figura 2: Risultato rappresentativo dell’identificazione delle specie basate sul polimorfismo della lunghezza dei frammenti di restrizione (RFLP) per le specie di Ischnura. Arrowhead indica la banda specifica dell’I. senegalensis. 1, 2, 4: I. asiatica, 3: I. senegalensis, M: 100-base coppia scaletta marcatore. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: Metodo RNAi mediato dall’elettroporazione in Odonata. A-C. Anestesia ghiacciata di I. senegalensis. Le punte delle frecce indicano una larva. A. La commissione per l’a Mettere una larva sul ghiaccio schiacciato con una carta bagnata. B. La commissione per i trasporti e Vista ingrandita di una larva sul ghiaccio. C. La commissione per l’ Una larva coperta da una carta bagnata sul ghiaccio. D-G. Metodo RNAi per I. senegalensis. D. La commissione per l’ Iniezione nel torace. E. La commissione per i Elettroporazione sul torace. F. Iniezione nell’addome. G. La commissione per l’ Elettroporazione sull’addome. H-J. Metodo RNAi per P. zonata. H. Altri progetti==== Note Fare un piccolo buco sull’addome. Io. Iniezione nell’addome. J. Altri progetti==== Collegamenti esterni Elettroporazione sull’addome. Le frecce indicano il punto di fare un buco o un’iniezione. +, -: Elettrodi laterali positivi/negativi. I numeri indicano il segmento addominale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: Vedute dorsali dei fenotipi RNAi sull’addome di I. senegalensis. Le punte di freccia bianche indicano le regioni di melanizzazione soppressa. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5: Vedute laterale e dorsale dei fenotipi RNAi sul torace di I. senegalensis. Punte di freccia bianche e linee tratteggiate indicano le regioni di pigmentazione soppressa. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 6: Vedute ventrali dei fenotipi RNAi nell’addome di P. zonata. Punte di freccia bianche e linee tratteggiate indicano le regioni di melanizzazione soppressa. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 7: Effetti IsMCO2 RNAi dipendenti dallo stadio durante l’instar larvale finale di I.senegalensis. A. La commissione per l’a Cambiamenti morfologici negli occhi composti in cinque stadi morfologici (stadio A-E) e il numero di giorni per l’emergere adulto in questo studio. I numeri tra parentesi provengono dal rapporto precedente14. B. La commissione per i trasporti e Pigmentazione anomala dovuta a ferite. Arrowhead indica il sito di elettroporazione. C. La commissione per l’ L’effetto di RNAi in cinque fasi morfologiche sulla pigmentazione adulta in I. senegalensis. Il numero sulla barra indica il numero di individui. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.  Specie I.senegalensis P.zonata Regione iniettata Addome Torace Addome siRNA/dsRNA Sirna dsRNA dsRNA dsRNA Gene bersaglio IsMCO2 EGFP IsMCO2 IsMCO2 bla IsMCO2 bla PzMCO2 PzMCO2 bla Elettroporazione + + + – + + + + – + Larve iniettate 22 25 30 6 53 12 20 17 5 9 Adulti emersi 7 6 13 4 40 11 14 11 2 5 Adulti con regioni meno pigmentate (rapporto) 7(100%) 0(0%) 13(100%) 0(0%) 0(0%) 10(91%) 0(0%) 11(100%) 0(0%) 0(0%) La tabella 1. L’effetto di RNAi sulla pigmentazione adulta in I. senegalensis e P. zonata. I risultati nella fase A sono riportati in I. senegalensis. IsMCO2: gene multicopper ossidasi 2 di I. senegalensis, EGFP: Gene proteico fluorescente verde avanzato, bla: gene beta lattamasi da pGEM-T Easy Vector, PzMCO2: gene multicopper ossidasi 2 di P. zonata. I risultati per i geni di controllo rappresentano il numero totale di esperimenti che gli autori hanno condotto fino ad oggi.

