JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
português

Automatically Generated
Immunology and Infection

Avaliando a expressão do complexo de histocompatibilidade maior classe I em neurônios hipocampais murinos primários por citometria de fluxo

Published: May 19, 2020
doi:
10.3791/61436
,
1Department of Biological Sciences,University of North Carolina at Charlotte

Summary

Este protocolo descreve um método para a criação de neurônios hipocampais primários do cérebro de camundongos embrionários. A expressão do maior complexo de histocompatibilidade classe I na superfície extracelular dos neurônios cultivados é então avaliada pela análise citométrica de fluxo.

Abstract

O aumento das evidências sustenta a hipótese de que as interações neuroilógicas impactam a função do sistema nervoso em condições homeostáticas e patológicas. Uma função bem estudada do complexo de histocompatibilidade principal classe I (MHCI) é a apresentação de peptídeos derivados de células ao sistema imunológico adaptativo, particularmente em resposta à infecção. Mais recentemente, foi demonstrado que a expressão de moléculas de MHCI em neurônios pode modular mudanças dependentes da atividade na conectividade sináptica durante o desenvolvimento normal e distúrbios neurológicos. A importância dessas funções para a saúde cerebral sustenta a necessidade de um ensaio sensível que detecte prontamente a expressão MHCI nos neurônios. Aqui descrevemos um método para a cultura primária dos neurônios hipocampais murinos e, em seguida, a avaliação da expressão MHCI por análise citométrica de fluxo. O hipocampo murino é microdissectado de filhotes de camundongos pré-natais no dia 18. O tecido é dissociado em uma única suspensão celular usando técnicas enzimáticas e mecânicas, então cultivadas em uma mídia livre de soro que limita o crescimento de células não neuronais. Após 7 dias in vitro, a expressão MHCI é estimulada pelo tratamento de células cultivadas farmacologicamente com beta interferon. As moléculas de MHCI são rotuladas in situ com um anticorpo fluorescente marcado, em seguida, as células são não enzimaticamente dissociadas em uma única suspensão celular. Para confirmar a identidade neuronal, as células são fixadas com paraformaldeído, permeabilizado e rotulado com um anticorpo fluorescente marcado que reconhece o antígeno nuclear neuronal NeuN. A expressão MHCI é então quantificada em neurônios por análise citométrica de fluxo. Culturas neuronais podem ser facilmente manipuladas por modificações genéticas ou intervenções farmacológicas para testar hipóteses específicas. Com pequenas modificações, esses métodos podem ser usados para cultivar outras populações neuronais ou para avaliar a expressão de outras proteínas de interesse.

Introduction

O sistema nervoso central (SNC) já foi considerado desprovido de vigilância imunológica, chamado de “imuno privilegiado1“. Agora está claro que esse privilégio não equivale à ausência absoluta de componentes imunológicos, mas sim, uma regulação especializada que funciona para limitar os danos associados à imunopatologia1. De fato, a comunicação entre o SNC e o sistema imunológico é uma conversa contínua que é necessária para o desenvolvimento saudável do cérebro e resposta às infecções2,3.

As principais moléculas de complexo de histocompatibilidade classe I (MHCI) são proteínas transmembranas poligênicas e polimórficas mais conhecidas por sua função na apresentação de peptídeos antigênicos às células CD8+ T durante a infecção4. Os complexos clássicos de MHCI consistem em uma cadeia de α transmembrana e uma cadeia de luz extracelular, chamada β2-microglobulina. A cadeia de α contém um sulco polimórfico que une um peptídeo antigênico para apresentação5. A expressão adequada do MHCI na membrana extracelular requer ação coordenada de acompanhantes moleculares no retículo endoplasmático para garantir a dobra adequada da cadeia de α e β2-microglobulina, juntamente com o carregamento de um ligante de peptídeo de alta afinidade5. Somente uma vez montados os complexos MHCI, eles são exportados do ânticulo endoplasmático para a membrana plasmática6. Após o engajamento do receptor de células T cognato com o complexo MHCI carregado de peptídeo, as células CD8+ T mediam a matança celular liberando grânulos líticos contendo perforina e granzymes ou induzindo apoptose através do receptor Fas de ligação na membrana celular alvo7. Além disso, as células CD8+ T produzem citocinas, como o interferon gama (IFNγ) e o fator de necrose tumoral alfa (TNFα), que podem ativar mecanismos antivirais em células infectadas sem efeitos citópicos8,9. Para muitos vírus neurotrópicos, as células CD8+ T são necessárias para limpar a infecção do CNS10,11,12.

Pensava-se anteriormente que os neurônios expressam MHCI apenas sob condições de dano, infecção viral ou com estimulação de citocina in vitro. Recentemente, pesquisas identificaram um papel para a expressão neuronal do MHCI na remodelagem sináptica e plasticidade13,14. Embora os mecanismos precisos subjacentes à regulação da sinapse não sejam bem compreendidos, os dados indicam que o nível de expressão do MHCI é regulado pela atividade sináptica15,16. Uma hipótese afirma que os neurônios expressam receptor b (PirB) em pares de imunoglobulina, que liga o MHCI transynapticamente13,17. Essa interação inicia uma cascata de sinalização da PirB que se opõe a caminhos envolvidos na remodelação sináptica, reforçando e estabilizando assim a conexão sináptica17,18,19. Na ausência de atividade neuronal, a expressão MHCI diminui14, e a perda de MHCI resulta em eliminação de sinapse defeituosa e circuitos sinápticos desorganizados20,21.

