Este protocolo abrange uma análise detalhada da composição de peptidoglicanos usando cromatografia líquida, espectrometria de massas acoplada com extração avançada de recursos e software de análise bioinformática.
O peptidoglicano é um importante componente da parede celular bacteriana e um alvo celular comum para antimicrobianos. Embora os aspectos da estrutura do peptidoglicano sejam bastante conservados em todas as bactérias, também há uma variação considerável entre Gram-positivos/negativos e entre espécies. Além disso, existem inúmeras variações, modificações ou adaptações conhecidas ao peptidoglicano que podem ocorrer dentro de uma espécie bacteriana em resposta à fase de crescimento e/ou estímulos ambientais. Essas variações produzem uma estrutura altamente dinâmica que é conhecida por participar de muitas funções celulares, incluindo crescimento/divisão, resistência a antibióticos e evitação de defesa do hospedeiro. Para entender a variação dentro do peptidoglicano, a estrutura geral deve ser quebrada em suas partes constitutivas (conhecidas como muropeptídeos) e avaliada para a composição celular geral. A peptidoglicômica usa espectrometria de massa avançada combinada com análise de dados bioinformáticos de alta potência para examinar a composição de peptidoglicanos em detalhes finos. O protocolo a seguir descreve a purificação de peptidoglicanos de culturas bacterianas, a aquisição de dados de intensidade de muropeptídeos através de um cromatógrafo líquido – espectrômetro de massas e a análise diferencial da composição de peptidoglicanos usando bioinformática.
O peptidoglicano (PG) é uma característica definidora de bactérias que serve para manter a morfologia celular, ao mesmo tempo em que fornece suporte estrutural para proteínas e outros componentes celulares 1,2. A espinha dorsal do PG é composta pelo ácido N-acetil murâmico ligado ao β-1,4 (MurNAc) e N-acetilglucosamina (GlcNAc)1,2. Cada MurNAc possui um peptídeo curto ligado ao resíduo ᴅ-lactílico que pode ser reticulado com peptídeos adjacentes ligados ao dissacarídeo (Figura 1A,B). Essa reticulação produz uma estrutura semelhante a uma malha que abrange toda a célula e é frequentemente referida como um sáculo (Figura 1C). Durante a síntese de PG, precursores são gerados no citoplasma e transportados através da membrana citoplasmática por flippases. Os precursores são posteriormente incorporados à PG madura pelas enzimas transglicosilase e transpeptidase, que produzem as ligações glicosídica e peptídica, respectivamente3. No entanto, uma vez montadas, existem inúmeras enzimas produzidas pelas bactérias que modificam e/ou degradam o PG para realizar uma série de processos celulares, incluindo crescimento e divisão. Além disso, várias modificações do PG têm demonstrado conferir adaptações específicas à linhagem, condições de crescimento e estresse ambiental, que têm sido implicadas na sinalização celular, resistência antimicrobiana e evasão imune do hospedeiro4. Como exemplos, uma modificação comum é a adição de um grupo acetila C6 no MurNAc que confere resistência limitando o acesso às ligações glicânicas β-1,4 às enzimas lisozimas produzidas pelo hospedeiro que degradam PG 4,5,6. Em Enterococos, a substituição do ᴅ-Ala terminal da cadeia lateral do peptídeo por ᴅ-Lac confere maior resistência ao antimicrobiano, a vancomicina 7,8.
O procedimento geral de isolamento e purificação do PG permaneceu relativamente inalterado desde que foi descritona década de 19609. As membranas bacterianas são dissolvidas através de tratamento térmico com SDS, seguido de remoção enzimática de proteínas ligadas, glicolipídios e DNA remanescente. O sáculo intacto purificado pode ser posteriormente digerido nos componentes individuais por hidrólise da ligação β-1,4 entre GlcNAc e MurNAc. Essa digestão produz dissacarídeos GlcNAc-MurNAc com quaisquer modificações estruturais e/ou ligações cruzadas intactas e são chamados de muropeptídeos (Figura 1B).
A análise composicional do PG foi inicialmente realizada por separação por cromatografia líquida de alta pressão (CLAE) para purificação de cada muropeptídeo, seguida da identificação manual dos muropeptídeos10,11. Desde então, isso foi substituído pela cromatografia líquida acoplada à espectrometria de massas em tandem (LC-MS), que aumenta a sensibilidade de detecção e diminui a carga de trabalho manual de purificação de cada muropeptídeo individual. Entretanto, a demora e complexidade da identificação manual de muropeptídeos tem permanecido um fator limitante, reduzindo o número de estudos realizados. Nos últimos anos, com o surgimento de tecnologias “ômicas”, a extração automatizada de recursos LC-MS tornou-se uma ferramenta poderosa, permitindo a rápida detecção e identificação de compostos individuais em amostras complexas de conjuntos de dados muito grandes. Uma vez identificadas as características, um software de bioinformática compara estatisticamente a variação entre as amostras por meio da análise diferencial, isolando diferenças mínimas entre o complexo conjunto de dados e exibindo-as graficamente ao usuário. A aplicação de softwares de extração de características para análise da composição de PG apenas começou a ser explorada 12,13,14 e acoplada à análise bioinformática 12. Ao contrário da análise proteômica, que se beneficia dos bancos de dados de proteínas prontamente disponíveis que predizem a fragmentação peptídica, permitindo a identificação totalmente automatizada, nenhuma biblioteca de fragmentação existe atualmente para peptidoglicômica. No entanto, a extração de características pode ser acoplada a bancos de dados estruturais conhecidos e previstos para prever a identificação de muropeptídeos12. Aqui apresentamos um protocolo detalhado para o uso da extração de características baseada em LC-MS combinada com uma biblioteca de muropeptídeos para identificação automatizada e análise diferencial bioinformática da composição PG (Figura 2).
