Summary

Модель клеточной культуры для изучения роли взаимодействия нейронов и глий в ишемии

Published: November 14, 2020
doi:

Summary

Здесь мы представляем простой подход с использованием конкретных средств культуры, что позволяет создание нейронов и астроцитов обогащенных культур, или нейрон-глии культур из эмбриональной коры, с высокой урожайностью и воспроизводимостью.

Abstract

Ишемический инсульт является клиническим состоянием, характеризующимся гипоперфузией тканей мозга, что приводит к лишению кислорода и глюкозы, а также последующей потере нейронов. Многочисленные данные свидетельствуют о том, что взаимодействие между глиальными и нейрональными клетками оказывает благотворное воздействие после ишемического события. Поэтому для изучения потенциальных защитных механизмов важно разработать модели, позволяющие изучать взаимодействия нейронов и глий в ишемической среде. В этом мы представляем простой подход к изоляции астроцитов и нейронов из эмбриональной коры крысы, и что с помощью конкретных средств культуры, позволяет создание нейронов или астроцитов обогащенных культур или нейронов-глии культур с высокой урожайностью и воспроизводимостью.

Для изучения перекрестного контакта между астроцитами и нейронами, мы предлагаем подход, основанный на системе совместной культуры, в которой нейроны, культурные в coverslips поддерживаются в контакте с монослой астроцитов, покрываемых в многовелл пластин. Две культуры поддерживаются отдельно небольшими парафиновых сферами. Такой подход позволяет независимые манипуляции и применение конкретных методов лечения для каждого типа клеток, что представляет собой преимущество во многих исследованиях.

Чтобы имитировать то, что происходит во время ишемического инсульта, культуры подвергаются кислорода и глюкозы протокола лишения. Этот протокол представляет собой полезный инструмент для изучения роли нейронно-глийских взаимодействий в ишемическом инсульте.

Introduction

По данным Всемирной организации здравоохранения, около 5,5 миллионов человек умирают каждый год от ишемического инсульта1. Это условие характеризуется прерыванием притока крови к определенной области мозга, что приводит к обратимой или необратимой потере в поставках кислорода и питательных веществ в ткани, что изменяет функцию тканей и приводит к митохондриальной дисфункции, дисрегуляции кальция, глутаматной акутотоксичности, воспалениюи потере клеток 2,3.

Помимо сосудистых клеток, в патофизиологии ишемического инсульта 4 участвуют нейрональные и глиальныеклетки. В частности, астроциты имеют важное значение для поддержания нейронов и в последнее время было показано, играют важную роль в ответ на ишемическоепоражение 5. Этот тип глиальных клеток выполняет функции структурной поддержки, защиты от окислительного стресса, синтеза нейротрансмиттеров, стабилизации клеточной связи, средипрочих 6. Наряду с нейронами, астроциты играют непосредственную роль в синаптической передаче, регулируя высвобождение молекул, таких как аденозинтрифосфат, гамма-аминомасляная кислота иглутамат 7. Часть травмы, вызванной ишемией, вызвана чрезмерным высвобождением глутамата и его накоплением в синаптической расщелине, что приводит к чрезмерной активации N-метил-D-аспаратных рецепторов, активируя вниз по течению сигнальные каскады, что в конечном итоге приводит к возбуждению8. Так как астроциты способны удалить глутамат из синаптической расщелины и преобразовать его в глутамин, они имеют решающее значение в защите от возбудимости, тем самым оказывая нейропротекторное воздействие на ишемию. Эти клетки также играют роль в ишемии индуцированной нейровоспламенения. После ишемического оскорбления активированные астроциты претерпевает морфологические изменения (гипертрофия), размножаются и показывают увеличение экспрессии глиального фибриллярного кислотного белка (GFAP). Они могут стать реактивными (астроглиоз), выпуская провоспалительные цитокины, такие как фактор некроза опухоли-α, интерлейкин-1 и интерлейкин-1 “, и производство свободных радикалов, в том числе оксида азота и супероксида, который, в свою очередь, можетвызвать нейронной смерти 9,10. В отличие от этого, реактивные астроциты могут также играть нейропротекторный эффект, так как они выпускают противовоспалительные цитокины, такие как преобразование фактора роста-β, который регулируется послеинсульта 11. Кроме того, они могут генерировать глиальный шрам, который может ограничить регенерацию тканей путем ингибирования прорастания аксонала; однако, этот глиальный шрам может изолировать место травмы от жизнеспособной ткани, тем самым предотвращая каскадную волну неконтролируемогоповреждения тканей 12,13.