O ensaio aqui descrito, que foi adaptado de Chevalier et al.9,utiliza análise citométrica de fluxo para avaliar quantitativamente a expressão proteica extracelular do MHCI nas culturas primárias dos neurônios hipocampais murine. Este protocolo ilustra as técnicas iniciais para microdisstar tecido hipocampal de filhotes de camundongos embrionários. Em seguida, detalha processos para dissociação enzimática e mecânica do tecido em uma única suspensão celular e métodos para manter as culturas in vitro. Como eles não se dividem, uma vez que estão na cultura, os neurônios devem ser banhados em um prato e densidade adequado para o seu ponto final experimental. Em seguida, ele descreve etapas para induzir a expressão MHCI com interferon beta (IFNβ), imunolabeling para MHCI e marcador de núcleos neuronais NeuN, e analisar células por citometria de fluxo. Por fim, descreve procedimentos para avaliar os dados de citometria de fluxo para identificar neurônios soropositivos e quantificar o nível da expressão MHCI. Também são observados neste protocolo pequenos ajustes que podem ser feitos para cultivar neurônios corticais, além ou em vez de neurônios hipocampais. Este protocolo pode ser facilmente modificado para testar hipóteses específicas usando variações genéticas ou tratamentos farmacológicos.

Protocol

Todos os procedimentos foram realizados em conformidade com as recomendações do Guia de Cuidado e Uso de Animais laboratoriais dos Institutos Nacionais de Saúde e de acordo com os Princípios Orientadores Internacionais de Pesquisa Biomédica Envolvendo Animais. O protocolo foi aprovado pela Universidade da Carolina do Norte no Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais de Charlotte (Protocolo #19-020). 1. Preparando-se para a cultura NOTA: Estes procedimentos devem ser feitos em condições estéreis em um armário de biossegurança designado pela cultura tecidual. Consulte a Tabela 1 para obter mídias e soluções. Esterilizar todas as ferramentas de dissecção autoclaving em sacos de esterilização auto-vedação. Prepare os estoques de poli-d-lysine para tratar 12 pratos culturais. Dissolver a poli-D-lysina em 1x tampão de borate a uma concentração de 100 μg/mL (10x concentrada). Armazene aproximadamente 1 mL a -20 °C até que seja necessário. Diluir 10x concentrado poli-D-lysine em dPBS a 10 μg/mL (1x) e esterilizar filtro. Trate placas de cultura de 12 poços com 0,5 mL por poço de 1x poli-D-lysine em temperatura ambiente por pelo menos 1 h ou durante a noite para uso no dia seguinte. Certifique-se de que o volume de poli-d-lysine é suficiente para cobrir totalmente a parte inferior da área cultural. Pouco antes do uso, remova a poli-D-lysine da placa de cultura, enxágue 3x em água estéril e mantenha em água estéril até estar pronto para as células da placa. Remova todos os traços de líquido por uma aspiração completa antes de células de revestimento. Prepare a mídia de crescimento de neurônios e o buffer FACS. Filtrar esterilizar e armazenar a 4 °C até usar. A mídia de crescimento de neurônios pode ser mantida por aproximadamente 2 wks; O buffer FACS pode ser mantido por aproximadamente 4 wks. 2. Dissecando hipocampo embrionário NOTA: Este procedimento pode ser realizado no banco, pois requer o uso de um microscópio estéreo para a remoção de meninges e microdisseção do hipocampo. Adere à técnica asséptica rigorosa para minimizar a contaminação potencial. Eutanize um rato fêmea C57BL/6J grávida no dia 18 em uma câmara de CO2. Pulverize a pele abdominal e a pele com 70% de EtOH, depois belisque a pele com fórceps teciduais e faça pequena incisão com uma tesoura cirúrgica. Inciso o peritônio para expor as vísceras e útero. Segure o útero com fórceps padrão padrão, levante-se da cavidade, e corte a conexão com o mesomário com uma tesoura fina. Transfira o útero com embriões para um prato de cultura plástica estéril de 100 mm colocado no gelo. Usando tesouras finas e fórceps finos, corte cuidadosamente o útero e remova os sacos embrionários para liberar embriões. Transfira embriões para um novo prato de cultura plástica estéril de 100 mm contendo dPBS colocados no gelo. Decapitar filhotes embrionários usando tesouras finas, e transferir cabeças para um novo prato de cultura plástica estéril de 100 mm contendo meio Hibernate-E colocado no gelo. Para remover o cérebro, segure a cabeça com um par de fórceps finos em uma mão. Usando Dumont curvado #7 fórceps em outra mão, insira a ponta dos fórceps na base do crânio e belisque o osso e a pele sobrelada movendo-se anteriormente ao longo da linha média sem perfurar o cérebro. Usando fórceps curvos, retire a pele e o crânio para expor o cérebro. Varrer os fórceps curvos sob o cérebro da lâmpada olfativa exposta ao cerebelo para levantar o cérebro do crânio. Transfira o cérebro para um novo prato de cultura plástica estéril de 100 mm contendo meio Hibernate-E colocado no gelo. Repita