Strukturstudien von Biomakromolekülen durch Kristallographie erfordern hochwertige Kristalle. Hier zeigen wir ein Protokoll, das von OptiCrys (ein vollautomatisiertes Instrument, das in unserem Labor entwickelt wurde) und/oder Mikrodialysetasten für den Anbau großer hochwertiger Kristalle verwendet werden kann, basierend auf dem Wissen über das Kristallisationsphasendiagramm.
Der Einsatz der Neutronenmakromolekularen Kristallographie (NMX) expandiert rasant, wobei die meisten Strukturen in den letzten zehn Jahren ermittelt wurden, dank der Entwicklung neuer NMX-Strahllinien und der erhöhten Verfügbarkeit von Software zur Strukturverfeinerung. Die derzeit für NMX verfügbaren Neutronenquellen sind jedoch deutlich schwächer als die äquivalenten Quellen für die Röntgenkristallographie. Trotz Der Fortschritte in diesem Bereich werden immer deutlich größere Kristalle für Neutronenbeugungsstudien benötigt, insbesondere bei der Tendenz, immer größere Makromoleküle und Komplexe zu untersuchen. Weitere Verbesserungen der Methoden und Instrumente für den Anbau größerer Kristalle sind daher notwendig, um den Einsatz von NMX zu erweitern.
In dieser Arbeit stellen wir rationale Strategien und eine in unserem Labor entwickelte Kristallwachstumsbank (OptiCrys) vor, die Echtzeitbeobachtung durch eine mikroskopisch montierte Videokamera mit einer präzisen automatisierten Steuerung von Kristallisationslösungen (z. B. Niederschlagskonzentration, pH-Wert, Additiv, Temperatur) kombiniert. Wir zeigen dann, wie diese Temperatur- und chemische Zusammensetzung die Suche nach optimalen Kristallisationsbedingungen mit modelllöslichen Proteinen erleichtert. Eine gründliche Kenntnis des Kristallisationsphasendiagramms ist entscheidend für die Auswahl der Ausgangsposition und des kinetischen Pfades für jedes Kristallisationsexperiment. Wir zeigen, wie ein rationaler Ansatz die Größe und Anzahl der erzeugten Kristalle steuern kann, basierend auf dem Wissen über mehrdimensionale Phasendiagramme.
Das Verständnis der Struktur-Funktions-Beziehung von Proteinen und des Mechanismus physiologischer Pfade beruht oft darauf, die Positionen von Wasserstoffatomen (H) zu kennen und zu wissen, wie die Ladung innerhalb eines Proteins1,2übertragen wird. Da Wasserstoffatome Röntgenstrahlen schwach streuen, können ihre Positionen nur mit sehr hochauflösenden Röntgenbeugungsdaten (>1)3,4bestimmt werden. Umgekehrt kann die Neutronenkristallographie verwendet werden, um eine genaue Position von Wasserstoffatomen in biologischen Makromolekülen zu erhalten, da Wasserstoff- und Deuteriumatome(H2, Isotop von Wasserstoff) Streulängen von ungefähr gleicher Größe wie Sauerstoff, Stickstoff und Kohlenstoff5haben. Der Neutronenfluss aus verfügbaren Neutronenquellen ist jedoch schwächer als der von Röntgenstrahlen, so dass dies oft für2,3kompensiert werden muss. Dies kann durch den Austausch von H mitH2 und/oder die Erhöhung des Kristallvolumens erreicht werden, um die inkohärente Streuung von Wasserstoffen zu reduzieren und das Signal-Rausch-Verhältnis von Beugungsbildern zu erhöhen.