Discussion

Letalità del trattamento RNAi

Abbiamo scoperto che la letalità del trattamento RNAi dipende fortemente dalla storia e dalle condizioni di allevamento delle larve di Odonata. Le larve subito dopo la raccolta sul campo sono generalmente sane e mostrano bassi tassi di mortalità dopo il trattamento RNAi mediato dall’elettroporazione. Al contrario, le larve allevate in laboratorio per un lungo periodo di tempo (ad esempio, un mese) tendono a soffrire di bassi tassi di successo di emergenza adulta. In I. senegalensis, invece delle larve raccolte sul campo, le larve allevate in laboratorio dalle uova possono essereutilizzate 14, ma i tassi di successo di RNAi utilizzando le larve allevate in laboratorio tendono ad essere notevolmente inferiori (molti individui sono morti durante la metamorfosi) rispetto a quelli che utilizzano le larve raccolte sul campo. Inoltre, l’alimentazione larvale frequente e l’allevamento di acqua pulita sono importanti per aumentare i tassi di successo dell’emergenza adulta e ridurre la letalità del trattamento RNAi.

Efficienza del trattamento RNAi

Come descritto sopra, i livelli di fenotipo RNAi, vale a dire le dimensioni e la posizione della decolorazione della cuticola, spesso presentavano notevoli variazioni tra gli individui sottoposti allo stesso trattamento RNAi (ad esempio, figura 4), ma i livelli della penetranza fenotipico sembrano essere notevolmente diversi tra le specie di Odonata. Le regioni fenotipiche osservate erano più grandi e più importanti in I. senegalensis (figure 4-5) che in P. zonata (Figura 6) e N. pygmaea9. Questa differenza può essere dovuta allo spessore della cuticola sulla superficie larvale, considerando che la cuticola di I. senegalensis è più sottile della cuticola di P. zonata e N. pygmaea). Per quanto esaminato, non è stata riconosciuta alcuna chiara differenza tra gli effetti del siRNA e dell’dsRNA(figura 4, tabella 1).

Fase di sviluppo appropriata per RNAi

Va notato che una corretta stadiazione larvale è importante per eseguire RNAi in modo efficiente. L’inibizione della pigmentazione adulta è stata causata da MCO2 RNAi prima dello stadio D (circa 3 giorni prima dell’emergere degli adulti), che è coerente con il precedente rapporto su N. pygmaea9. I fenotipi RNAi osservati quando iniettati nelle fasi C e D erano meno evidenti di quelli trattati nelle fasi A e B, il che indica che gli stadi C e D potrebbero essere troppo tardi per sopprimere sufficientemente l’espressione genica. La tempistica appropriata per il trattamento RNAi dipende dalla tempistica dell’espressione genica e il gene MCO2 mostra un’espressione transitoriamente elevata durante l’emergenzaadulta 9, come in altriinsetti 17,18. Nello stinkbug Plautia stali, il knockdown RNAi del gene MCO2 è stato osservato dal giorno 4 in poi dopo l’iniezione27, che è coerente con i risultati attuali.

Il nostro precedente studio su I. senegalensis ha mostrato che, dopo la fase B, i giorni di emergenza adulta mostrano variazioni relativamente piccole tra la maggior parte delle larve instar finali, suggerendo che lo stadio B può corrispondere all’inizio del processo verso l’emergere adulto, dopo di che i processi di sviluppo per la metamorfosi procedono in modo prefissato e coordinato14. Anomalie morfologiche causate da ferite sono state spesso osservate quando le larve sono state trattate con RNAi nelle fasi C e D(Figura 7B, 7C). Questo è probabile che sia associato a una progressione drammatica della metamorfosi durante queste fasi, suggerendo che il trattamento RNAi dovrebbe essere evitato dallo stadio C e oltre. In sintesi, si consiglia di utilizzare larve instar finali nella fase A o B (o nella fase prima che le ali larvali si espandano in modo significativo) per esperimenti RNAi.