Таким образом, необходимо создать модели, которые позволяют изучать взаимодействия нейронов и глии под ишемической травмой, чтобы найти терапевтические стратегии, которые ограничивают или обратить вспять последствия ишемической травмы. По сравнению с другими моделями, используемыми для изучения ишемической травмы, а именно in vivo модели 14,,15,,16,органотипическиекультуры 17,,18,,19 иострые ломтики мозга 20,,21,22 ,первичные клеточныекультуры менее сложны, что делает возможным изучение индивидуального вклада каждого типа клеток в патофизиологии ишемического инсульта и как каждый тип клеток реагирует на возможные цели. Как правило, для изучения взаимодействий между обогащенными нейронами культурами и обогащенными астроцитами культурами используются нейроны иглиальные клетки послеродового происхождения 23, 24,24, или послеродовые глиальные клетки и эмбриональныенейроны 25,26. В этом предлагается простой подход к созданию нейронов или астроцитов обогащенных культур и нейронов-глии культур из той же ткани. Эти первичные клетки получены из эмбриональной коры крысы, области, часто пострадавших отинсульта 27,28. Более того, диссоциация ткани осуществляется только механической процедурой. Таким образом, этот протокол позволяет изолировать клетки на той же стадии развития, быстрым и недорогим способом, и с высокой производительностью и воспроизводимостью.

Перекрестный разговор между астроцитами и нейронами может быть исследован с помощью системы совместной культуры, в которой нейроны, культурные в coverslips поддерживаются в контакте с монослой астроцитов, посеянных в многоувелицевых пластин. Малые парафиновые сферы могут быть использованы для обеспечения разделения двух клеточных культур. Такой подход позволяет самостоятельно манипулировать каждым типом ячейки, прежде чем они ввяжут. Например, можно заставить замолчать определенный ген в астроцитах и посмотреть, как он может повлиять на уязвимость нейронов или защиту от ишемического повреждения. Установленным методом индуцирования ишемических условий in vitro является лишение кислорода и глюкозы (OGD)3, который состоит в замене обычной атмосферы (95% воздуха и 5% CO2)аноксической атмосферой (95% N2 и 5% CO2),связанной с упущением глюкозы.

Описанный метод подходит для изучения взаимодействий между нейронами и астроцитами в контексте ишемического инсульта простым, быстрым, воспроизводимым и недорогим способом.

Protocol

Все животные, используемые были выведены в Научно-исследовательский центр здоровья CICS-UBI в соответствии с национальными этическими требованиями к исследованиям на животных и Европейской конвенцией о защите позвоночных животных, используемых в экспериментальных и других научных целя…

Representative Results

Чтобы охарактеризовать культуры, иммуноцитохимия для оценки количества клеток, которые выразили GFAP или MAP2, широко используемые маркеры астроцитов инейронов (рисунок 2), была выполнена в каждом типе корковой культуры. Этот анализ показал, что обогащенные астроцитами кул…

Discussion

Описанный здесь метод состоит из изоляции астроцитов и нейронов от эмбриональной корковой ткани крысы, что позволяет создать обогащенные нейронами или астроцитами культуры или культуры нейронной глии. Он был адаптирован из предыдущего исследования нашейгруппы 5, где кор?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы признают финансовую поддержку фонда пара Циенсия электронной Tecnologia через проекты UIDB/00709/2020, POCI-01-0145-FEDER-029311 и стипендий SFRH/BD/135936/2018 в JP, по “Programa Operacional do Centro, Centro 2020” через проект CENTRO-01-0145-FEDER-000013 и финансирование PPBI-Португальской платформы биоимейминг через проект POCI-01-0145-FEDER-022122.