Es gibt verschiedene Kristallisationsansätze (das entsprechende schematische Phasendiagramm ist in Abbildung 1dargestellt), um große und hochwertige Kristalle sowohl für die Röntgen- als auch für die Neutronen-Bio-Makromolekularkristallographie6zu erhalten. Bei der Dampfdiffusion wird ein Tröpfchen, das aus einer Mischung aus einem Protein und einer Kristallisationslösung hergestellt wird, im Laufe der Zeit durch Verdunstung von Wasser oder anderen flüchtigen Arten gegen ein Reservoir ausgeglichen, das eine höhere Konzentration des Niederschlags derselben Kristallisationslösung enthält. Die Erhöhung der Proteinkonzentration und des Niederschlags im Tröpfchen führt zu der Für-spontane Keimbildung erforderlichen Übersättigung, gefolgt von Kristallwachstum an diesen Kernen6,7. Obwohl die Dampfdiffusion die am häufigsten verwendete Technik für den Anbau von Kristallen4ist, kann der Kristallisationsprozess nicht präzise gesteuert werden8. Bei der freien Grenzflächendiffusionsmethode diffundiert die Kristallisationslösung in eine konzentrierte Proteinlösung und lenkt das System sehr langsam in Richtung Übersättigung. Diese Methode kann als Batch-Methode mit einer langsamen Mischrate6,9,10,11,12betrachtet werden. Bei der Chargenmethode wird das Protein schnell mit einer Kristallisationslösung vermischt, die zu einer schnellen Übersättigung und damit zu einer gleichmäßigen Keimbildung mit vielen Kristallen3,7führt. Diese Methode macht etwa ein Drittel aller Strukturen aus, die derzeit in der Protein Data Bank deponiert sind. Die Dialysemethode wird auch für den Anbau hochwertiger und gut diffrierender Proteinkristalle eingesetzt. Bei der Dialysemethode diffundieren Moleküle von Niederschlagsmitteln aus einem Reservoir durch eine halbdurchlässige Membran in eine separate Kammer mit der Proteinlösung. Die Kinetik des Gleichgewichts hängt von verschiedenen Faktoren ab, wie Temperatur, Membranporengröße und Volumen und Konzentration von Proteinproben und Kristallisationsmitteln6.
Kristallisationsphasendiagramme können verwendet werden, um verschiedene Zustände eines Proteins als Funktion der verschiedenen physikalischen oder chemischen Variablen3zu beschreiben. Wie in Abbildung 1dargestellt, kann jede Kristallisationstechnik so visualisiert werden, dass sie eine andere kinetische Flugbahn verwendet, um die Kern- und metastabilen Zonen eines solchen Diagramms6,10,13zu erreichen. Dies liefert Informationen über die Proteinlöslichkeit und die Proteinkonzentration, bei der ein thermodynamisches Gleichgewicht zwischen Kristall und Lösung beobachtet wird, wodurch die optimalen Bedingungen für Keimbildung und Wachstum gefunden werden3,14. In einem zweidimensionalen Phasendiagramm wird die Proteinkonzentration als Funktion einer Variablen dargestellt und die anderen Variablen werden konstantgehalten 15. In einem solchen Phasendiagramm, wenn die Proteinkonzentration unterhalb der Löslichkeitskurve liegt, befindet sich die Lösung in der untergesättigten Region und es tritt kein Keimbildung oder Kristallwachstum auf. Oberhalb dieser Kurve befindet sich die Übersättigungszone, in der die Proteinkonzentration höher ist als die Löslichkeitsgrenze3,14. Dies wird weiter in drei Regionen unterteilt: die metastabile Zone, die spontane Keimungszone und die Niederschlagszone. In der metastabilen Zone reicht eine Übersättigung nicht aus, um innerhalb einer angemessenen Zeit eine Keimbildung zu ermöglichen, aber das Wachstum von Samenkristallen kann stattfinden. Aggregation und Niederschlag werden in der Niederschlagszone bevorzugt, wo die Übersättigung zu hoch ist14,15.
Wenn eine ausreichende Übersättigung für eine spontane Keimbildung erreicht ist, erscheinen die ersten Kerne10. Das Wachstum von Kristallen führt zu einer Verringerung der Proteinkonzentration, bis die Löslichkeitsgrenze erreicht ist. Solange die Übersättigung in der Nähe der Löslichkeitskurve bleibt, wird sich die Größe der Kristalle nicht wesentlich ändern. Es hat sich jedoch gezeigt, dass Schwankungen der Temperatur und chemischen Zusammensetzung der Kristallisationslösung (z. B. die Konzentration des Niederschlags) die Proteinlöslichkeit beeinflussen und zur Einleitung eines weiterenKristallwachstums8,13,16führen können.
