Summary

מודל תרבות התא להפקת צהבת מניות וירוס מסוג Titer גבוהה

Published: June 26, 2020
doi:

Summary

מתוארים כאן היא שיטה יעילה כיצד לייצר מניות סיכוייו גבוהה ויראלי של וירוס הפטיטיס E (האוהב) כדי להדביק ביעילות תאים hepatoma. עם השיטה המוצגת, הן לא מעטפת, כמו גם חלקיקים ויראלי מעטוף ניתן לקצור ומשמש לצורך הצגת קווי תאים שונים.

Abstract

וירוס צהבת E הוא הגורם המוביל של שחמת הכבד ואת אי ספיקת כבד עם הגדלת שכיחות ברחבי העולם. וירוס ה-RNA היחיד המועבר ברובו על ידי עירויי דם, תנאים סניטריים מספיקים ומוצרי מזון מזוהמים. כדי לצאת התרופה מחוץ לתווית ריבוירין (rbv) היא הטיפול בבחירה עבור חולים רבים. למרות זאת, יש לזהות את הטיפול המסוים. עד כה, הידע על מחזור החיים האוהב והפתוגנזה הושפע באופן קשה בשל היעדר מערכת יעילה של התרבות התאית של הגוף. מערכת התרבות הסלולרית האיתנה חיונית לחקר מחזור החיים הנגיפי הכולל גם את הפתוגנזה הנגיפית. עם השיטה המתוארת כאן ניתן לייצר מגדל ויראלי של עד 3 x 106 מיקוד להרכיב יחידה/ml (ffu/ml) של האדם הלא עטוף ואת עד 5 x 104 ffu/ml של מעטפת. באמצעות חלקיקים אלה, ניתן להדביק מגוון של תאים של מקורות מגוונים, כולל תאים ראשוניים ואנושיים, כמו גם קווי תאים של בעלי חיים. הייצור של חלקיקי אוהב זיהומיות מפלמידים מהווה מקור אינסופי, מה שהופך את הפרוטוקול הזה ליעיל ביותר.

Introduction

צהבת E היא מחלה די מזלזל עם שכיחות גוברת ברחבי העולם. כ 20,000,000 זיהומים לגרום ליותר מ 70,000 מקרי מוות בשנה1. הסוכן הבסיסי, וירוס הפטיטיס (שלום), הוצב מחודש לאחרונה והוא מסווג כיום בתוך המשפחה Hepe, כולל הנגיף האורתופהווירוס ו piscihepevirus. האוהב של מקורות שונים מסווג בתוך מינים Orthohepevirus A-D כולל מבודד מבני אדם, חזיר, ארנבים, חולדות, ציפורים ויונקים אחרים2. בזמן הנוכחי, שמונה גנוסוגים שונים (GT) של חיובי, וירוס יחיד שנתקע RNA זוהו2. למרות שהם נבדלים בזהות הרצף שלהם, נתיבי שידור והפצה גיאוגרפית, מבנה גנומית שלהם הוא שימור מאוד. יותר ספציפי, הגנום 7.2 kbp האוהב מחולק ל 3 מסגרות קריאה הגדול פתוח (ORF1 -3). בעוד ORF1 מקודד את כל האנזימים הדרושים עבור שכפול מוצלח בתא המארח, ORF2 מקודד את חלבון הקפיסיד, והחלבון ORF3 מתפקד כערוץ יונים פונקציונלי הנדרש להרכבה ושחרור של חלקיקים זיהומיות3. שוחרר פעם לתוך הבסיס או לומן פסגה חי קיים בשני, quasienveloped ו מינים לא עטוף/עירום תלוי אם הנגיף מקורו דם או צואה, בהתאמה4,5.

בעוד GT1 ו GT2 נמצאים בעיקר במדינות מתפתחות רק מדביק את בני האדם6 דרך הדרך הצואה אוראלי, GT3, GT4 ו GT7 מתרחשים בעיקר במדינות מפותחות1,7 עם מגוון של מינים המשרתים כמו מאגרים, למשל, חזיר8, חולדה9, עוף10,11, צבי12,,22נמייה13, בת14, ארנב15,16, בר חזיר17 ועוד הרבה יותר7,18,19, מתן ראיות של zoonosis7,20,21 בנוסף לתנאים הסניטריים מספיק23 ומוצרי מזון מזוהם12,24,25,26, העברה באמצעות עירוי דם ושתילת איברים ניתן גם כן27,28. אוהב הוא גורם נפוץ של שחמת הכבד וכישלון הכבד29 במיוחד בחולים עם מחלת הכבד הקיימים מראש, אנשים בסיכון חיסוני (גנוטיפ 3, 4 ו 7) ונשים הרות (גנוטיפ 1). של הערה, יש גם ביטויים מחוץ לכבד כגון מחלה המטפאות30,31,32, הפרעות נוירולוגיות33 ופציעה הכליה34.