para cada cérebro.NOTA: Todos os cérebros podem ser coletados em um único prato de cultura, a menos que seja necessário ser separado para fins específicos do experimento. Sob um microscópio de dissecção estéreo, trabalhando com um cérebro de cada vez e dois pares de fórceps estéreis de Dumont #5, beliscar lâmpadas olfativas e retirar meninges. A remoção minuciosa das meninges é necessária para evitar a contaminação cultural por outras células e permitir uma dissecção adicional. Uma vez que as meninges são devidamente removidas, o lado superior do córtex abre lateralmente, o que exporá o hipocampo. Usando o #5 obúps Dumont, belisque o hipocampo longe do córtex anexado, e transfira cuidadosamente hipocampo isolado para um tubo cônico estéril de 15 mL contendo 5 mL de meio Hibernate-E no gelo. Repita a dissecção para ambos os hemisférios cerebrais para cada filhote de rato embrionário e combine todos os hipocampi em um único tubo cônico de 15 mL, a menos que seja necessário separadamente para fins específicos do experimento. Para cultivar neurônios corticais, o córtex pode ser separado do subcórtex e processado de forma idêntica aos neurônios hipocampais.NOTA: Neste momento, o protocolo pode ser pausado. Armazene cérebros ou hipocampi dissecado em meio Hibernate-E suplementado com B27 (2%) a 4 °C por até 1 mês, embora o atraso prolongado possa comprometer o número de células viáveis. 3. Dissociar e culminar neurônios hipocampais NOTA: Todos os procedimentos devem ser realizados em condições estéreis em um armário de biossegurança designado pela cultura tecidual. Prepare 0,5 mL de solução de dissociação de papain por embrião para dissociação hipocampal. O volume da solução de dissociação necessária variará dependendo do número de cérebros embrionários sendo dissecados.NOTA: Para a cultura do neurônio cortical, prepare 1,0 mL de solução de papain por embrião. Dissolva 20 μL de suspensão de papain por 1 mL do meio Hibernado E por vórtice por aproximadamente 3 minutos. Depois que papain for dissolvido, adicione 1 μL de DNase I por 1 mL da solução. Não vórtice a solução depois que o DNase I tiver sido adicionado, pois isso pode desativar a enzima. Centrífuga tubo cônico de 15 mL contendo tecido hipocampal (passo 2.10) a 1.000 x g por 5 min. Remova o supernatante e adicione a solução papain. Resuspend o tecido invertendo várias vezes. Incubar a 37 °C por 30 min, invertendo para resuspensar o tecido a cada 10 minutos. Se cultivar neurônios corticais, transfira todos os cortices para um novo prato de cultura estéril de 100 mm, aspirar cuidadosamente a mídia da placa, e moído tecido com tesoura fina ou lâmina de barbear. Adicione a solução de papain ao prato de cultura e transfira tecido cortical com solução de papain para tubo cônico de 15 mL usando uma pipeta de transferência estéril. Incubar tecido e solução enzimápica a 37 °C por 30 minutos, agitando a cada 10 minutos. Durante a incubação de 30 minutos, prepare 3 pipetas pasteur de vidro polido de fogo: 1 totalmente aberto, 1 meio aberto e 1 quarto aberto. Após a incubação de 30 minutos, centrifugar o tubo cônico de 15 mL contendo tecidos cerebrais digeridos a 125 x g por 10 min. Remova a solução enzimácula e substitua por um volume igual de médio hibernado E fresco. Usando pipeta Pasteur totalmente aberta, triturar o tecido 10x. Deixe o tecido se contentar com 2 minutos, depois transfira a suspensão da célula supernaca para um tubo cônico estéril de 50 mL. Adicione um volume igual de hibernar e médio de volta ao tecido. Usando pipeta Pasteur semiaberta, tecido triturado 10x. Deixe o tecido se contentar com 2 minutos, depois transfira a suspensão de células supernacas para o mesmo tubo cônico de 50 mL como na etapa anterior. Adicione um volume igual de hibernar e médio de volta ao tecido. Usando pipeta Pasteur aberta de trimestre, tecido triturado 10x. Deixe o tecido se contentar com 2 minutos, depois transfira a suspensão de células supernacas novamente para os mesmos 50 mL cônicos como nas etapas anteriores. Descarte qualquer tecido que não tenha dissociado. Centrifugar o tubo cônico de 50 mL contendo o supernascedor da suspensão celular a 125 x g por 5 min. Se ainda não estiver pronto, lave placas revestidas de poli-D com água estéril e remova todos os traços de líquido por aspiração completa durante a centrifugação. Após a centrifugação, descarte o supernasal e resuspenque a pelota celular em 5 mL de Neuron Growth Media. Conte células vivas usando azul trypan e hemócito. Se a cultura de neurônios corticais, adicione pelo menos 10 mL de Mídia de Crescimento de Neurônios para células menos densas e uma contagem mais precisa. Células diluídas com mídia de crescimento de neurônios para uma densidade final de revestimento de 5 x 105 células viáveis por ml e adicionar 1 mL de suspensão celular diluída a cada poço de uma placa de 12 poços. Mantenha os neurônios a 37 °C com 5% de CO2.NOTA: Normalmente, o hipocampi de 1 cérebro de camundongo embrionário, ou seja, 2 hipocampi, produzem aproximadamente 1 x106 células viáveis. Este número é fornecido apenas para fins de planejamento de experimentos e não deve ser considerado uma substituição para a contagem de células para cada cultura. Mude a mídia de crescimento no dia seguinte à cultura, removendo metade do volume de mídia de cada poço, ou seja, 0,5 mL, e adicione um volume igual de mídia fresca ao lado do poço para evitar interromper as células cultivadas. Completam meias mudanças de mídia duas vezes por semana para a vida útil da cultura. 