Utilità e superiorità del metodo RNAi mediato dall’elettroporazione

Il RNAi convenzionale è un metodo sperimentale semplice e potente, ma alcune lignaggi di insetticome farfalle 10,afidi28 e libellule9 mostrano una bassa efficienza RNAi, per la quale la creazione dell’analisi della funzione genica è una sfida importante. In questo studio, la Corte ha riscontrato che la RNAi mediata dall’elettroporazione può indurre la soppressione genica locale nelle libellule con quasi il 100% di efficienza, almeno nell’epidermide, se trattata in fasi di sviluppo appropriate(tabella 1). Recentemente, i knockout genetici basati su CRISPR /Cas9 sono stati applicati con successo a una varietà di insetti, fornendo un potente strumento genetico molecolare per organismi non modello29. Qui, tuttavia, sottoseloiamo che CRISPR / Cas9 è certamente eccezionale, ma il metodo RNAi mediato dall’elettroporazione può essere superiore a CRISPR / Cas9 per alcuni aspetti.

In primo luogo, nel metodo RNAi mediato dall’elettroporazione, la regione corporea in cui compaiono i fenotipi RNAi può essere facilmente controllata sperimentalmente dalla posizione dell’elettrodo positivo all’elettroporazione. Inoltre, poiché la regione in cui l’espressione genica viene soppressa è limitata intorno alla regione in cui è stato posizionato l’elettrodo positivo, i fenotipi RNAi possono essere facilmente confrontati con i fenotipi di controllo fianco a fianco nello stesso individuo. In secondo luogo, rispetto al metodo CRISPR/Cas9 in cui le uova iniettate devono essere allevate fino all’età adulta per osservare i fenotipi knockout, l’RNAi mediato dall’elettroporazione è superiore in quanto i fenotipi gene knockdown possono di solito essere osservati in tempi molto più brevi. Ad esempio, ci vogliono dai tre ai quattro mesi per I. senegalensis e da uno a due anni per P. zonata dalle uova agliadulti 14,30. Tuttavia, per osservare i fenotipi RNAi all’interno dell’epidermide adulta, ci vuole meno di un mese dall’iniezione di dsRNA nelle larve finali instar nella fase B all’emergere adulto sia per I. senegalensis che per P. zonata (Figura 7). In terzo luogo, il metodo RNAi mediato dall’elettroporazione comporta l’iniezione di dsRNA in larve di grandi dimensioni, che è più facile della microiniezione in minuscole uova necessarie per il metodo CRISPR /Cas9. Inoltre, l’RNAi mediato dall’elettroporazione è applicabile alle specie di insetti le cui uova appena deposte sono difficili da raccogliere. Ad esempio, le femmine di P. zonata depongono le uova su piante galleggianti sulla superficie dell’acqua durante il volo, e quindi è difficile raccogliere le loro uova sia in campo che in laboratorio. Pertanto, ci aspettiamo che questo protocollo possa essere generalmente applicabile agli organismi non modello in cui il metodo RNAi convenzionale non funziona in modo efficiente.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo Minoru Moriyama per la consulenza tecnica e i supporti, Bin Hirota e Ryutaro Suzuki per la raccolta delle larve di Odonata e Misa Shinya per i commenti utili sul manoscritto. Questo lavoro è stato supportato da JSPS KAKENHI Grant Numbers JP18J21561 to GO e JP18H02491, JP18H04893, JP19H03287 e JP20H04936 to RF.