עד כה, התרופה מחוץ לתווית ריבוירין (rbv) היא הטיפול בבחירה עבור חולים רבים נגועים35,36. עם זאת, דווח על מקרים של כישלון הטיפול והתוצאות הרפואיות העניות לטווח הארוך דווחו. כישלון הטיפול נקשר מוטגנזה ויראלית ומוגברת טרוגניות ויראלי בחולים37נגועים באופןכרוני 37,38,39. להפך, האחרונה רטרוספקטיבי האירופי הכנס למחקר לא היה מסוגל לתאם פולימונאז מוטציות לכשל הטיפול RBV40. בתצפיות קליניות ובניסויים מחוץ למבחנה, אינטרפרון41,42,43, sofosbuvir44,45, מלחי אבץ46 ו-סילברול47,48 הראו גם אפקטים אנטי-ויראליים. למרות זאת, טיפול מסוים בנושא החיים נותר להימצא, והוא מושפע מחוסר הידע על מחזור חיי החיות והפתוגנזה שלה. לפיכך, מערכת תרבות תא חזקה למחקרים וירולוגיים ופיתוח תרופות אנטי-ויראליות חדשות, נחוצה בדחיפות49.

למרבה הצער, כמו וירוסים אחרים הפטיטיס, כלומר, קשה להפיץ בקווי התא קונבנציונאלי בדרך כלל מתקדם לאט מאוד מוביל ויראלי נמוך עומסים. אף על פי כן, קבוצות מסוימות הצליחו להגביר את העומסים ויראלי על ידי הדור של קו התא subclones50 או התאמה של תוספי מדיה51. לאחרונה הדור של cdna שיבוטים52 ו עיבוד של המטופל הראשי מבודד על ידי passaging53,54 הפצת האוהב משופרת נוסף בתרבות התא55. בפרוטוקול זה, השתמשנו הגנום של תרבות התא הותאם מאמץ Kernow-C1 (המכונה p6_WT)54 ו מוטציה זן מחסה מוטציה שיפור שכפול (המכונה p6_G1634R)37. Kernow-C1 הוא זן הנפוץ ביותר בתרבות תא מאוהב והוא מסוגל לייצר עומסים ויראלי גבוהה. על ידי הערכת ויראלי מספרים העתק RNA, שכפול האוהב יכול להיות מנוטרים בתוך מבחנה. עם זאת, טכניקות אלה אינן מאפשרות הערכה של מספר החלקיקים הזיהומיות המיוצרים. לכן, יש לנו הקימה מודלובורנציה כתמים כדי לקבוע מיקוד ויוצרים יחידות (FFU/mL).

השיטה המתוארת כאן56 יכולה לשמש להפקת חלקיקים ויראליים מדבקים באורך מלא, המסוגלים להדביק מגוון סוגי תאים ממקורות שונים, כולל תאים ראשוניים וקווי תאים. זהו תנאי מוקדם בסיסי לפענח היבטים חשובים של זיהום והטרוריזם. אין צורך בחיסונים. בדרך כלל מוגבלים בחולים הייצור של חלקיקי אוהב זיהומיות מפלמידים מהווה מקור אינסופי, מה שהופך פרוטוקול זה זהובה יעיל. בנוסף, מערכת זו יכולה לשמש עבור הגנטיקה הפוכה המאפשרת את המחקר של שינוי הגנום מזוהה vivo ואת השפעתם על שכפול וכושר. טכניקה זו גוברת על מגבלות רבות, ויכולה לסלול את הדרך להתפתחות הסמים, ללימודי מוטגנזה ולהערכת אינטראקציות של מארחי וירוסים כגון מגבלות או מקדמי כניסה.