Materials

24 -well culture plates Thermo Fischer Scientific 142475
95% N2/5% CO2 gas cylinder ArLíquido
Anti-mouse conjugated to Alexa Fluor 488 Invitrogen A11001 1/1000 dilution; incubation period – 1 h at room temperature
Anti-rabbit conjugated to Alexa Fluor 546 Invitrogen A11010 1/1000 dilution; incubation period – 1 h at room temperature
B27 supplement (50x) Gibco 17504-044
Dako Fluorescence Mounting Medium Dako S3023
D-glucose anhydrous Fisher Scientific G/0450/60 3.4 g/L
Epifluorescence microscope Zeiss AxioObserver Z1x 63x objective
Fetal Bovine Serum (FBS) Biochrom S0615 10%
Gentamicin Sigma-Aldrich G1272 120 µg/mL
Glutamate Sigma-Aldrich G8415 25µM
Glutamine Sigma-Aldrich G3126 0.5 mM
Hoechst 33342 Invitrogen H1399 2 µM; incubation period – 10 min at room temperature
Hypoxia incubation chamber Stemcell Technologies 27310 Chamber used for OGD induction
Insulin from bovine pancreas Sigma-Aldrich I5500 5 mg/L
Ketamine Sigma-Aldrich K-002 87.5 mg/Kg
Minimum Essential Medium Eagle medium Sigma-Aldrich M0268 warm up to 37 °C before use
Mouse Anti-MAP2 Santa Cruz Biotechnology Sc-74421 1/500 dilution; incubation period overnight at 4 °C
Neurobasal medium Gibco 21103-049 warm up to 37 °C before use
Paraffin pastilles for histology Sigma-Aldrich 1.07164 Solidification point 56-58°C
Paraformaldehyde Sigma -Aldrich P6148 4% in PBS
Penicilin/Streptomycin Biochrom A 2213 penicillin (12U/mL) /streptomycin (12µg/mL)
Poly-D-lysine Sigma-Aldrich P1024
Rabbit Anti-GFAP DAKO Z0334 1/2000 dilution; incubation period overnight at 4 °C
Sodium hydrogen carbonate Fisher Scientific S/4240/60 2.2g/L
Xylazine Sigma-Aldrich X1126 12 mg/Kg