Da die Dialyse für ein hochwertiges Kristallwachstum von Vorteil ist, wurde die in Abbildung 2dargestellte OptiCrys Kristallisationsbank in unserem Labor entwickelt und entwickelt, um die Kristallisation vollautomatisch zu steuern8. Zu diesem Zweck wurde mit LabVIEW eine Software geschrieben, die die Steuerung und Überwachung der Temperatur einer fließenden Reservoir-Dialyse-Einrichtung in Kontakt mit Peltier-Elementen über eine elektronische Steuerung und einen Kühler ermöglicht. Dieselbe Software reguliert auch automatisch die chemische Zusammensetzung der Kristallisationslösung (z.B. den Austausch von Kristallisationsmitteln) mit einem Mehrkanal-Fluidsystem. Zusätzlich werden eine Digitalkamera und ein invertiertes Mikroskop verwendet, um den Kristallisationsprozess zu visualisieren und aufzuzeichnen. Für den Anbau von Kristallen für unterschiedliche Zwecke stehen zwei Kristallisationskammern mit 15 L- und 250-L-Volumen zur Verfügung. Da der Kristallisationsprozess reversibel ist, ist ein Screening auf verschiedene Bedingungen mit nur wenigen Mikrolitern der Proteinlösung möglich, solange die Probe nicht beschädigt ist8. Daher minimiert die Verwendung dieser Methode die Menge des verwendeten Proteinmaterials.
Aus früheren Arbeiten8ist es offensichtlich, dass während des Kristallwachstumsprozesses in situ Beobachtungen in regelmäßigen Zeitabständen durchgeführt werden müssen. Diese können je nach Beobachtungsereignis (Niederschlag, Keimbildung oder Kristallwachstum) von wenigen Sekunden bis zu mehreren Tagen reichen.
Die Optimierung des Kristallwachstums mit OptiCrys basiert auf temperaturumfällten Konzentrationsphasendiagrammen. Bei Proteinen mit Löslichkeit als direkte Temperaturfunktion ist es möglich, das Aussalzungsregime18zu nutzen. Hier verringert die Erhöhung der Ionenstärke der Lösung, die mit protein-gefällten Phasendiagrammen visualisiert werden kann, die Löslichkeit des Proteins. Ebenso können Proteine mit inverser Löslichkeit das Einsalzungsregime18nutzen. Die Keimbildung findet in der Keimungszone, in der Nähe der metastabilen Zone statt, und das Kristallwachstum findet dann in der metastabilen Zone des Phasendiagramms statt, bis die Proteinkonzentration die Löslichkeitsgrenze erreicht. Wie in Abbildung 3Adargestellt, kann bei konstanter chemischer Zusammensetzung die Temperatur verringert werden, um die Kristallisationslösung in der metastabilen Zone zu halten, um eine neue Keimbildung zu verhindern. Kristalle wachsen, bis das zweite Kristall/Lösungsgleichgewicht erreicht ist und danach keine weitere Zunahme der Kristallgröße beobachtet wird. Die Temperatur wird mehrmals verringert, bis die Kristalle die gewünschte Größe erreichen. In Abbildung 3B, bei konstanter Temperatur, hält die Erhöhung der Niederschlagskonzentration die Lösung in der metastabilen Zone. Dieser Prozess kann dann mehrmals wiederholt werden, um große Kristalle zu erhalten. Die Änderung der Temperatur und die Manipulation der KristallisationslösungBedingungen, durch die Kontrolle der Übersättigungsniveaus, sind zwei leistungsstarke Werkzeuge für die Trennung von Keimbildung und Wachstum von Kristallen, die präzise und automatisch von OptiCrys5,8,14gesteuert werden.
