Questo protocollo presenta un flusso di lavoro per la visualizzazione 2D sub-mm di più specie di nutrienti inorganici labili e soluti contaminanti utilizzando gradienti diffusivi in pellicole sottili (DGT) combinati con l’imaging della spettrometria di massa. Il campionamento del soluto e l’analisi chimica ad alta risoluzione sono descritti in dettaglio per la mappatura quantitativa dei soluti nella rizosfera delle piante terrestri.
Descriviamo un metodo per la visualizzazione bidimensionale (2D) e la quantificazione della distribuzione di nutrienti inorganici labili (cioè reversibilmente adsorbiti) (ad esempio, P, Fe, Mn) e contaminanti (ad esempio, As, Cd, Pb) specie di soluto nel terreno adiacente alle radici delle piante (la ‘rizosfera’) a risoluzione spaziale sotto millimetro (~100 μm). Il metodo combina il campionamento del soluto a base di lavandino mediante i gradienti diffusivi nella tecnica delle pellicole sottili (DGT) con l’analisi chimica risolta spazialmente mediante spettrometria di massa plasmatica accoppiata induttivamente all’ablazione laser (LA-ICP-MS). La tecnica DGT si basa su idrogel sottili con fasi di legame aliticamente selettive distribuite in modo omogeneo. La varietà di fasi di rilegatura disponibili consente la preparazione di diversi tipi di gel DGT seguendo semplici procedure di fabbricazione del gel. Per l’impiego di gel DGT nella rizosfera, le piante vengono coltivate in contenitori di crescita piatti e trasparenti (rizotroni), che consentono un accesso invasivo minimo a un sistema radicale coltivato nel suolo. Dopo un periodo di pre-crescita, i gel DGT vengono applicati a regioni selezionate di interesse per il campionamento del soluto in situ nella rizosfera. Successivamente, i gel DGT vengono recuperati e preparati per successive analisi chimiche dei soluti legati utilizzando l’imaging line-scan LA-ICP-MS. L’applicazione della normalizzazione interna con 13C e la calibrazione esterna utilizzando standard di gel abbinati a matrice consentono ulteriormente la quantificazione dei flussi di soluto 2D. Questo metodo è unico nella sua capacità di generare immagini 2D quantitative su scala sub-mm di flussi di soluto multi-elemento in ambienti suolo-pianta, superando la risoluzione spaziale raggiungibile di altri metodi per misurare sostanzialmente i gradienti di soluto nella rizosfera. Presentiamo l’applicazione e la valutazione del metodo per l’imaging di più specie di soluto cationico e anionico nella rizosfera delle piante terrestri ed evidenziamo la possibilità di combinare questo metodo con tecniche complementari di imaging del soluto.
L’acquisizione di nutrienti da parte delle piante coltivate è un fattore chiave per determinare la produttività delle colture. I processi che regolano l’assorbimento efficiente dei nutrienti da parte delle colture sono stati studiati intensamente, in particolare i meccanismi che controllano la disponibilità di nutrienti e l’internalizzazione dei nutrienti da parte delle radici delle piante nell’interfaccia suolo-radice, la rizosfera, sono riconosciuti per il loro ruolo nell’acquisizione dei nutrienti delle colture. I processi importanti per l’assorbimento dei nutrienti vegetali includono: trasporto di nutrienti verso la radice; equilibri dinamici di assorbimento tra le specie disciolte nell’acqua dei pori del suolo e le specie legate a superfici solide del suolo; competizione microbica per i nutrienti; mineralizzazione microbica dei nutrienti contenuti nella materia organica del suolo; e l’internalizzazione dei nutrienti nel simplasma radicale. L’assorbimento di contaminanti inorganici in metallo traccia (oid) è in gran parte controllato dagli stessi meccanismi.