References

  1. Donkor, E. S. Stroke in the 21(st) Century: A Snapshot of the Burden, Epidemiology, and Quality of Life. Stroke Research and Treatment. 2018, 3238165 (2018).
  2. Dirnagl, U., Iadecola, C., Moskowitz, M. A. Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends in Neurosciences. 22 (9), 391-397 (1999).
  3. Woodruff, T. M., et al. Pathophysiology, treatment, and animal and cellular models of human ischemic stroke. Molecular Neurodegeneration. 6 (1), 11 (2011).
  4. Berezowski, V., Fukuda, A. M., Cecchelli, R., Badaut, J. Endothelial cells and astrocytes: a concerto en duo in ischemic pathophysiology. International Journal of Cell Biology. 2012, 176287 (2012).
  5. Roque, C., Baltazar, G. Impact of Astrocytes on the Injury Induced by In vitro Ischemia. Cellular and Molecular Neurobiology. 37 (8), 1521-1528 (2017).
  6. Ransom, B. R., Ransom, C. B. Astrocytes: multitalented stars of the central nervous system. Methods in Molecular Biology. 814, 3-7 (2012).
  7. Halassa, M. M., Fellin, T., Haydon, P. G. The tripartite synapse: roles for gliotransmission in health and disease. Trends in Molecular Medicine. 13 (2), 54-63 (2007).
  8. Forder, J. P., Tymianski, M. Postsynaptic mechanisms of excitotoxicity: Involvement of postsynaptic density proteins, radicals, and oxidant molecules. Neuroscience. 158 (1), 293-300 (2009).
  9. Basic Kes, V., Simundic, A. M., Nikolac, N., Topic, E., Demarin, V. Pro-inflammatory and anti-inflammatory cytokines in acute ischemic stroke and their relation to early neurological deficit and stroke outcome. Clinical Biochemistry. 41 (16-17), 1330-1334 (2008).
  10. Gursoy-Ozdemir, Y., Can, A., Dalkara, T. Reperfusion-induced oxidative/nitrative injury to neurovascular unit after focal cerebral ischemia. Stroke. 35 (6), 1449-1453 (2004).
  11. Cekanaviciute, E., et al. Astrocytic transforming growth factor-beta signaling reduces subacute neuroinflammation after stroke in mice. Glia. 62 (8), 1227-1240 (2014).
  12. Huang, L., et al. Glial scar formation occurs in the human brain after ischemic stroke. International Journal of Medical Sciences. 11 (4), 344-348 (2014).
  13. Rodriguez-Grande, B., et al. The acute-phase protein PTX3 is an essential mediator of glial scar formation and resolution of brain edema after ischemic injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (3), 480-488 (2014).
  14. Cheng, X., et al. Dynamic Alterations of Brain Injury, Functional Recovery, and Metabolites Profile after Cerebral Ischemia/Reperfusion in Rats Contributes to Potential Biomarkers. Journal of Molecular Neuroscience. 70 (5), 667-676 (2020).
  15. Wang, X., et al. Dual role of intrauterine immune challenge on neonatal and adult brain vulnerability to hypoxia-ischemia. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 66 (6), 552-561 (2007).
  16. Panahpour, H., Farhoudi, M., Omidi, Y., Mahmoudi, J. An In vivo Assessment of Blood-Brain Barrier Disruption in a Rat Model of Ischemic Stroke. Journal of Visualized Experiments. (133), e57156 (2018).
  17. Laake, J. H., Haug, F. M., Wieloch, T., Ottersen, O. P. A simple in vitro model of ischemia based on hippocampal slice cultures and propidium iodide fluorescence. Brain Research Protocols. 4 (2), 173-184 (1999).
  18. Cimarosti, H., Kantamneni, S., Henley, J. M. Ischaemia differentially regulates GABA(B) receptor subunits in organotypic hippocampal slice cultures. Neuropharmacology. 56 (8), 1088-1096 (2009).
  19. Cho, S., et al. Spatiotemporal evidence of apoptosis-mediated ischemic injury in organotypic hippocampal slice cultures. Neurochemistry International. 45 (1), 117-127 (2004).
  20. Dong, W. Q., Schurr, A., Reid, K. H., Shields, C. B., West, C. A. The Rat Hippocampal Slice Preparation as an Invitro Model of Ischemia. Stroke. 19 (4), 498-502 (1988).
  21. Tamura, R., et al. Neuroprotective effects of adenosine deaminase in the striatum. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 36 (4), 709-720 (2016).
  22. Dennis, S. H., et al. Oxygen/Glucose Deprivation Induces a Reduction in Synaptic AMPA Receptors on Hippocampal CA3 Neurons Mediated by mGluR1 and Adenosine A(3) Receptors. Journal of Neuroscience. 31 (33), 11941-11952 (2011).
  23. Bar El, Y., Kanner, S., Barzilai, A., Hanein, Y. Activity changes in neuron-astrocyte networks in culture under the effect of norepinephrine. PLoS One. 13 (10), (2018).
  24. Kuszczyk, M. A., et al. Blocking the Interaction between Apolipoprotein E and A beta Reduces Intraneuronal Accumulation of A beta and Inhibits Synaptic Degeneration. American Journal of Pathology. 182 (5), 1750-1768 (2013).
  25. Skaper, S. D., Facci, L. Central Nervous System Neuron-Glia co-Culture Models and Application to Neuroprotective Agents. Methods in Molecular Biology. 1727, 63-80 (2018).
  26. Fang, A., et al. Effects of astrocyte on neuronal outgrowth in a layered 3D structure. BioMedical Engineering OnLine. 18 (1), 74 (2019).
  27. Fernando, G., Yamila, R., Cesar, G. J., Ramon, R. Neuroprotective Effects of neuroEPO Using an In vitro Model of Stroke. Behavioral Sciences. 8 (2), (2018).
  28. Zhao, L. R., Willing, A. Enhancing endogenous capacity to repair a stroke-damaged brain: An evolving field for stroke research. Progress in Neurobiology. 163, 5-26 (2018).
  29. Crandall, J. E., Jacobson, M., Kosik, K. S. Ontogenesis of microtubule-associated protein 2 (MAP2) in embryonic mouse cortex. Brain Research. 393 (1), 127-133 (1986).
  30. Chamak, B., Fellous, A., Glowinski, J., Prochiantz, A. MAP2 expression and neuritic outgrowth and branching are coregulated through region-specific neuro-astroglial interactions. Journal of Neuroscience. 7 (10), 3163-3170 (1987).
  31. Almeida, A., Medina, J. M. A rapid method for the isolation of metabolically active mitochondria from rat neurons and astrocytes in primary culture. Brain Research Protocols. 2 (3), 209-214 (1998).
  32. Bessa, A., et al. GPER: A new tool to protect dopaminergic neurons. Biochim Biophys Acta. 1852 (10), 2035-2041 (2015).
  33. De Simone, U., Caloni, F., Gribaldo, L., Coccini, T. Human Co-culture Model of Neurons and Astrocytes to Test Acute Cytotoxicity of Neurotoxic Compounds. International Journal of Toxicology. 36 (6), 463-477 (2017).
  34. Yang, L., Shah, K. K., Abbruscato, T. J. An in vitro model of ischemic stroke. Methods in Molecular Biology. 814, 451-466 (2012).
  35. Holloway, P. M., Gavins, F. N. Modeling Ischemic Stroke In Vitro: Status Quo and Future Perspectives. Stroke. 47 (2), 561-569 (2016).
  36. Rossi, D. J., Brady, J. D., Mohr, C. Astrocyte metabolism and signaling during brain ischemia. Nature Neuroscience. 10 (11), 1377-1386 (2007).

Play Video

Cite This Article
Gava-Junior, G., Roque, C., Mendes-Oliveira, J., Bernardino, A. C., Serrenho, I., Pires, J. P., Baltazar, G. A Cell Culture Model for Studying the Role of Neuron-Glia Interactions in Ischemia. J. Vis. Exp. (165), e61388, doi:10.3791/61388 (2020).

View Video