Beispiele für Proteinkristalle, die durch temperaturgesteuerte oder temperatur- und niederschlagsgesteuerte kristallisation angebaut werden, sowie relativen Beugungsdaten sind in der Literatur und im PDB verfügbar. Darunter sind menschliche γ-Crystallin E, PA-IIL-Lectin, Hefe anorganische Pyrophosphatase, Urateoxidase, menschliche Kohlensäureanhydrase II, YchB-Kinase, und Lactat-Dehydrogenase5,14,17,18.
Obwohl OptiCrys von NatX-ray kommerzialisiert wurde, gibt es viele Laboratorien, die keinen Zugang zu diesem Instrument oder zu dem seriellen Ansatz haben, den es bietet. Die Alternative zu dieser Technik ist die Verwendung handelsüblicher Kunststoff-Mikrodialyseknöpfe mit unterschiedlichen Volumina. Mit diesen können Temperatur und chemische Zusammensetzung manuell eingestellt und variiert werden. Die Inspektion von Mikrodialyseknöpfen kann nicht vor Ort durchgeführt werden und muss stattdessen manuell mit einem optischen Mikroskop durchgeführt werden. Die Temperaturregelung kann erreicht werden, indem die Probe in einem vibrationsfreien, temperaturgeregelten Inkubator gehalten wird. Es ist wichtig, die Temperatur konstant zu halten, um sicherzustellen, dass Kristallisationsexperimente reproduzierbar sind. Erhebliche Temperaturschwankungen können auch zu Beschädigungen oder Zerstörungen von Kristallen führen5.
Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Beschreibung der Probenvorbereitung und des Einsatzes von Steuerungssoftware für das Wachstum großer, hochwertiger Kristalle bereit, die für die Neutronenproteinkristallographie geeignet sind. Dieses Schritt-für-Schritt-Verfahren wurde entwickelt, um das Kristallisationsphasendiagramm zu nutzen, um eine Startposition und einen kinetischen Pfad auszuwählen, um die Größe und die Qualität der erzeugten Kristalle zu steuern. Darüber hinaus wird ein detailliertes Protokoll für den Anbau von Kristallen mit Mikrodialyseknöpfen vorgestellt, das die gleiche Begründung verwendet, um große, hochwertige Kristalle zu erhalten.
Verschiedene physikalische, chemische und biologische Variablen beeinflussen die Proteinkristallisation, indem sie die Proteinlöslichkeit beeinflussen21. Unter diesen Variablen werden hier Temperatur und chemische Zusammensetzung der Kristallisationslösung in Kombination mit Dialysetechnik verwendet, um große hochwertige Kristalle von Biomakromolekülen für Neutronenbeugungsstudien zu verbessern und zu züchten. Durch die Verwendung von Kenntnissen von Phasendiagrammen wird die Kristallisation vorhersehbarer. Obwohl auch das Screening unterschiedlicher Kristallisationsbedingungen in einem seriellen Ansatz möglich ist, besteht das Hauptziel der Verwendung der vorgestellten rationalen Ansätze darin, die Kinetik der Kristallkernbildung und des Wachstums zu trennen und zu kontrollieren.
Ähnlich wie bei allen Kristallisationsstudien erhöhen hochwertige reine und homogene Proteinproben und staubfreie Kristallisationslösungen die Erfolgsrate des Experiments. Filtration und Zentrifugation von Lösungen sind wesentliche Schritte in den beschriebenen Protokollen. Die Kenntnis der physikalisch-chemischen Eigenschaften der untersuchten Proteine wie das Molekulargewicht (zur Wahl der geeigneten Dialysemembran), der isoelektrische Punkt und die Proteinlöslichkeit sind entscheidend für die Entwicklung eines optimalen Kristallwachstumsexperiments. Außerdem muss die Proteinstabilität bei unterschiedlichen Temperaturen oder mit unterschiedlichen Chemikalien berücksichtigt werden, um Probenverlust zu verhindern und die Erfolgswahrscheinlichkeit zu erhöhen. Unter Berücksichtigung des Temperaturbereichs von OptiCrys (233.0–353.0 ± 0.1 K) kann mit ihm ein breites Spektrum an Proteinen kristallisiert werden. Aber es lohnt sich zu betonen, dass Proteine, die in erster Linie thermostabil sind, wie Proteine aus thermophilen Quellen, am meisten von temperaturgeregelten großvolumigen Kristallwachstumsexperimenten profitieren würden, die von diesem Instrument angeboten werden.