A seconda della disponibilità di nutrienti e contaminanti, della domanda e della diffusività delle piante nel suolo, è possibile osservare modelli nutritivi differenziali nella rizosfera. Per elementi fortemente assorbenti con tassi di internalizzazione relativamente elevati (ad esempio, P, Fe, Mn, Zn, As, Cd, Pb), si trova l’esaurimento della frazione dell’elemento labile (cioè reversibilmente adsorbito) rispetto al terreno sfuso, con larghezze della zona di esaurimento spesso ≤1 mm, mentre per nutrienti più mobili come NO3–, le zone di esaurimento possono estendersi fino a diversicentimetri 1. Inoltre, l’accumulo di elementi come Al e Cd è stato osservato quando la disponibilità supera i tassi di assorbimento degliimpianti 2,3.
Data l’importanza dei processi della rizosfera nel ciclo dei nutrienti e dei contaminanti, sono state sviluppate diverse tecniche per misurare la frazione di elementi disponibile per le piantead alta risoluzione spaziale 4,5. Tuttavia, misurare distribuzioni di soluti labili su piccola scala si è dimostrato impegnativo per diversi motivi. Una delle maggiori difficoltà è campionare volumi molto piccoli (bassa gamma di μL) di suolo e/o acqua di poro in posizioni definite adiacenti alle radici delle piante viventi per risolvere i ripidi gradienti nutritive nella rizosfera. Un approccio per affrontare questo problema è quello di utilizzare coppe di micro-aspirazione per l’estrazione di campioni di acqua poro6. Con questo metodo, A. Göttlein, A. Heim e E. Matzner7 misuravano le concentrazioni di nutrienti nell’acqua dei pori del suolo in prossimità delle radici di Quercus robur L. ad una risoluzione spaziale di ~1 cm. Una difficoltà nell’analizzare i volumi μL della soluzione del suolo o del suolo è che questi piccoli volumi di campioni, in combinazione con le basse concentrazioni di tutte le specie nutritive tranne le principali, richiedono tecniche di analisi chimiche altamente sensibili.
Un sistema alternativo, in grado di risolvere i gradienti nutritive a una risoluzione fino a ~ 0,5 mm, è quello di far crescere un tappetino sulla superficie di un blocco di terreno, con un sottile strato di membrana idrofila che separa ilterreno dalle radici 8,9. In questa configurazione, i soluti possono passare attraverso la membrana e le radici possono assumere nutrienti e contaminanti dal terreno mentre gli essudati delle radici possono diffondersi nel terreno. Dopo la creazione di uno strato di radice denso, il blocco del suolo può essere campionato e tagliato a campioni di terreno ottenuti per la successiva estrazione di frazioni di elementi. In questo modo, è possibile analizzare i nutrienti unidimensionali e i gradienti contaminanti, medi su un’area relativamente grande (~ 100 cm2).
Un’altra sfida consiste nell’ottenere campioni della frazione di elemento labile disponibile nelle piante, poiché la maggior parte delle tecniche chimiche di estrazione del suolo funzionano in modo molto diverso rispetto ai meccanismi con cui le piante assovono nutrienti e contaminanti. In molti protocolli di estrazione del suolo, il terreno viene mescolato con una soluzione estrattiva con l’obiettivo di stabilire un (pseudo-)equilibrio tra frazione di elementi disciolti e sorbiti. Tuttavia, le piante interiorizzano continuamente i nutrienti e, quindi, spesso esaurono progressivamente il suolo della rizosfera. Sebbene i protocolli di estrazione dell’equilibrio siano stati ampiamente adottati come test del suolo in quanto facili da implementare, la frazione nutritiva estratta spesso non rappresenta bene la frazione nutritiva disponibile per lepiante10,11,12,13. I metodi di assorbimento che esaurivano continuamente il terreno campionato per i nutrienti sono stati proposti come metodi vantaggiosi e possono assomigliare meglio al meccanismo di assorbimento dei nutrienti sottostante imitando i processi diassorbimento delle radici 10,11,14,15.