4. Avaliar a expressão do MHCI por citometria de fluxo Prepare o tratamento diluindo interferon beta (IFNβ) ou um volume igual de diluente na Mídia de Crescimento de Neurônios. Uma vez que a mudança de mídia será uma mudança de meio volume, prepare a mídia de tratamento com 2x IFNβ concentrado. ou seja, para tratar 3 poços de uma placa de 12 poços com 100 U/mL de IFNβ, prepare 1,5 mL com 200 U/mL IFNβ ou igual volume de DILuente IFNβ para controles tratados com mídia. Remova 0,5 mL de cada poço de neurônios e adicione 0,5 mL de Mídia de Crescimento de Neurônios com ou sem IFNβ a cada poço. Incubar em condições normais de crescimento (37 °C, 5% DE CO2) para 6-72 h, dependendo das condições experimentais e otimização do sinal. Após o tempo de tratamento, remova todos os meios de comunicação cultural e lave suavemente uma vez na mídia neurobásal fria sem suplementos (B27, L-glutamina, Pen-Strep). Adicione 0,5 mL de mídia neurobásal fria não suplementada contendo 1 μg/mL de bloco Fc e 1 μg/mL de anticorpo anti-MHCI conjugado fluorescente para cada poço. Incubar a 4 °C protegido da luz por 45 min. Remova a mídia contendo anticorpos e lave cuidadosamente uma vez em dPBS frios. Adicione 0,5 mL de tampão de dissociação celular sem enzimas à temperatura ambiente a cada poço e agitar para desalojar células. Cuidado com a dissociação usando microscópio de cultura de tecido invertido. Uma vez que as células são separadas do prato de cultura, adicione 0,5 mL de tampão FACS a cada poço, triturar células para dispersar aglomerados e transferir o volume total de cada poço para tubos individuais de microcentrifuuge de 1,7 mL. Centrifugar a 1.000 x g por 5 min. Remova o supernasciente, resuspenque a pelota da célula em 100 μL de tampão FACS e transfira o volume total de cada tubo para poços individuais de uma placa de fundo U de 96 poços. Adicione 100 μL de reagente fixativo a cada poço. Triturar várias vezes para evitar que as células se aglomeram e incubam por 15 minutos à temperatura ambiente protegidas da luz. Centrifugar a 500 x g por 5 min. Remova o supernatante e resuspend em 200 μl de tampão FACS. Centrifugar a 500 x g por 5 min. Remova o supernaspe e resuspend em 100 μL de reagente de permeabilização contendo anticorpo anti-NeuN conjugado fluorescente (diluição 1:100) para cada poço. Misture bem, depois incubar à temperatura ambiente protegido da luz com balanço por 20 minutos. Após a incubação, centrífuga a 500 x g por 5 min. Remova o supernatante e resuspende em 100 μL de tampão FACS. Repita 2x. Após a lavagem final, resuspend as células em 100 μL de 2% paraformaldeído diluído no buffer FACS. Misture bem para evitar que as células se despresem. Armazene a 4 °C protegido da luz até estar pronto para ler em um cítmetro de fluxo. Leia amostras o mais rápido possível, dentro de uma semana. 5. Quantificar e avaliar dados Meça os controles de compensação para cada corante fluorescente e corrija quaisquer sobreposições espectrais. Os controles de compensação ideais incluem neurônios cultivados que estão manchados, manchados apenas com anti-MHCI, e manchados apenas com anti-NeuN. Se possível, registos de 100.000 eventos para cada amostra (pelo menos 10.000) e salve como arquivos FCS. Para analisar os dados, utilizando o software de análise apropriado, configure portões sequenciais, como descrito na Figura 1A-C para selecionar neurônios neun positivos. Plot SSC-A (log) vs FSC-A (linear). Desenhe um portão na população celular (P1) para eliminar detritos celulares da análise. Dentro da população celular P1, plot FSC-H (linear) vs FSC-A (linear). Desenhe um portão sobre a população de células únicas. Dentro da população de células únicas, plote SSC-A (log) vs NeuN (log). Desenhe um portão sobre a população neutra positiva usando células manchadas não manchadas ou somente MHCI como guia. Plote um histograma de fluorescência MHCI com eventos celulares normalizados para o modo no eixo y. Usando neurônios manchados não manchados ou somente neun como guia, desenhe um portão horizontal para quantificar a porcentagem de neurônios positivos para MHCI. Exporte as células por cento positivas para MHCI, bem como a intensidade mediana da fluorescência (IMFI) para MHCI na população neun-positiva para avaliação estatística e desenho gráfico.

