Summary

Максимальное изометрическое тетаническое измерение силы передней мышцы большеберцовой кисти у крысы

Published: June 26, 2021
doi:

Summary

Оценка двигательного восстановления остается эталонным показателем результатов в экспериментальных исследованиях периферических нервов. Изометрическое измерение тетановой силы передней мышцы большеберцовой кисти у крысы является бесценным инструментом для оценки функциональных результатов после реконструкции дефектов седалищного нерва. Методы и нюансы подробно описаны в этой статье.

Abstract

Травматические повреждения нервов приводят к существенной функциональной потере, а дефекты сегментарных нервов часто требуют использования аутологичных интерпозиционных нервных трансплантатов. Из-за их ограниченной доступности и связанной с ними донорской заболеваемости многие исследования в области регенерации нервов сосредоточены на альтернативных методах преодоления сегментарной нервной щели. Чтобы исследовать результаты хирургических или фармакологических экспериментальных вариантов лечения, модель седалищного нерва крыс часто используется в качестве биоанализа. Существует множество измерений результатов, используемых в моделях крыс для определения степени регенерации нервов. Максимальная выходная сила мышцы-мишени остается наиболее релевантным результатом для клинического перевода экспериментальной терапии. Изометрическое измерение силы сокращения тетанических мышц ранее было описано как воспроизводимый и действительный метод оценки двигательного восстановления после повреждения или восстановления нервов как на крысах, так и на кроличьих моделях. В этом видео мы вернем пошаговую инструкцию этой бесценной процедуры оценки функционального восстановления передней мышцы большеберцовой кисти в модели дефекта седалищного нерва крысы с использованием оптимизированных параметров. Мы опишем необходимые предоперационные препараты помимо хирургического подхода и рассечения общего переднего мышечного нерва и сухожилия передней мышцы большеберцовой кисти. Будет подробно описана изометрическая техника измерения тетановой силы. Объяснение определения оптимальной длины мышц и частоты импульса стимула и демонстрация измерения максимального сокращения тетанической мышцы.

Introduction

Потеря двигательной функции после травматического поражения периферических нервов оказывает существенное влияние на качество жизни и социально-экономический статус больных1,2,3. Прогноз этой популяции пациентов остается плохим из-за минимальных улучшений в хирургических методах за эти годы4. Прямой сквозной эпиневральный ремонт без натяжения образует золотой стандарт хирургической реконструкции. Однако в случаях с расширенными нервными промежутками интерпозиция аутологии нервного трансплантата оказалась превосходящей5,6. Связанная с донором заболеваемость сайтом и ограниченная доступность аутологических нервных трансплантатов наложили необходимость в альтернативных методах7,8.

Экспериментальные модели на животных были использованы для выяснения механизма регенерации периферических нервов и оценки результатов различных реконструктивных и фармакологических вариантовлечения 8,9. Модель седалищного нерва крысы является наиболее часто используемой животной моделью10. Их небольшой размер делает их легкими в обращении и домашнем обухоспеи. Из-за их превосходного нейрорегенеративного потенциала сокращение времени между вмешательством и оценкой результатов может привести к относительно более низким затратам11,12. Другие преимущества его использования включают морфологическое сходство с нервными волокнами человека и большое количество сравнительных/исторических исследований13. Хотя к последнему следует подходить осторожно, так как большое разнообразие различных показателей исхода между исследованиями затрудняет сравнение результатов14,15,16,17,18.

Показатели результатов для оценки регенерации нервов варьируются от электрофизиологии до гистоморфометрии, но эти методы подразумевают корреляцию, но не обязательно непосредственно измеряют возвращение двигательной функции14,15. Регенерируя нервные волокна могут не создавать соответствующих соединений, что может вызвать переоценку количества функциональных связей14,15,19,20. Лучшим и клинически наиболее значимым измерением для демонстрации правильной реиннервации конечных органов остается оценка мышечной функции21,22,23. Однако создание инструментов оценки двигательных функций для животных моделей является сложной задачей. Medinaceli et al. впервые описали анализ пешеходной дорожки, который с тех пор является наиболее часто используемым методом оценки функционального восстановления в экспериментальных исследованиях периферических нервов21,24,25,26,27,28. Анализ дорожки ходьбы количественно определяет функциональный индекс седалищного паралитического пара (SFI) на основе измерений отпечатков лап у ходячих крыс21,29. Основные ограничения анализа дорожки ходьбы, такие как контрактуры на носках, автоувыключение, размазывание отпечатка и плохая корреляция с другими показателями реиннервации, обусловили необходимость использования других параметров для количественной оценки функционального восстановления30,31.

В предыдущих исследованиях на крысах Льюиса32 и новозеландских кроликах33мы подтвердили измерение изометрической тетановой силы (ITF) для передней мышцы большеберцовой (ТА) и продемонстрировали его эффективность в оценке восстановления мышц после различных типов восстановления нервов34,35,36,37,38,39. Мышца ТА хорошо подходит из-за своих относительно больших размеров, иннервации перонеальной ветвью седалищного нерва и хорошо выясненных биохимических свойств40,41,42,43. При оптимизации длины мышц (силы преднатяг) и электрических параметров ITF обеспечивает вариабельность из стороны в сторону 4,4% и 7,5% у крыс32 и кроликов33соответственно.

В этой статье представлен подробный протокол измерения ITF в модели седалищного нерва крыс, включая подробное описание необходимого предоперационного планирования, хирургического подхода и рассечения общего перонеального нерва и дистального сухожилия мышцы ТА. Используя заранее определенные значения интенсивности и продолжительности стимула, будет определена оптимальная длина мышц и частота импульса стимула. С помощью этих четырех параметров МФТ впоследствии может быть последовательно и точно измерена.

Protocol

Все процедуры для животных были выполнены с одобрения Институционального комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC A334818). 1. Калибровка преобразователя силы Убедитесь, что компьютер правильно подключен к многофункциональному устройству сбора данных вв?…

Representative Results

Для измерения измерения МФТ используются пять параметров. К ним относятся мышечное напряжение (сила предварительной нагрузки), интенсивность стимула (напряжение), частота импульса стимула, длительность стимула 0,4 мс и задержка 2 мс. Перед измерением ITF оптимальное мышечное напряжение д?…

Discussion

Этот протокол описывает ранее проверенный метод получения точных максимальных измерений ITF мышцы ТА в моделикрыс 32. Восстановление максимальной силы после экспериментальных процедур реконструкции нерва представляет основной интерес в клинических условиях, поскольку до…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Исследование, о котором сообщается в этой публикации, было поддержано Национальным институтом неврологических расстройств и инсульта Национальных институтов здравоохранения под номером RO1 NS 102360. Содержание является исключительной ответственностью авторов и не обязательно отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения.

Materials

0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4×4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002

References

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).

Play Video

Cite This Article
Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).

View Video