Protocol

הערה: כל הניסויים מתבצעים תחת תנאי BSL-2. כל החומרים שנכנסים במגע עם הפטיטיס וירוס RNA או וירוס זיהומיות יש לשטוף כראוי עם 4% Kohrsolin FF ממיכל פסולת בתוך המכסה לפני לסילוק. 1. הכנה פלסמיד אינוהחסן 200 mL ליברות מדיום המכיל 100 μg/mL אמפיצילין עם השתנה הJM109 coli שילוב של קידוד פלאבין ?…

Representative Results

בפרוטוקול זה, אנו מתארים את ההפקה של חברת הייטק מדבקת. הצעד הראשון הוא לבודד את ה-DNA פלמיד (pBluescript_SK_HEVp654 ו-PBLUESCRIPT_SK_HEVP6-G1634R37, איור 8a), אשר לאחר מכן הוא לאחר לבידוד על ידי הגבלת העיכול ומטוהר עבור תמלול מתורבת (איור 1). ניתן לאמת לינלון מוצ…

Discussion

החל עם ההכנה הפלסטיות, התשואות DNA צריך לחרוג 150 ng/μL כדי להיות מסוגל לבצע לינריזציה מרובים מן המלאי באותו פלסטלינה, אשר ממזער את הסיכון של חיידקים המושרה מוטגנזה של רצפי הגנום המכריע. יתר על כן, חשוב לבדוק את תקציר ההגבלה עבור שורה מלאה פלריזציה על ידי ג’ל אלקטרופורזה (איור 8b). …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנחנו אסירי תודה לסוזן אמרסון. על וירוס הפטיטיס p6 שיבוט מערכת החיסון העצמי הספציפית של הארנב מסופקת באדיבות ריינר אולריך, מכון פרידריך לופלר, גרמניה. כמו כן, אנו מודים לכל חברי המחלקה לוירולוגיה מולקולרית ורפואית באוניברסיטת רוהר בוכום על תמיכתם ושיוריהם. דמויות 1-7 נוצרו עם BioRender.com.

Materials

0.45 µm mesh Sarstedt 83.1826 Harvest extracellular Virus
4 % Histofix CarlRoth P087.4 Immunofluorescence
Acetic acid CarlRoth 6755.1 Collagen working solution
Amicon Ultra-15 Merck Millipore UFC910024 Virus harvesting
Ampicillin Sigma-Aldrich A1593 Selection of transformed bacteria
ATP Roche 11140965001 in vitro transcription and electroporation
BioRender BioRender Figure Generation
CaCl2 Roth 5239.2 Cytomix
Collagen R solution 0.4 % sterile Serva 47256.01 Collagen working solution
CTP Roche 11140922001 in vitro transcription
Cuvette Biorad 165-2088 Electroporation
DAPI Invitrogen D21490 Immunofluorescence
DMEM gibco 41965-039 Cell culture
DNAse Promega M6101 in vitro transcription
DTT Promega included in P2077 in vitro transcription
EGTA Roth 3054.3 Cytomix
Escherichia coli JM109 Promega L2005 Transformation
Fetal bovine serum gibco 10270106 Cell culture
Fluoromount SouthernBiotech 0100-01 Immunofluorescence
GenePulser Xcell Electroporation System BioRad 1652660 Electroporation
Gentamycin gibco 15710049 Cell culture
GTP Roche 11140957001 in vitro transcription
H2O Braun 184238001 Immunofluorescence
Hepes Invitrogen 15630-03 Cytomix
Horse serum gibco 16050122 Immunofluorescence
K2HPO4 Roth P749.1 Cytomix
KCL Roth 6781.3 Cytomix
KH2PO4 Roth 3904.2 Cytomix
L-Glutamin gibco 25030081 Cell culture
L-Glutathione reduced Sigma-Aldrich G4251-5G Cytomix
MEM gibco 31095-029 Cell culture
MEM NEAA (100×) gibco 11140-035 Cell culture
MgCl2 Roth 2189.2 Cytomix
Microvolume UV-Vis spectrophotometer NanoDrop One Thermo Fisher ND-ONE-W DNA/RNA concentration
MluI enzyme NEB R0198L Linearization
NEB buffer NEB included in R0198L Linearization
NucleoSpin Plasmid kit Macherey & Nagel 740588.250 Plasmid preparation
NucleoSpin RNA Clean-up Kit Macherey & Nagel 740948.250 RNA purification
PBS gibco 70011051 Cell culture
Pen/Strep Thermo Fisher 15140122 Cell culture
Plasmid encoding full-length HEV genome (p6_G1634R) Todt et.al Virus production
Plasmid encoding full-length HEV genome (p6_WT) Shukla et al. GenBank accession no. JQ679013 Virus production
Primary antibody 1E6 LS-Bio C67675 Immunofluorescence
Primary antibody 8282 Rainer Ulrich, Friedrich Loeffler Institute, Germany
QIAprep Spin Miniprep Kit Qiagen 27106 DNA extraction
Ribo m7G Cap Analog Promega P1711 in vitro transcription
RNase away CarlRoth A998.3 RNA purification
RNasin (RNase inhibitor) Promega N2515 in vitro transcription
Secondary antibody donkey anti-mouse 488 Thermo Fisher A-21202 Immunofluorescence
Secondary antibody goat anti-rabbit 488 Thermo Fisher A-11008 Immunofluorescence
Sodium Pyruvat gibco 11360070 Cell culture
T7 RNA polymerase Promega P2077 in vitro transcription
Transcription Buffer Promega included in P2077 in vitro transcription
Triton X-100 CarlRoth 3051.3 Immunofluorescence
Trypsin-EDTA (0.5 %) gibco 15400054 Cell culture
ultra-low IgG gibco 1921005PJ Cell culture
UTP Roche 11140949001 in vitro transcription

