Моя мышь беременна? Высокочастотная ультразвуковая оценка
Summary
Ультразвуковое исследование с высоким разрешением может помочь упростить эксперименты, требующие беременных мышей, определяя состояние беременности, гестационный возраст и потери беременности. Здесь представлен протокол для иллюстрации методов оценки беременности на мышах, а также потенциальных ловушек (артефактов изображения), которые могут имитировать беременность.
Abstract
Мышь является предпочтительной моделью млекопитающих для многих заболеваний и биологических процессов человека. Биология развития часто требует поэтапной беременности мышей для определения эволюционирующих процессов в различные моменты времени. Кроме того, оптимальное и эффективное разведение модельных мышей требует оценки своевременной беременности. Чаще всего мышей спаривают на ночь, и определяется наличие влагалищной пробки; однако положительная прогностическая ценность этого метода неоптимальна, и нужно подождать, чтобы узнать, действительно ли мышь беременна. Ультразвуковая биомикроскопия высокого разрешения является эффективным и действенным инструментом для визуализации: 1) беременна ли мышь; 2) Какой гестационной стадии достигла мышь; и 3) Есть ли внутриутробные потери. В дополнение к эмбрионам и плодам, исследователь должен также распознать общие артефакты в брюшной полости, чтобы не принять их за гравидную матку. В этой статье представлен протокол для создания изображений, а также иллюстративные примеры.
Introduction
Мышь является предпочтительной моделью млекопитающих для многих заболеваний человека и биологических процессов1,2,3,4. Исследования в области биологии развития часто требуют поэтапной беременности мышей для определения эволюционирующих процессов в различных временных точках5,6,7,8. Кроме того, оптимальное и эффективное разведение модельных мышей требует оценки своевременной беременности, особенно когда исследователи изучают влияние мутации гена на развитие. Как правило, исследователи спаривают гетерозиготных мышей на ночь, ищут вагинальную пробку рано утром следующего дня и надеются, что беременность наступит9. Определение внутриутробной потери обычно начинается с проверки помета новорожденного на менделевские соотношения генотипов, затем работает в обратном направлении, принося в жертву беременных мышей на различных гестационных стадиях и восстанавливая эмбрионы. Исследователи могут определить увеличение веса как показатель положительной беременности10,11; однако, особенно у генетически модифицированных мышей, пометы могут быть очень маленькими и впоследствии рассасываться, когда происходит внутриутробная потеря, из-за которой увеличение веса может быть неочевидным (особенно на ранних сроках беременности, ~ E6,5-8,5). Мышь может оказаться ложно беременной из-за, например, доброкачественной опухоли брюшной полости. По сути, человек работает «вслепую».
Ультразвуковая биомикроскопия высокого разрешения позволяет проводить прямую визуализацию гравидной матки и развивающихся эмбрионов мышей12,13,14,15,16. Хотя мы изначально разработали методы оценки сердечно-сосудистой физиологии эмбриональных мышей16,17,мы признали полезность этого метода визуализации для оптимизации нашего разведения мышей. В частности, нам больше не нужно было ждать, чтобы «увидеть», беременна ли мышь, основываясь либо на очевидном прибавке в весе, либо на родах помета; мы могли бы определить состояние гравида и быстро спаривать мышей, если дамба не была беременна. Кроме того, внутриутробные потери также могут быть легко визуалированы, и временная шкала потери может быть определена без ущерба для мыши (см. Рисунок 1 для схемы). Таким образом, можно сэкономить время, ценных модельных мышей и средства.
Protocol
Representative Results
Discussion
Наиболее важным первым шагом в визуализации является идентификация влагалища, а затем определение раздвоения маточного рога влево и вправо. Следуя за каждым маточным рогом, имиджер с меньшей вероятностью неправильно идентифицирует петли кишечника как матку. Кроме того, понимание раз?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
никакой.
Materials
| Depilatory cream | |||
| Ethanol, 70% | |||
| Fur clippers | |||
| Gauze or KimWipes | |||
| Isoflurane | |||
| Medical oxygen (optional) | |||
| Medical tape | |||
| Mouse imaging system (including anesthesia set-up and imaging platform) | Fujifilm Visual Sonics | Various | Any system with 40 MHz center-frequency ultrasound transducer probe |
| Razor blade (not a safety razor) | |||
| Scale (to weigh mouse) | |||
| Ultrasound gel |
References
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34 (2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Cardiovascular imaging in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 6 (1), 15-38 (2016).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207 (2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205 (2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38 (2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias – tribromoethanol, ketamine and isoflurane – on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