Mit einer niedervolumigen Dialysekammer (bei Verwendung von OptiCrys) oder Mikrodialyseknöpfen und Demonsierung mehrerer Temperaturen und Kristallisationsbedingungen (z. B. Raster mit Niederschlagskonzentration oder pH) ist es möglich, Informationen über die Position der Grenze der metastabilen Zone (kinetisches Gleichgewicht zwischen Keimbildung und metastabilen Zonen) zu erhalten. Dies ist von unschätzbarem Wert, wenn ein erfolgreiches Kristallwachstumsexperiment speziell für neue Proteinkandidaten in der Kristallisation entwickelt wird. Ohne diese Informationen können Experimente aus einem Bereich des Phasendiagramms mit hoher Übersättigung beginnen, zu weit von der Grenze der metastabilen Zone entfernt, um die Kristallkernbildung leicht zu kontrollieren. Obwohl bei Proteinen mit reduzierter Thermostabilität die Auflösung des Proteinausfällungs versucht werden kann, z. B. durch Erhöhung der Temperatur bei direkter Löslichkeit, kann die Beibehaltung der Probe bei hoher Temperatur für einen längeren Zeitraum die Proteinfällung irreversibel machen. Daher besteht die beste Strategie darin, eine Ausgangsbedingung mit geringerer Übersättigung in der Nähe der Grenze der Metastabilität zu verwenden, wo die Keimbildung kontrolliert und Proteinfällungen vermieden werden können. Entsprechend verringert das Kristallisations-Prescreening die Wahrscheinlichkeit, dass ein Protein in der Dialysekammer ausfällt, und erhöht die Erfolgsrate des Experiments.
Nach dem Entwerfen eines Experiments ist die Vorbereitung von Dialysekammern (OptiCrys) oder Mikrodialyseknöpfen ein weiterer wichtiger Schritt. Die Verhinderung der Bildung von Luftblasen in der Dialysekammer/Knopf erhöht die Chance auf eine erfolgreiche Kristallisation, insbesondere wenn kleine Volumina verwendet werden. Das Vorhandensein von Luftblasen in der Dialysekammer kann auch die Kinetik des Kristallisationsprozesses verändern und die Reproduzierbarkeit des Experiments verringern (weil die Protein-/Lösungskontaktfläche modifiziert wurde). Nicht nur Protein, sondern auch Kristallisationslösung kann den Erfolg des Experiments beeinflussen. Die Verwendung neuer 50 ml Rohre für das Pumpsystem jedes Mal, wenn man ein neues Experiment starten will und Waschen Vonrohre nach jedem Experiment verringert die Chance der Kontamination und vermeidet die Bildung von Salzkristallen im Gerät.
Die Verwendung von Mikrodialyse-Tasten ist eine Alternative, wenn OptiCrys nicht verfügbar ist. Die oben genannten Strategien zur Optimierung der Kristallisation und zur Überwachung des Kristallwachstums müssen manuell durchgeführt werden. Typischerweise erfordert dies, dass man sich außerhalb eines thermoregulierten Inkubators befindet, was problematisch sein kann, wenn die Temperaturregulierung ein kritischer Schritt in der beschriebenen Methodik ist. Dies erleichtert nicht die Veränderung der chemischen Zusammensetzung der Kristallisationslösungen oder die Überwachung des Kristallwachstums durch Bildgebung, so dass der Kristallwachstumsprozess nicht in Echtzeit gesteuert werden kann.