Representative Results

Utilizando o procedimento aqui apresentado, o tecido hipocampal foi dissecado a partir de filhotes de camundongos pré-natais no dia 18. O tecido foi dissociado em uma única suspensão celular usando métodos enzimáticos e mecânicos, então cultivado em 12 placas de poços que foram pré-tratados com poli-D-lysina. Após 7 dias in vitro, as células foram tratadas com 100 U/mL de IFNβ ou mídia apenas por 72 h, o que estimulou a expressão de MHCI. Os neurônios foram manchados in situ para MHCI antes de serem dissociados não enzimaticamente em uma única suspensão celular. Os neurônios foram fixos e permeabilizados, depois manchados intracelularmente para o marcador neun de núcleos neuronais. As amostras foram avaliadas por citometria de fluxo e os dados foram analisados por meio de software associado. Os neurônios foram identificados por meio de gating sequencial dos eventos totais para excluir detritos celulares e dobras(Figura 1A,B). Os neurônios foram definitivamente identificados pela NeuN-positividade (Figura 1C). As células NeuN+ foram ainda analisadas para a positividade do MHCI, plotando células em um histograma com o número de células normalizadas para o modo no eixo y e fluorescência MHCI no eixo x. Um portão MHCI+ foi desenhado no ponto em que os picos positivos e negativos divergiram(Figura 1D). A partir disso, os neurônios por cento positivos para a coloração de MHCI(Figura 1E) e a intensidade mediana da fluorescência (IME; Figura 1F) foram calculados. Os resultados mostram que o tratamento IFNβ aumentou significativamente o percentual de neurônios positivos para a coloração extracelular de MHCI, bem como o nível de expressão, conforme indicado pelo FIM. A análise estatística e a representação gráfica foram feitas utilizando-se software estatístico comercialmente disponível. Figura 1: Estratégia de gating representativa e quantificação de MHCI.Os neurônios hipocampais primários foram tratados apenas com 100 U/mL de IFNβ ou mídia. Após 72 h, os neurônios foram manchados extracelularmente com MHCI conjugado pelo Pacífico Azul (1 μg/mL H2-Kb),e então rotulados intracelularmente com NeuN conjugado por PE (diluição de 1:100). A fluorescência celular foi avaliada por citometria de fluxo, e os dados foram analisados. (A) O total de eventos foi traçado como SSC-A (log) vs FSC-A (linear), e as células (P1) foram fechadas para excluir detritos. (B) Dentro da população P1, as células foram traçadas como FSC-H (linear) vs FSC-A (linear) para portão da população de células únicas. (C) Dentro da população de células únicas, as células foram plotadas SSC-A (log) vs NeuN-PE (log). As células NeuN+ foram fechadas para identificar neurônios. (D) Dentro da população de neurônios, as células foram traçadas em um histograma com MHCI-PacBlu no eixo x e os números de células normalizados para o modo no eixo y. Um portão horizontal foi desenhado para quantificar a porcentagem de neurônios positivos para a coloração do MHCI. (E) Quantificação de percentual MHCI+ de células NeuN+ somente em mídia e neurônios tratados com IFNβ. (F) Quantificação da intensidade mediana da fluorescência (MFI) de MHCI em neun+ células em neurônios de mídia (preto) e ifnβ-tratado (vermelho). A significância estatística foi calculada pelo teste t não pago. **, P < 0,01. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Mídia de crescimento de neurônios (50 ml) Reagente Concentração Final Concentração de Estoque Por 50 ml Suplemento B27 2% 100% 1,0 ml L-glutamina 2 mM 200 mM 0,5 ml Penicilina-Estreptomicina 100 U/ml 10.000 U/ml 0,5 ml Mídia neurobásal 48,0 ml Tampão FACS (500 ml) Reagente Concentração Final Concentração de Estoque Por 500 ml Soro bovino fetal 2% 100% 10 ml Edta 1 mM 500 mM 1 ml dPBS 489 ml Solução de Dissociação de Papain Reagente Concentração Final Concentração de Estoque Por 1 ml Suspensão de Papain 20 U/ml 1000 U/ml 0.020 ml DNase I 2,5 U/ml 2500 U/ml 0,001 ml Hibernar-E 1,0 ml Nota: O volume da Solução de Dissociação papain necessária variará dependendo do número de cérebros embrionários sendo dissecados. Prepare 0,5 ml por cérebro para neurônios hipocampais ou 1,0 ml por cérebro para neurônios corticais. Nota: Prepare a solução de dissociação com a suspensão de papain em Hibernate-E por cerca de 3 minutos. Depois que papain é completamente dissolvido, adicione DNase I. Não vórtice DNase I. Tabela 1: Mídia e soluções.