Materials

12-well plate Violamo VTC-P12 For rearing larvae before injection
Brine shrimp eggs JAPAN PET DESIGN 4975677012396
Calibrated micropipette (1-5 µL) Drummond 2-000-001-90
Deposit pestle 1.5 mL Thermo Fisher Scientific K749520-0090
Digital high defenition microscope camera Leica Microsystems MC170HD
Disposable non-woven mesh HAKUGEN EARTH DSC-105A
DNA Ligation Kit Ver.2.1 Takara Bio 6022
DraI Takara Bio 1037A
Electrode (1mmφ) NEPAGENE CUY650P1
Electroporator CellProduce Cure-gene
Forceps KOWA Forceps Industry K-10 No1
Glass needle puller NARISHIGE PN-3
Hand mixer AS ONE 1-229-02
Hand net HOGA IS33-3B
HEPES FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 346-01373 For injection buffer
Insect pin capitate No. 3 Shiga Konchu Fukyusha N230 For fixing larvae
KCl FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 163-03545 For PBS
KH2PO4 FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 169-04245 For PBS
KOAc FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 160-03175 For injection buffer
KOH FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 168-21815 For injection buffer
Laboratory Jack (150×150) AS ONE 1-4642-11 For adjusting the position of the manipulator
LOGIQLEAN Gel for Ultrasound Hard type GE Healthcare 2369385
Manipulator Muromachi Kikai Co., Ltd. SJ-1 For adjusting the position of the injector and the capillary
MEGAscript RNAi kit Thermo Fisher Scientific AM1626
Mg(OAc)2 FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 130-00095 For injection buffer
Na2HPO4 FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 197-02865 For PBS
NaCl FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 191-01665 For PBS
Petri dish (5 cm diameter) Iwaki 1010-060 For rearing injected larvae
Pneumatic Injector NARISHIGE IM-12
pT7Blue T-Vector Novagen 69820
QIAquick PCR Purification Kit QIAGEN 28106
RNAiso Plus FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation 9109
RNeasy Mini Kit QIAGEN 74106
Shiga micro insect pin with stainless headless Shiga Konchu Fukyusha N251 For making a small hole
Stereoscopic microscope Leica Microsystems S8APO
SuperScript IV Reverse Transcriptase Thermo Fisher Scientific 18090010
TaKaRa Ex Taq Takara Bio RR001B For PCR-amplification from plasmid
Tks Gflex DNA Polymerase Takara Bio R060B For PCR-amplification from caudal gill
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Misof, B., et al. Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 346 (6210), 763-767 (2014).
  2. Wipfler, B., et al. Evolutionary history of Polyneoptera and its implications for our understanding of early winged insects. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (8), 3024-3029 (2019).
  3. Corbet, P. S. . Dragonflies Behavior and Ecology of Odonata. , (1999).
  4. Futahashi, R. Color vision and color formation in dragonflies. Current Opinion in Insect Science. 17, 32-39 (2016).
  5. Futahashi, R. Diversity of UV reflection patterns in Odonata. Frontiers in Ecology and Evolution. 8 (201), (2020).
  6. Córdoba-Aguilar, A. . Dragonflies and damselflies. Model organisms for ecological and evolutionary research. , (2008).
  7. Bybee, S., et al. Odonata (dragonflies and damselflies) as a bridge between ecology and evolutionary genomics. Frontiers in Zoology. 13 (46), (2016).
  8. Linz, D. M., Clark-Hachtel, C. M., Borràs-Castelles, F., Tomoyasu, Y. Larval RNA interference the red flour beetle, Tribolium castaneum. Journal of Visualized Experiments. 92, 52059 (2014).
  9. Okude, G., et al. Electroporation-mediated RNA interference reveals a role of multicopper oxidase 2 gene in dragonfly’s cuticular pigmentation. Applied Entomology and Zoology. 53 (3), 379-387 (2017).
  10. Terenius, O., et al. RNA interference in Lepidoptera: An overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57, 231-245 (2011).