Die Kenntnis des Phasendiagramms ist die Grundlage für die Verwendung der Kristallisationsbank OptiCrys, um systematisch große, hochwertige Kristalle automatisiert anzubauen. Die Kontrolle physikalisch-chemischer Parameter wie Temperatur, Niederschlagskonzentration und pH-Wert während der Kristallisation verschiebt das Protein-Lösungs-Gleichgewicht in einer genau definierten kinetischen Bahn über das Phasendiagramm. Ergänzt wird dies durch den Einsatz einer Dialysemembran zur Einstellung des Massentransports und zur Schaffung eines kontrollierten Gradienten in der Kristallisationskammer, der die Größe und Qualität der Kristalle beeinflusst. Daher ist die Verwendung sowohl thermodynamischer Daten als auch kinetischer Bahnen unerlässlich, um den Kristallisationsprozess zu steuern, um hochwertige Kristalle zu züchten. Dank OptiCrys können systematische Phasendiagramme in einem multidimensionalen Raum mit einem seriellen Ansatz mit deutlich weniger Material als bisher untersucht werden. Um diese Methodik zu demonstrieren, stellen wir hier eine Fallstudie mit einem Modellprotein, Huhn Ei-weiß Lysozym. Durch die Verwendung und Beherrschung des hier vorgestellten Protokolls kann man es für echte Proteinsysteme5,14,17,18anpassen.
The authors have nothing to disclose.
MBS bestätigt die Unterstützung durch den LABEX VALO GRAL im Rahmen des Vertrags 2015. NJ würdigt das International Doctoral Research Program (Irtelis) der CEA für das PhD Fellowship. Die Autoren würdigen die Finanzierung aus dem Forschungs- und Innovationsprogramm Horizont 2020 der Europäischen Union im Rahmen der Marie-Skodowska-Curie-Zuschussvereinbarung mit der Nummer 722687. Die Autoren sind auch Dr. Esko Oksanen (ESS, Lund) und Dr. Jean-Luc Ferrer (IBS, Grenoble) für hilfreiche Gespräche und Einblicke dankbar. Die IBS erkennt die Integration in das Interdisziplinäre Forschungsinstitut von Grenoble (IRIG, CEA) an.
200 µl Dialysis Button | Hampton Research | HR3-330 | Dialysis button |
24 well plates | Jena Bioscience | CPL-132 | Crystallization plate |
2-Switch | FLUIGENT | 2SW001 | Switch |
30 μl Dialysis Button | Hampton Research | HR3-324 | Dialysis button |
50 mL Corning Centrifuge tubes | Sigma-Aldrich | CLS430828-500EA | Centrifuge tubes |
Acetic acid | Sigma-Aldrich | S2889 | Chemical |
Chicken Egg White Lysozyme | Sigma-Aldrich | L6876 | Lyophilized protein powder |
Dialysis Membrane Discs 6-8 kDa MWCO | Spectrum | 132478 | Dialysis membrane |
Dialysis Membrane Tubing 6-8 kDa MWCO | Spectrum | 132650T | Dialysis membrane |
Microcentrifuge | Eppendorf | Minispin | Bench-top centrifuge |
Flow Unit | FLUIGENT | FLU-XL | Flow meter |
Flowboard | FLUIGENT | FLB | Flowboard |
Microfluidic Flow Control System EZ | FLUIGENT | EZ-01000002 | Pressure/vacuum controller |
MilliporeSigma 0.22 µm syringe Filters | Millipore | GSWP04700 | 0.22 μm pore size filter |
M-Switch | FLUIGENT | MSW002 | Rotary valve |
Opticrys | NatX-ray | PRT008 | Crystallization bench |
Siliconized circle cover slides | Hampton Research | HR3-231 | Glass slides |
Sodium Chloride ≥ 99% | Sigma-Aldrich | 746398 | Chemical |
Switchboard | FLUIGENT | SWB002 | Switchboard |
Thermoregulated incubator | Memmert | IPP30 | Thermoregulated incubator |