Oltre ai metodi sopra descritti, sono state sviluppate vere e proprie applicazioni di imaging, in grado di misurare mappe di parametri continui con risoluzioni ≤100 μmattraverso campi visivi di diversi cm 2 per elementi specifici e parametri (bio)chimicidel suolo 5. L’autoradiografia può essere utilizzata per immaginare la distribuzione degli elementi nella rizosfera a condizione che siano disponibili radioisotopiadatti 16. Gli optodi planari consentono la visualizzazione di importanti parametri chimici del suolo come pH e pO217,18,19e l’attività enzimatica o le distribuzioni totali delle proteine possono essere mappati utilizzando tecniche di imaging di indicatori fluorescenti come la zimografia delsuolo 20,21,22,23 e / o metodi di soffiatura delle radici24. Mentre la zimografia e l’autoraitografia sono limitate alla misurazione di un singolo parametro alla volta, l’imaging pH e pO2 usando optodi planari può essere fatto contemporaneamente. Le tecniche più tradizionali del tappetino radice forniscono solo informazioni 1D, mentre le coppe di micro aspirazione forniscono misurazioni dei punti o informazioni 2D a bassa risoluzione, tuttavia entrambi gli approcci consentono l’analisi multi-elemento. Più recentemente, P. D. Ilhardt, etal.
L’unica tecnica in grado di campioare in modo mirato 2D più soluti nutritivi e contaminanti ad alta risoluzione spaziale sono i gradienti diffusivi nella tecnica delle pellicole sottili (DGT), un metodo di campionamento a base di lavandino che immobilizza le specie di labile trace metal (loid) in situ su un materiale legante incorporato in uno strato di idrogel26,27. La DGT è stata introdotta come tecnica di speciazione chimica per la misurazione dei soluti labili nei sedimenti e nelle acque, ed è stata presto adottata per il suo utilizzo nei suoli28. Consente l’imaging di soluto multi-elemento in scala sub-mm, che è stato inizialmente dimostrato in un sedimentofluviale 29,ed è stato ulteriormente sviluppato per la sua applicazione nelle rizosferevegetali 30,31,32,33.
Per il campionamento DGT, un foglio di gel di dimensioni di circa 3 cm x 5 cm viene applicato su una singola radice vegetale che sta crescendo nello strato superficiale di un blocco di terreno, con una membrana idrofila che separa il gel dal terreno. Durante il tempo di contatto, i nutrienti labili e/o contaminanti si diffondono verso il gel e sono immediatamente legati dal materiale legante incorporato nel gel. In questo modo, un gradiente di concentrazione, e quindi un flusso netto continuo verso il gel viene stabilito e prevalso durante il tempo di campionamento. Dopo il campionamento, l’idrogel può essere rimosso e analizzato utilizzando una tecnica chimica analitica che consente un’analisi risolta spazialmente. Una tecnica altamente specializzata e frequentemente utilizzata a questo scopo è la spettrometria di massa plasmatica accoppiata induttivamente all’ablazione laser (LA-ICP-MS). In alcuni primi studi, è stata utilizzata anche l’emissione di raggi X indotta da micro particelle (PIXE)29. Il campionamento DGT combinato con l’analisi LA-ICP-MS consente l’imaging chimico multi-elemento a una risoluzione spaziale di ~ 100 μm. Se si impiegano tecniche ICP-SM altamente sensibili (ad esempio, PIC-SM sul campo di settore), è possibile ottenere limiti di rilevamento eccezionalmente bassi. In uno studio sull’effetto della liming sull’assorbimento di Zn e Cd da parte del mais15, siamo stati in grado di mappare cd labile nella rizosfera di mais in terreno incontaminato con un limite di rivelazione di 38 pg cm-2 di Cd per area gel. La DGT, gli optodi planari e la zimografia si basano sulla diffusione dell’elemento bersaglio dal suolo in uno strato di gel, che può essere sfruttato per l’applicazione combinata di questi metodi al fine di immaginare contemporaneamente, o consecutivamente, un gran numero di parametri rilevanti per l’assorbimento di nutrienti e contaminanti vegetali. Informazioni dettagliate sugli aspetti chimici analitici dell’imaging DGT, sul potenziale di combinazione della DGT e di altri metodi di imaging e sulle sue applicazioni sono esaminate in modo completo nellarif.