References

  1. Wedemeyer, H., Pischke, S., Manns, M. P. Pathogenesis and treatment of hepatitis e virus infection. Gastroenterology. 142 (6), 1388-1397 (2012).
  2. Smith, D. B., et al. Proposed reference sequences for hepatitis E virus subtypes. The Journal of General Virology. 97 (3), 537-542 (2016).
  3. Ding, Q., et al. Hepatitis E virus ORF3 is a functional ion channel required for release of infectious particles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (5), 1147-1152 (2017).
  4. Chapuy-Regaud, S., et al. Characterization of the lipid envelope of exosome encapsulated HEV particles protected from the immune response. Biochimie. 141, 70-79 (2017).
  5. Yin, X., Ambardekar, C., Lu, Y., Feng, Z. Distinct Entry Mechanisms for Nonenveloped and Quasi-Enveloped Hepatitis E Viruses. Journal of Virology. 90 (8), 4232-4242 (2016).
  6. Khuroo, M. S., Khuroo, M. S., Khuroo, N. S. Hepatitis E: Discovery, global impact, control and cure. World Journal of Gastroenterology. 22 (31), 7030-7045 (2016).
  7. Rasche, A., et al. Hepatitis E Virus Infection in Dromedaries, North and East Africa, United Arab Emirates, and Pakistan, 1983-2015. Emerging Infectious Diseases. 22 (7), 1249-1252 (2016).
  8. Hsieh, S. Y., et al. Identity of a novel swine hepatitis E virus in Taiwan forming a monophyletic group with Taiwan isolates of human hepatitis E virus. Journal of Clinical Microbiology. 37 (12), 3828-3834 (1999).
  9. Johne, R., et al. Detection of a novel hepatitis E-like virus in faeces of wild rats using a nested broad-spectrum RT-PCR. The Journal of General Virology. 91, 750-758 (2010).
  10. Payne, C. J., Ellis, T. M., Plant, S. L., Gregory, A. R., Wilcox, G. E. Sequence data suggests big liver and spleen disease virus (BLSV) is genetically related to hepatitis E virus. Veterinary Microbiology. 68 (1-2), 119-125 (1999).
  11. Haqshenas, G., Shivaprasad, H. L., Woolcock, P. R., Read, D. H., Meng, X. -. J. Genetic identification and characterization of a novel virus related to human hepatitis E virus from chickens with hepatitis–splenomegaly syndrome in the United States. Journal of General Virology. 82, 2449-2462 (2001).
  12. Tei, S., Kitajima, N., Takahashi, K., Mishiro, S. Zoonotic transmission of hepatitis E virus from deer to human beings. The Lancet. 362 (9381), 371-373 (2003).
  13. Nakamura, M., et al. Hepatitis E virus infection in wild mongooses of Okinawa, Japan: Demonstration of anti-HEV antibodies and a full-genome nucleotide sequence. Hepatology Research: the Official Journal of the Japan Society of Hepatology. 34 (3), 137-140 (2006).
  14. Drexler, J. F., et al. Bats worldwide carry hepatitis E virus-related viruses that form a putative novel genus within the family Hepeviridae. Journal of Virology. 86 (17), 9134-9147 (2012).
  15. Zhao, C., et al. A novel genotype of hepatitis E virus prevalent among farmed rabbits in China. Journal of Medical Virology. 81 (8), 1371-1379 (2009).
  16. Lhomme, S., et al. Risk of zoonotic transmission of HEV from rabbits. Journal of Clinical Virology: the Official Publication of the Pan American Society for Clinical Virology. 58 (2), 357-362 (2013).
  17. Kaci, S., Nöckler, K., Johne, R. Detection of hepatitis E virus in archived German wild boar serum samples. Veterinary Microbiology. 128 (3-4), 380-385 (2008).
  18. Liu, B., et al. Avian hepatitis E virus infection of duck, goose, and rabbit in northwest China. Emerging Microbes & Infections. 7 (1), 76 (2018).
  19. Raj, V. S., et al. Novel hepatitis E virus in ferrets, the Netherlands. Emerging Infectious Diseases. 18 (8), 1369-1370 (2012).