Discussion

Este protocolo descreve a dissecção e cultura dos neurônios hipocampais primários de filhotes de camundongos pré-natais no dia 18. O uso de neurônios primários cultivados a partir de roedores é uma das metodologias mais fundamentais desenvolvidas na neurobiologia moderna22. Embora as linhas celulares imortalizadas possam modelar certos aspectos dos neurônios, sua natureza como células derivadas do tumor, falha no desenvolvimento de axônios definidos e a divisão celular contínua levanta dúvidas se eles recapitulam fielmente propriedades de neurônios pós-místicos in vivo23. Outra alternativa aos neurônios primários é o uso de células-tronco pluripotentes induzidas pelo homem (HiPSCs). A tecnologia para o uso de HiPSCs, especialmente aqueles derivados do paciente, avançou rapidamente nos últimos anos24. No entanto, ainda há limitações para trabalhar com HiPSCs, incluindo variabilidade entre linhas celulares, falta de maturidade funcional e diferenças nos perfis epigenéticos25. Embora também existam limitações para trabalhar com o modelo reducionista dos neurônios primários de roedores, os neurônios cultivados retêm a natureza pós-mitótica dos neurônios in vivo. Além disso, as extensas ferramentas de biologia molecular e modificações genéticas disponíveis para camundongos favorecem o uso de neurônios primários sobre HiPSCs para muitas aplicações, e estudos de camundongos podem ser facilmente traduzidos para o organismo in vivo mais complexo sem perder o sistema genético experimental. Por essas razões, muitos pesquisadores usam neurônios de roedores primários para verificar aspectos-chave, se não a maior parte, de suas pesquisas.

Para certos ensaios, os neurônios podem ser analisados diretamente após o isolamento do ex vivo cerebral. Isso é particularmente desejável para experimentos envolvendo camundongos adultos que podem ser submetidos a condições experimentais específicas ou que podem depender de interações de múltiplos tipos de células; no entanto, existem várias questões que limitam o tipo de análises que podem ser feitas. É tecnicamente desafiador preparar uma única suspensão celular de neurônios do cérebro de camundongos adultos porque os neurônios são exclusivamente interconectados e envoltos pelamielina 26. Métodos não enzimáticos de trituração tecidual são ineficientes em dissociar o tecido e causar morte celular, enquanto preparações enzimáticas muitas vezes cortam antígenos da superfíciecelular 27. Além disso, enquanto a mielina está em grande parte ausente de camundongos embrionários, ela compreende cerca de 20% do cérebro adulto, podendo prejudicar o isolamento celular viável e impedir a análise de citometria de fluxo28. Muitas das técnicas que foram desenvolvidas, em última análise, tiram neurônios de seu citosol e deixam corpos celulares pequenos e arredondados que consistem principalmente em núcleos29. Embora isso seja aceitável para algumas análises, isso não é apropriado para quantificar a expressão de proteína citoplasmática ou extracelular. Além disso, o sistema de cultura celular reducionista permite testar questões mecanicistas específicas em uma escala de tempo mais curta do que é frequentemente possível com um sistema in vivo.

Também descritos neste protocolo estão métodos para estimular a expressão MHCI farmacologicamente com IFNβ, e a quantificação da expressão MHCI extracelular por citometria de fluxo. A estimulação por IFNβ é um controle positivo útil para testar outras condições experimentais, mas pode-se notar que ifnγ e ácido kainic também podem estimular a expressão MHCI nos neurônios9,30, enquanto a tetrodotoxina diminui a expressão MHCI14. Métodos anteriores para detecção da expressão MHCI contaram com hibridização in situ e análise imunohistoquímica14,15,20,31. Embora ensaios baseados em mRNA, como hibridização in situ e qRT-PCR, possam determinar a localização espostetorial, especificidade do tipo celular e níveis de transcrição genética, esses ensaios não podem avaliar a tradução ou o transporte de proteínas para a membrana plasmática. A análise imunohistoquímica e ocidental pode determinar diferenças na expressão proteica e na localização potencialmente celular, mas pode ser difícil quantificar com precisão. Além disso, muitos anticorpos MHCI reconhecem a estrutura terciária do complexo, e são altamente sensíveis às alterações conformais. Assim, as condições de permeabilização ou desnaturação resultam na perda da imunoreatividade MHCI32. O método aqui apresentado utiliza imunostaining in situ para MHCI, que permite o reconhecimento da proteína pelo anticorpo em sua conformação nativa, seguido por métodos de fixação e permeabilização.

Com pequenas modificações, os métodos aqui descritos podem ser usados para cultivar outras populações neuronais ou para avaliar a expressão de outras proteínas extracelulares de interesse. Observados neste protocolo são modificações fáceis que podem ser feitas para cultivar neurônios corticais, mas os métodos descritos aqui também podem ser usados para cultivar outras populações neuronais, como os neurôniosestriais 33. Além disso, embora este protocolo especigue a imunostenção de MHCI e NeuN, outros marcadores celulares podem ser identificados de forma semelhante. Em geral, marcadores extracelulares podem ser tratados como MHCI e marcadores intracelulares podem ser tratados como NeuN. No entanto, deve-se notar que durante a etapa de dissociação celular, as projeções axonais são cortadas da soma. Como a estratégia de gating definida aqui examina detritos celulares e se concentra no marcador de núcleos neuronais NeuN, proteínas que são expressas exclusivamente em projeções axonais podem não ser detectadas.