In questo articolo descriviamo come eseguire un esperimento di imaging del soluto utilizzando la tecnica DGT sulle radici delle piante terrestri in un ambiente del suolo insaturo, tra cui coltivazione di piante, fabbricazione di gel, applicazione di gel, analisi del gel e generazione di immagini. Tutti i passaggi sono elaborati in dettaglio, comprese le note sui passaggi critici e le alternative sperimentali.
Il protocollo di imaging del soluto qui presentato è un metodo versatile per visualizzare e quantificare i flussi di nutrienti e contaminanti 2D negli ambienti suolo-pianta. È unico nella sua capacità di generare immagini multi-elemento su scala sub-mm di specie di soluto labile all’interfaccia suolo-radice, superando l’ottenibile risoluzione spaziale di metodi alternativi per misurare i gradienti di soluto nella rizosfera sostanzialmente4. L’approccio mirato di campionamento in situ della DGT, in combinazione con un metodo di analisi chimica altamente sensibile come LA-ICP-MS, facilita lo studio dettagliato della dinamica del flusso di soluto attorno alle singole radici vegetali coltivate nel suolo o in substrati simili. A causa del processo di campionamento a base di lavandino, le immagini ottenute riflettono la labilità dei soluti visualizzati, e quindi sono una stima della lorodisponibilità dell’impianto 10. Sebbene la misurazione dei flussi di soluto inerente al metodo ofmichi notevoli vantaggi come l’interpretabilità come frazioni nutritive disponibili per le piante, le misurazioni del flusso sono molto meno dirette da comprendere rispetto alle misurazioni della concentrazione di acqua porewater. La geometria di campionamento DGT standard nelle applicazioni del suolo sfuso (in particolare i gel di diffusione spessi 0,8 mm utilizzati in tale configurazione) consente di confrontare l’effettiva concentrazione di acqua poro, csolne una stima della concentrazione di acqua di poro media nel tempo mediante una misurazione DGT alla rinfusa, cDGT, e per l’interpretazione di questi parametri per quanto riguarda la dinamica di rifornimento di una specie di soluto. Tuttavia, tale confronto non può essere fatto sulla base di applicazioni DGT di imaging con strati di diffusione molto sottili, poiché i valori cDGT derivati sono irrealisticamente piccoli34. I risultati dell’imaging DGT non sono quindi sempre semplici e rapidi da interpretare e spesso non sono direttamente paragonabili alle misurazioni più convenzionali della concentrazione di acqua di poro.
Quando si applica il metodo, alcuni passaggi critici devono essere attentamente considerati, principalmente relativi al riempimento e all’irrigazione dei contenitori di crescita del rizotrone. Durante il riempimento del terreno nel rizotrone, è molto importante evitare di compattare troppo il terreno, poiché le radici delle piante non possono penetrare terreno fortemente compattato e la crescita delle radici sarà inibita. Abbiamo osservato radici evitando terreno fortemente compattato e crescendo lungo i bordi interni del contenitore di crescita del rizotrone, dove il terreno è solitamente meno compattato. In questo caso, le singole radici situate al centro dei rizotroni, dove i gel DGT possono essere applicati comodamente, potrebbero non svilupparsi affatto, inibendo efficacemente l’applicazione di gel di successo. Nel nostro laboratorio, l’esperienza ha dimostrato che densità di massa del suolo secco di 1,0-1,4 g cm-3 consentono uno sviluppo delle radici senza ostacoli. Inoltre, un’eccessiva compattazione del suolo è anche una potenziale fonte di manufatti per quanto riguarda la solubilità degli elementi sensibili ai redox e delle specie associate biogeochimicamente. Poiché il volume totale dei pori viene ridotto e la distribuzione del diametro dei pori viene spostata verso diametri inferiori in terreni altamente compattati, è disponibile meno volume di pori di diametro maggiore riempito d’aria, il che può portare a condizioni riduttive localmente. Di conseguenza, gli ossidi MnIII/IV– e FeIII– possono essere ridotti, portando ad un aumento dei flussi Mn2+ e Fe2+. La dissoluzione degli ossidi di Fe, che sono importanti siti di assorbimento, ad esempio per fosfati e micronutrienti, può liberare le specie assorbite e/o co-precipitate e quindi causare flussi artificialmente elevati delle specie associate biochimicamente. Un problema simile può sorgere se i contenitori di crescita vengono annaffiati troppo. L’evaporazione attraverso la piccola superficie del suolo nella parte superiore del contenitore di crescita è bassa e il terreno può rimanere saturo d’acqua fino a diverse settimane dopo la semina, il che può anche causare manufatti redox.