  11. Ando, T., Fujiwara, H. Electroporation-mediated somatic transgenesis for rapid functional analysis in insects. Development. 140, 454-458 (2013).
  12. Nishikawa, H., et al. A genetic mechanism for female-limited Batesian mimicry in Papilio butterfly. Nature Genetics. 47 (4), 405-409 (2015).
  13. Osanai-Futahashi, M., et al. Positional cloning of a Bombyx pink-eyed white egg locus reveals the major role of cardinal in ommochrome synthesis. Heredity. 116 (2), 135-145 (2016).
  14. Okude, G., Futahashi, R., Tanahashi, M., Fukatsu, T. Laboratory rearing system for Ischnura senegalensis (Insecta: Odonata) enables detailed description of dragonfly’s larval development and morphogenesis. Zoological Science. 34 (5), 386-397 (2017).
  15. Ozono, A., Kawashima, I., Futahashi, R. . Dragonflies of Japan (3rd edition). , (2017).
  16. Ozono, A., Kawashima, I., Futahashi, R. . The Handbook of Japanese Aquatic Insects. Volume 3: Dragonfly larvae. , (2019).
  17. Arakane, Y., Noh, M. Y., Asano, T., Kramer, K. J. Tyrosine metabolism for insect cuticle pigmentation and sclerotization. Extracellular Composite Matrices in Arthropods. , 165-220 (2016).
  18. Asano, T., et al. Mini-review an insect-specific system for terrestrialization: Laccase-mediated cuticle formation. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 108, 61-70 (2019).
  19. Futahashi, R., Okude, G., Sugimura, M., Ugai, S. Interspecific hybrids in Japanese Odonata. Tombo. 60, 1-49 (2018).
  20. Okude, G., Fukatsu, T., Futahashi, R. Interspecific crossing between blue-tailed damselflies Ischnura elegans and I. senegalensis in the laboratory. Entomological Science. 23 (2), 165-172 (2020).
  21. Naito, Y., Yoshimura, J., Morishita, S., Ui-Tei, K. siDirect 2.0: updated software for designing functional siRNA with reduced seed-dependent off-target effect. BMC Bioinformatics. 10, 392 (2009).
  22. Yamaguchi, J., Mizoguchi, T., Fujiwara, H. siRNAs induce efficient RNAi response in Bombyx mori embryos. PLoS ONE. 6 (9), e25469 (2011).
  23. Untergasser, A., et al. Primer3–new capabilities and interfaces. Nucleic Acids Research. 40 (15), e115 (2012).
  24. Futahashi, R. Whole-mount in situ hybridization of sectioned tissues of species hybrids to detect cis-regulatory changes in gene expression pattern. Methods in Molecular Biology. 772, 319-328 (2011).
  25. Matsuura, Y., Kikuchi, Y., Miura, T., Fukatsu, T. Ultrabithorax is essential for bacteriocyte development. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (30), 9376-9381 (2015).
  26. Henze, M. J., Lind, O., Wilts, B. D., Kelber, A. Pterin-pigmented nanospheres create the colours of the polymorphiic damselfly Ischnura elegans. Journal of The Royal Society Interface. 16, 20180785 (2019).
  27. Nishide, Y., et al. Diversity and function of multicopper oxidase genes in the stinkbug Plautia stali. Scientific Reports. 10 (1), 3464 (2020).
  28. Christiaens, O., Swevers, L., Smagghe, G. DsRNA degradation in the pea aphid (Acyrthosiphon pisum) associated with lack of response in RNAi feeding and injection assay. Peptides. 53, 307-314 (2014).
  29. Sun, D., Guo, Z., Liu, Y., Zhang, Y. Progress and prospects of CRISPR/Cas systems in insects and other arthropods. Frontiers in Physiology. 8, 608 (2017).
  30. Miyakawa, K. A study of the life-history of Pseudothemis zonata (Burm.) (Odonata, Libellulidae) II. Immature stage. Kontyû. 37 (4), 409-422 (1969).

Tags

ElectroporationRNA InterferenceRNAiOdonataDragonflyDamselflyIschnura SenegalensisGene Function AnalysisIn VivoProthoraxAbdomenSiRNADsRNAElectroporator

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Okude, G., Fukatsu, T., Futahashi, R. Electroporation-mediated RNA Interference Method in Odonata. J. Vis. Exp. (168), e61952, doi:10.3791/61952 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image