Até recentemente, pensava-se que os neurônios expressavam MHCI apenas em resposta a danos, infecções ou estimulação de citocina in vitro, a fim de engajar células CD8+ T citotóxias9. Novas pesquisas elucidaram outra função do MHCI na regulação de conexões sinápticas durante o desenvolvimento13. O protocolo descrito aqui usa IFNβ para estimular a expressão MHCI em neurônios cultivados pelo tipo selvagem, mas métodos semelhantes podem ser usados com uma variedade de estímulos celulares ou modificações genéticas para testar hipóteses específicas. Este método permitirá aos pesquisadores investigar os mecanismos moleculares que regulam a expressão do MHCI, o que melhorará a compreensão do papel dicotos do MHCI nessas duas funções celulares distintas.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado pela NIA R00 AG053412 (KEF).

Materials

1.5 ml Microcentrifuge Tubes Fisher 05-408-129 Laboratory Supplies
100 mm sterile culture dish Fisher FB012924 Tissue Culture Supplies
15 ml Centrifuge Tubes Genesee 21-103 Laboratory Supplies
50 ml centrifuge tube Genesee 21-108 Laboratory Supplies
500 mM EDTA Invitrogen AM9260G FACS Buffer Reagent
70% Ethanol Fisher BP82031Gal Tissue Culture Supplies
96 well U-bottom plate Genesee 25-221 Flow Cytometry Supplies
B27 Gibco 17504044 Neuron Culture Reagent
Borate Buffer Thermo Scientific 28341 Tissue Culture Supplies
Borosilicate Glass Pasteur Pipette Fisher 13 678 20C Laboratory Supplies
Cell Dissociation Buffer Gibco 13 151 014 Flow Cytometry Supplies
DNase I Thermo 90083 Dissociation Solution Reagent
dPBS Gibco 14190-235 Tissue Culture Supplies
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 91150-20 Dissection Tool
Dumont #7 Forceps Fine Science Tools 91197-00 Dissection Tool
Fetal Bovine Serum Gibco 26140079 Tissue Culture Supplies
Fine Forceps Fine Science Tools 91113-10 Dissection Tool
Fine Scissors Fine Science Tools 91460-11 Dissection Tool
Fix and Perm Cell Permeabilization Kit Invitrogen GAS003 Flow Cytometry Supplies
Glutamax Gibco 35050061 Neuron Culture Reagent
Hibernate-E Medium Gibco A1247601 Neuron Culture Reagent
Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher 181254 Tissue Culture Supplies
Interferon Beta PBL Assay Science 12405-1 Flow Cytometry Supplies
Milli-Mark Anti-NeuN-PE Antibody, clone A60 MilliporeSigma FCMAB317PE Flow Cytometry Antibody
Neurobasal Media Gibco 21103049 Neuron Culture Reagent
Pacific Blue anti-mouse H-2Kb Antibody BioLegend 116513 Flow Cytometry Antibody
Papain Solution Worthington LS003126 Dissociation Solution Reagent
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 15714 Fixative
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122 Neuron Culture Reagent
Poly-D-Lysine Sigma P7280 Neuron Culture Reagent
Standard Pattern Forceps Fine Science Tools 91100-12 Dissection Tool
Stereo dissection microscope Swift M29TZ-SM99CL-BTW1 Dissection Tool
Surgical Scissors Fine Science Tools 91401-10 Dissection Tool
Transfer Pipets Corning 357575 Laboratory Supplies
TruStain FcX (anti-mouse CD16/32) Antibody BioLegend 101319 Flow Cytometry Antibody
Trypan Blue Sigma T8154-100ML Tissue Culture Supplies
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Galea, I., Bechmann, I., Perry, V. H. What is immune privilege (not). Trends in Immunology. 28 (1), 12-18 (2007).
  2. Morimoto, K., Nakajima, K. Role of the Immune System in the Development of the Central Nervous System. Frontiers in Neuroscience. 13, 916 (2019).
  3. Klein, R. S., et al. Neuroinflammation During RNA Viral Infections. Annual Review of Immunology. 37, 73-95 (2019).
  4. Janeway, C. A. The T cell receptor as a multicomponent signalling machine: CD4/CD8 coreceptors and CD45 in T cell activation. Annual Review of Immunology. 10, 645-674 (1992).
  5. Peaper, D. R., Cresswell, P. Regulation of MHC class I assembly and peptide binding. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 24, 343-368 (2008).
  6. Donaldson, J. G., Williams, D. B. Intracellular Assembly and Trafficking of MHC Class I Molecules. Traffic. 10 (12), 1745-1752 (2009).
  7. Charles, A., Janeway, J., Travers, P., Walport, M., Shlomchik, M. J. T cell-mediated cytotoxicity. Immunobiology: The Immune System in Health and Disease. 5th edition. , (2001).
  8. Guidotti, L. G., Chisari, F. V. Noncytolytic control of viral infections by the innate and adaptive immune response. Annual Review of Immunology. 19, 65-91 (2001).
  9. Chevalier, G., et al. Neurons are MHC class I-dependent targets for CD8 T cells upon neurotropic viral infection. PLoS Pathogens. 7 (11), 1002393 (2011).