Un’altra considerazione importante è la funzionalità chimica del gel legante HR-DGT fabbricato. Seguendo il protocollo, si ottengono gel sottili con una distribuzione omogenea delle fasi di legame. Se i gel hanno aree di distribuzione di materiale disomogeneo (ad esempio, fori nel gel o aggregati di fasi di legame) queste aree devono essere rimosse o, se troppo estese, il protocollo di fabbricazione del gel deve essere ripetuto. Se preparato correttamente, il gel deve essere in grado di legare le specie bersaglio di soluto che si diffondono nel gel immediatamente e quantitativamente27, che è determinato dalla capacità di legame del gel specifico dell’aalita. Sebbene il superamento della capacità del gel sia meno problematico nei terreni incontaminati, dovrebbe essere considerato nei terreni contaminati da metalli e negli ambienti del suolo salino. La saturazione delle fasi di legame del gel non solo comprometterà il campionamento quantitativo del soluto, ma si tradurrà anche in una diffusione laterale dei soluti tra le fasi di legame nel gel, portando a una localizzazione indefinita delle caratteristiche del flusso di soluto su piccola scala. Pertanto, se nell’ambiente del suolo bersaglio sono previste quantità molto elevate di specie di nutrienti/contaminanti labili, devono essere effettuate prove preliminari. Per la stima dei carichi DGT previsti, è possibile applicare il campionamento del pistone DGT del suolo sfuso seguito dall’eluizione del gel e dall’analisichimico-umida 15,49. Se necessario, i tempi di implementazione della DGT possono essere regolati per ridurre il tempo di contatto del gel ed evitare così la saturazione del gel al di sopra delle soglie di capacità. Al contrario, i test preliminari possono anche essere utili per identificare i tempi di contatto del gel richiesti e/o le sensibilità LA-ICP-MS se sono previsti carichi di soluti molto bassi, il che può essere importante per la mappatura dei soluti degli oligoelementi ai livelli di fondo naturalidel suolo 15. Inoltre, il corretto funzionamento del gel DGT deve essere verificato prima della sua applicazione sperimentale attraverso il caricamento controllato dei gel nella preparazione degli standard di calibrazione DGT LA-ICP-MS. Lo standard gel fornisce un caricamento dell’alita di gel di riferimento abbinato a matrice che può essere utilizzato per valutare se il caricamento del gel campione determinato da LA-ICP-MS rientra nell’intervallo previsto. Se non è in grado di ottenere un segnale diverso dal rumore di fondo vuoto del gas e del metodo, l’operatore deve assicurarsi che siano state implementate le procedure di laboratorio per l’analisi degli oligoelementi e che tutte le fasi del protocollo siano state eseguite correttamente. A volte, il gel DGT viene accidentalmente capovolto dopo il campionamento del soluto con il lato carico esposto al suolo rivolto verso la piastra di vetro piuttosto che verso il raggio laser, con conseguente bassa intensità del segnale e caratteristiche erroneamente capovolte nelle immagini finali del flusso di soluto.