Este protocolo descreve um método para purificar peptidoglicanos de culturas bacterianas, processo para detecção de LC-MS e analisar a composição usando técnicas de bioinformática. Aqui, nos concentramos em bactérias Gram-negativas e algumas pequenas modificações serão necessárias para permitir a análise de bactérias Gram-positivas.
A preparação de muropeptídeos tem permanecido praticamente a mesma desde que foi produzida pela primeira vezna década de …
The authors have nothing to disclose.
Os autores gostariam de agradecer à Dra. Jennifer Geddes-McAlister e ao Dr. Anthony Clarke por suas contribuições no refinamento deste protocolo. Este trabalho foi apoiado por subvenções de funcionamento da CIHR concedidas à C.M.K (PJT 156111) e por um NSERC Alexander Graham Bell CGS D atribuído à E.M.A. Figuras foram criadas em BioRender.com.
Equipment | |||
C18 reverse phase column – AdvanceBio Peptide column (100 mm x 2.1 mm 2.7 µm) | Agilent | LC-MS data acquisition | |
Heating mantle controller, Optichem | Fisher | 50-401-788 | for 4% SDS boil |
Heating Mantle, 1000mL Hemispherical | Fisher | CG1000008 | for 4% SDS boil |
Incubator, 37°C | for sacculi purification and MS sample prep | ||
Leibig condenser, 300MM 24/40, | Fisher | CG121805 | for 4% SDS boil |
Lyophilizer | Labconco | for lyophilization of sacculi | |
Magentic stirrer | Fisher | 90-691-18 | for 4% SDS boil |
mass spectrometer Q-Tof model UHD 6530 | Aglient | LC-MS data acquisition | |
microcentrifuge filters, Nanosep MF 0.2 µm | Fisher | 50-197-9573 | cleanup of sample before MS injection |
Retort stand | Fisher | 12-000-102 | for 4% SDS boil |
Retort clamp | Fisher | S02629 | for 4% SDS boil |
round bottom flask – 1 liter pyrex | Fisher | 07-250-084 | for 4% SDS boil |
Sonicator model 120 | Fisher | FB120 | for sacculi purification |
Sonicator – micro tip | Fisher | FB4422 | for sacculi purification |
Ultracentrifuge | Beckman | sacculi wash steps | |
Ultracentrifuge bottles, Ti45 | Fisher | NC9691797 | sacculi wash steps |
Water supply | City | for water cooled condenser | |
Software | |||
Chemdraw | Cambridgesoft | molecular editor for muropeptide fragmentation prediction | |
Excel | Microsoft | viewing lists of annotated muropeptides, abundance, isotopic patterns, etc. | |
MassHunter Acquisition | Aglient | running QTOF instrument | |
MassHunter Mass Profiler Professional | Aglient | bioinformatic differential analysis | |
MassHunter Personal Compound Database and Library Manager | Aglient | muropeptide m/z MS database | |
MassHunter Profinder | Aglient | recursive feature extraction | |
MassHunter Qualitative analysis | Aglient | viewing MS and MS/MS chromatograms | |
Prism | Graphpad | Graphing software | |
Perseus | Max Plank Institute of Biochemistry | 1D annotation | |
Material | |||
Acetonitrile | Fisher | A998-4 | |
Ammonium acetate | Fisher | A637 | |
Amylase | Sigma-Aldrich | A6380 | |
Boric acid | Fisher | BP168-1 | |
DNase | Fisher | EN0521 | |
Formic acid | Sigma-Aldrich | 27001-500ML-R | |
LC-MS tuning mix – HP0321 | Agilent | G1969-85000 | |
Magnesium chloride | Sigma-Aldrich | M8266 | |
Magnesium sulfate | Sigma-Aldrich | M7506 | |
Mutanolysin from Streptomyces globisporus ATCC 21553 | Sigma-Aldrich | M9901 | |
Nitrogen gas (>99% purity) | Praxair | NI 5.0UH-T | |
Phosphoric acid | Fisher | A242 | |
Pronase E from Streptomyces griseus | Sigma-Aldrich | P5147 | |
RNase | Fisher | EN0531 | |
Sodium azide | Fisher | S0489 | |
Sodium borohydride | Sigma-Aldrich | 452890 | |
Sodium dodecyl sulfate (SDS) | Fisher | BP166 | |
Sodium hydroxide | Fisher | S318 | |
Sodium Phosphate (dibasic) | Fisher | S373 | |
Sodium Phosphate (monobasic) | Fisher | S369 | |
Stains-all | Sigma-Aldrich | E9379 |