  10. Shrestha, B., Diamond, M. S. Role of CD8+ T Cells in Control of West Nile Virus Infection. Journal of Virology. 78 (15), 8312-8321 (2004).
  11. Plaisted, W. C., Weinger, J. G., Walsh, C. M., Lane, T. E. T cell mediated suppression of neurotropic coronavirus replication in neural precursor cells. Virology. 449, 235-243 (2014).
  12. Marten, N. W., Stohlman, S. A., Zhou, J., Bergmann, C. C. Kinetics of virus-specific CD8+ -T-cell expansion and trafficking following central nervous system infection. Journal of Virology. 77 (4), 2775-2778 (2003).
  13. Shatz, C. J. MHC class I: an unexpected role in neuronal plasticity. Neuron. 64 (1), 40-45 (2009).
  14. Corriveau, R. A., Huh, G. S., Shatz, C. J. Regulation of class I MHC gene expression in the developing and mature CNS by neural activity. Neuron. 21 (3), 505-520 (1998).
  15. Goddard, C. A., Butts, D. A., Shatz, C. J. Regulation of CNS synapses by neuronal MHC class I. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (16), 6828-6833 (2007).
  16. Needleman, L. A., Liu, X. B., El-Sabeawy, F., Jones, E. G., McAllister, A. K. MHC class I molecules are present both pre- and postsynaptically in the visual cortex during postnatal development and in adulthood. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (39), 16999-17004 (2010).
  17. Syken, J., Grandpre, T., Kanold, P. O., Shatz, C. J. PirB restricts ocular-dominance plasticity in visual cortex. Science. 313 (5794), 1795-1800 (2006).
  18. Atwal, J. K., et al. PirB is a functional receptor for myelin inhibitors of axonal regeneration. Science. 322 (5903), 967-970 (2008).
  19. Takai, T. Paired immunoglobulin-like receptors and their MHC class I recognition. Immunology. 115 (4), 433-440 (2005).
  20. Lee, H., et al. Synapse elimination and learning rules co-regulated by MHC class I H2-Db. Nature. 509 (7499), 195-200 (2014).
  21. Ribic, A., et al. Activity-dependent regulation of MHC class I expression in the developing primary visual cortex of the common marmoset monkey. Behavioral and Brain Functions. 7, 1 (2011).
  22. Sahu, M. P., Nikkilä, O., Lågas, S., Kolehmainen, S., Castrén, E. Culturing primary neurons from rat hippocampus and cortex. Neuronal Signaling. 3 (2), (2019).
  23. Gordon, J., Amini, S., White, M. K. General overview of neuronal cell culture. Methods in Molecular Biology. 1078, 1-8 (2013).
  24. Zhang, X., Hu, D., Shang, Y., Qi, X. Using induced pluripotent stem cell neuronal models to study neurodegenerative diseases. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Basis of Disease. 1866 (4), 165431 (2020).
  25. Berry, B. J., Smith, A. S. T., Young, J. E., Mack, D. L. Advances and Current Challenges Associated with the Use of Human Induced Pluripotent Stem Cells in Modeling Neurodegenerative Disease. Cells, Tissues, Organs. 205 (5-6), 331-349 (2018).
  26. Ho, H., et al. A Guide to Single-Cell Transcriptomics in Adult Rodent Brain: The Medium Spiny Neuron Transcriptome Revisited. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 159 (2018).
  27. Panchision, D. M., et al. Optimized Flow Cytometric Analysis of Central Nervous System Tissue Reveals Novel Functional Relationships Among Cells Expressing CD133, CD15, and CD24. Stem Cells. 25 (6), 1560-1570 (2007).
  28. Snaidero, N., Simons, M. Myelination at a glance. Journal of Cell Science. 127 (14), 2999-3004 (2014).
  29. Martin, D., Xu, J., Porretta, C., Nichols, C. D. Neurocytometry: Flow Cytometric Sorting of Specific Neuronal Populations from Human and Rodent Brain. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 356-367 (2017).
  30. Lv, D., et al. Neuronal MHC Class I Expression Is Regulated by Activity Driven Calcium Signaling. PLoS One. 10 (8), 0135223 (2015).
  31. Barco, A., et al. Gene expression profiling of facilitated L-LTP in VP16-CREB mice reveals that BDNF is critical for the maintenance of LTP and its synaptic capture. Neuron. 48 (1), 123-137 (2005).
  32. Glynn, M. W., et al. MHCI negatively regulates synapse density during the establishment of cortical connections. Nature Neuroscience. 14 (4), 442-451 (2011).
  33. Facci, L., Skaper, S. D. Culture of Rodent Cortical, Hippocampal, and Striatal Neurons. Methods Molecular Biology. 1727, 39-47 (2018).

Tags

Flow CytometryMHC Class IPrimary NeuronsHippocampusEmbryonic Brain DissectionPapain DissociationHibernate-E MediumTrituration

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Funk, K. E., Lotz, S. K. Assessing the Expression of Major Histocompatibility Complex Class I on Primary Murine Hippocampal Neurons by Flow Cytometry. J. Vis. Exp. (159), e61436, doi:10.3791/61436 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image