Durante l’analisi LA-ICP-MS, viene generata una grande quantità di dati, che richiede molto tempo per essere valutata. Nel nostro laboratorio, utilizziamo script di valutazione dei dati internamente su misura per il nostro formato di output dei dati di destinazione utilizzando un software standard per fogli di calcolo. Dopo l’ordinamento e la calibrazione semi-automatizzati, il plottaggio delle immagini viene condotto utilizzando strumenti open source di analisi delle immagini ad accesso aperto (ImageJ, Fiji50). Questo approccio consente il pieno controllo sull’ordinamento, la valutazione e la presentazione dei dati, il che è essenziale perché i dati raccolti corrispondono a pixel rettangolari e non quadratici, che devono essere visualizzati correttamente nelle mappe del soluto generate. Inoltre, durante l’elaborazione dei dati, qualsiasi interpolazione di pixel dovrebbe essere accuratamente evitata. L’interpolazione dei pixel porta a gradienti smussati nelle immagini chimiche, con conseguente ammorbidimento delle caratteristiche di distribuzione degli elementi spesso circolari ed è quindi un’alterazione indesiderata dei dati originali. L’interpolazione dei pixel è una procedura standard per ridimensionare e ri-formattare le operazioni in molti prodotti software di elaborazione delle immagini, ma può essere deselezionata di solito.
In conclusione, il metodo descritto è un progresso significativo per comprendere la dinamica dei nutrienti e dei contaminanti nei sistemi naturali suolo-rizosfera-pianta. Oltre alle applicazioni solo DGT, il metodo può essere combinato con altre tecniche di imaging basate sulla diffusione come optodi planari3,33,42,43,48,51 e zimografia20,21,22,23,24e può essere ulteriormente sviluppato per includere elementi aggiuntivi e parametri del suolo.
The authors have nothing to disclose.
Questo studio è stato cofinanziato dal Fondo scientifico austriaco (FWF): P30085-N28 (Thomas Prohaska) e dal Fondo scientifico austriaco (FWF) e dallo Stato federale della Bassa Austria: P27571-BBL (Jakob Santner).
(NH4)2S2O8 (ammonium persulfate; APS) | VWR | 21300.260 | ≥98.0%, analytical reagent |
2-(N-morpholino)-ethanesulfonic acid (MES) | Sigma-Aldrich | M8250-100G | ≥99.5% |
Acrylamide solution | Sigma-Aldrich | A4058-100ML | 40%, for electrophoresis |
Analyte salts | n/a | n/a | Use water soluble analyte salts of analytical grade or higher |
Buechner funnel | VWR | 511-0065 | 13 cm plate diameter |
Chemical equilibrium modelling software | KTH Sweden | n/a | Visual MINTEQ |
Clamp | Local warehouse | n/a | |
Desktop publishing software | Adobe Inc. | n/a | InDesign CS6 |
DGT cross-linker | DGT Research Ltd | n/a | 2%, agarose derivative |
DGT piston sampler | DGT Research Ltd | n/a | 2 cm diameter exposure window |
Digital single-lens reflex (DSLR) camera | Canon Inc. | n/a | Canon EOS 1000D |
Dispersion device | IKA | 3737000 | Ultra-Turrax T10 Basic |
Double-sided adhesive tape | Tesa | 56171 | |
Ethanol | Sigma-Aldrich | 34923 | Puriss. p.a., absolute, ≥99.8% |
Gel blotting paper | Whatman | 10426981 | Blotting Papers, Grade GB005, 20 × 20 cm, 1.5 mm thickness |
Gel drier | UniEquip | n/a | UNIGELDRYER 3545 |
High-pressure microwave system | Anton Paar | n/a | Multiwave 3000 |
HNO3 | VWR | 1.00456.2500P | 65%, ISO for analysis |