  20. Dong, C., et al. Restricted enzooticity of hepatitis E virus genotypes 1 to 4 in the United States. Journal of Clinical Microbiology. 49 (12), 4164-4172 (2011).
  21. Goens, S. D., Perdue, M. L. Hepatitis E viruses in humans and animals. Animal Health Research Reviews. 5 (2), 145-156 (2004).
  22. Geng, Y., Wang, Y. Transmission of Hepatitis E Virus. Advances in Experimental Medicine and Biology. 948, 89-112 (2016).
  23. Naik, S. R., Aggarwal, R., Salunke, P. N., Mehrotra, N. N. A large waterborne viral hepatitis E epidemic in Kanpur, India. Bulletin of the World Health Organization. 70 (5), 597-604 (1992).
  24. Feagins, A. R., Opriessnig, T., Guenette, D. K., Halbur, P. G., Meng, X. -. J. Detection and characterization of infectious Hepatitis E virus from commercial pig livers sold in local grocery stores in the USA. The Journal of General Virology. 88, 912-917 (2007).
  25. Colson, P., et al. Pig liver sausage as a source of hepatitis E virus transmission to humans. The Journal of Infectious Diseases. 202 (6), 825-834 (2010).
  26. Wenzel, J. J., et al. Detection of hepatitis E virus (HEV) from porcine livers in Southeastern Germany and high sequence homology to human HEV isolates. Journal of Clinical Virology: the Official Publication of the Pan American Society for Clinical Virology. 52 (1), 50-54 (2011).
  27. Colson, P., et al. Transfusion-associated Hepatitis E, France. Emerging Infectious Diseases. 13 (4), 648-649 (2007).
  28. Kamp, C., et al. Impact of hepatitis E virus testing on the safety of blood components in Germany – results of a simulation study. Vox Sanguinis. , (2018).
  29. Kamar, N., Dalton, H. R., Abravanel, F., Izopet, J. Hepatitis E virus infection. Clinical Microbiology Reviews. 27 (1), 116-138 (2014).
  30. Pischke, S., Behrendt, P., Manns, M. P., Wedemeyer, H. HEV-associated cryoglobulinaemia and extrahepatic manifestations of hepatitis E. The Lancet Infectious Diseases. 14 (8), 678-679 (2014).
  31. Colson, P., et al. Severe thrombocytopenia associated with acute hepatitis E virus infection. Journal of Clinical Microbiology. 46 (7), 2450-2452 (2008).
  32. Mishra, P., Mahapatra, M., Kumar, R., Pati, H. P. Autoimmune hemolytic anemia and erythroid hypoplasia associated with hepatitis E. Indian Journal of Gastroenterology: Official Journal of the Indian Society of Gastroenterology. 26 (4), 195-196 (2007).
  33. Sood, A., Midha, V., Sood, N. Guillain-Barré syndrome with acute hepatitis E. The American Journal of Gastroenterology. 95 (12), 3667-3668 (2000).
  34. Fousekis, F. S., Mitselos, I. V., Christodoulou, D. K. Extrahepatic manifestations of hepatitis E virus: An overview. Clinical and Molecular Hepatology. 26 (1), 16-23 (2020).
  35. Pischke, S., et al. Ribavirin treatment of acute and chronic hepatitis E: A single-centre experience. Liver International: Official Journal of the International Association for the Study of the Liver. 33 (5), 722 (2013).
  36. Kamar, N., et al. Ribavirin for Chronic Hepatitis E Virus Infection in Transplant Recipients. The New England Journal of Medicine. 370, 1111-1120 (2014).
  37. Todt, D., et al. In vivo evidence for ribavirin-induced mutagenesis of the hepatitis E virus genome. Gut. 65, 1733-1743 (2016).
  38. Todt, D., Walter, S., Brown, R. J. P., Steinmann, E. Mutagenic Effects of Ribavirin on Hepatitis E Virus-Viral Extinction versus Selection of Fitness-Enhancing Mutations. Viruses. 8 (10), 8100283 (2016).
  39. Todt, D., Meister, T. L., Steinmann, E. Hepatitis E virus treatment and ribavirin therapy: Viral mechanisms of nonresponse. Current Opinion in Virology. 32, 80-87 (2018).