Horizontal shaker | GFL | 305 | |
HydroMed D4 | AdvanSource Biomaterials Corp. | n/a | Ether-based hydrophilic urethane |
ICP-MS software | Perkin Elmer | n/a | Syngistix |
Image analysis software | National Institutes of Health (NIH) | n/a | ImageJ Fiji, freely available at https://fiji.sc/ |
Knife-coating device | BYK | 5561 | Single Bar 6″, 0.5 mils |
LA software | Elemental Scientific Lasers | n/a | ActiveView |
LA system | Elemental Scientific Lasers | n/a | NWR193 |
Laminar flow bench | Telstar Laboratory Equipment B.V. | n/a | Class II biological safety cabinet |
Magnetic stirrer | IKA | 0003582400 | C-MAG MS 7 |
Moisture-retaining film | Bemis Company, Inc. | PM999 | Parafilm M, 4" x 250' |
N,N,N’,N’-tetramethylethylenediamine (TEMED) | Sigma-Aldrich | T9281-50ML | BioReagent, suitable for electrophoresis, ~99% |
NaNO3 | Sigma-Aldrich | 229938-10G | 99.995% trace metals basis |
NaOH | Sigma-Aldrich | 1064980500 | Pellets for analysis |
Overhead shaker | GFL | 3040 | |
Perfluoroalkoxy alkane (PFA) vials | Savillex | 200-015-20 | 15 mL Standard Vial, Rounded Interior |
pH meter | Thermo Scientific | 13-644-928 | Orion 3-Star Benchtop pH Meter |
pH probe | Thermo Scientific | 8157BNUMD | Orion ROSS Ultra pH/ATC Triode |
Plastic cutter | DGT Research Ltd | n/a | Use empty cross-linker vials from DGT research Ltd |
Plastic tweezers | Semadeni | 602 | |
Plasticine | Local stationary shop | n/a | non-drying plastic modelling mass based on paraffin wax and bulking agents |
Polycarbonate membrane discs | Whatman | 110606 | Nuclepore Hydrophilic Membrane, 25 mm diameter, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness |
Polycarbonate membrane sheet | Whatman | 113506 | Nuclepore Hydrophilic Membrane, 8 × 10 in, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness |
Polyethersulfone membrane discs | Pall Corporation | 60172 | Supor 450 Membrane Disc Filters, 25 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness |
Polyethersulfone membrane sheet | Pall Corporation | 60179 | Supor 450 Membrane Disc Filters, 293 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness |
PTFE foil | Haberkorn | n/a | 50 µm thickness |
PTFE spacer | Haberkorn | n/a | Variable thicknesses available |
PTFE-coated razor blades | Personna GEM | 62-0178 | Stainless steel single edge blades (coated) |
PTFE-coated Tygon tubing | S-prep GmbH | SP8180 | 0.32 cm inner diameter |
Quadrupole ICP-MS | Perkin Elmer | N8150044 | NexION 2000B |
Quantitative filter paper, 454 | VWR | 516-0854 | Particle retention 12-15 µm |
Spreadsheet software | Microsoft Corporation | n/a | Microsoft Excel 2016 (v16.0) |
Stainless-steel cutter | Local locksmithery | n/a | 2.5 cm diameter |
Suspended particulate reagent-iminodiacetate (SPR-IDA) | Teledyne CETAC Technologies | n/a | 10 µm diameter polystyrene beads, 10 % (w/v) bead suspension |
Transistor-transistor logic (TTL) cable | n/a | n/a | Consult ICP-MS technician to identify a suitable TTL cable for a specific instrument |
Two-volume cell | Elemental Scientific Lasers | n/a | Two-volume cell 1 |
Vinyl electrical tape | 3M | n/a | Scotch Super 33+ |
Water purification system | Termo Electron LED GmbH | n/a | TKA-GenPure |
ZrOCl2 × 8H2O | Alfa Aesar | 86108.30 | 99.9 %, metals basis |