  40. Kamar, N., et al. Ribavirin for Hepatitis E Virus Infection After Organ Transplantation: A Large European Retrospective Multicenter Study. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. , (2019).
  41. Kamar, N., et al. Influence of immunosuppressive therapy on the natural history of genotype 3 hepatitis-E virus infection after organ transplantation. Transplantation. 89 (3), 353-360 (2010).
  42. Kamar, N., et al. Pegylated interferon-alpha for treating chronic hepatitis E virus infection after liver transplantation. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. 50 (5), 30-33 (2010).
  43. Todt, D., et al. Antiviral Activities of Different Interferon Types and Subtypes against Hepatitis E Virus Replication. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 60 (4), 2132-2139 (2016).
  44. Dao Thi, V. L., et al. Sofosbuvir Inhibits Hepatitis E Virus Replication In Vitro and Results in an Additive Effect When Combined with Ribavirin. Gastroenterology. 150 (1), 82-85 (2016).
  45. van der Valk, M., Zaaijer, H. L., Kater, A. P., Schinkel, J. Sofosbuvir shows antiviral activity in a patient with chronic hepatitis E virus infection. Journal of Hepatology. 66 (1), 242-243 (2017).
  46. Kaushik, N., et al. Zinc Salts Block Hepatitis E Virus Replication by Inhibiting the Activity of Viral RNA-Dependent RNA Polymerase. Journal of Virology. 91 (21), (2017).
  47. Todt, D., et al. The natural compound silvestrol inhibits hepatitis E virus (HEV) replication in vitro and in vivo. Antiviral Research. 157, 151-158 (2018).
  48. Glitscher, M., et al. Inhibition of Hepatitis E Virus Spread by the Natural Compound Silvestrol. Viruses. 10 (6), 301 (2018).
  49. Kinast, V., Burkard, T. L., Todt, D., Steinmann, E. Hepatitis E Virus Drug Development. Viruses. 11 (6), 485 (2019).
  50. Schemmerer, M., et al. Enhanced Replication of Hepatitis E Virus Strain 47832c in an A549-Derived Subclonal Cell Line. Viruses. 8 (10), 267 (2016).
  51. Huang, R., et al. Cell Culture of Sporadic Hepatitis E Virus in China. Clinical and Vaccine Immunology. 6 (5), 729-733 (1999).
  52. Emerson, S. U., et al. Recombinant hepatitis E virus genomes infectious for primates: Importance of capping and discovery of a cis-reactive element. PNAS. 98 (26), 15270-15275 (2001).
  53. Shukla, P., et al. Cross-species infections of cultured cells by hepatitis E virus and discovery of an infectious virus-host recombinant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (6), 2438-2443 (2011).
  54. Shukla, P., et al. Adaptation of a genotype 3 hepatitis E virus to efficient growth in cell culture depends on an inserted human gene segment acquired by recombination. Journal of Virology. 86 (10), 5697-5707 (2012).
  55. Meister, T. L., Bruening, J., Todt, D., Steinmann, E. Cell culture systems for the study of hepatitis E virus. Antiviral Research. 163, 34-49 (2019).
  56. Todt, D., et al. Robust hepatitis E virus infection and transcriptional response in human hepatocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2020).
  57. Ankavay, M., et al. New insights into the ORF2 capsid protein, a key player of the hepatitis E virus lifecycle. Scientific Reports. 9 (1), 6243 (2019).
  58. Schemmerer, M., Johne, R., Erl, M., Jilg, W., Wenzel, J. J. Isolation of Subtype 3c, 3e and 3f-Like Hepatitis E Virus Strains Stably Replicating to High Viral Loads in an Optimized Cell Culture System. Viruses. 11 (6), 483 (2019).

Play Video

Cite This Article
Meister, T. L., Klöhn, M., Steinmann, E., Todt, D. A Cell Culture Model for Producing High Titer Hepatitis E Virus Stocks. J. Vis. Exp. (160), e61373, doi:10.3791/61373 (2020).

View Video