Описано здесь протокол, который позволяет колоритной количественной оценки количества пищи, съеденной в течение определенного промежутка времени личинками Drosophila melanogaster подвергаются диеты различного качества макроэлементов. Эти анализы проводятся в контексте нейронального термогенетического экрана.
Поведение кормления и кормления позволяет животным получить доступ к источникам энергии и питательных веществ, необходимых для их развития, здоровья и фитнеса. Исследование нейронной регуляции этих поведений имеет важное значение для понимания физиологических и молекулярных механизмов, лежащих в основе питания гомеостаза. Использование генетически урочищеемых моделей животных, таких как черви, мухи и рыбы значительно облегчает эти типы исследований. В последнее десятилетие, плодовая муха Drosophila меланогастер был использован в качестве мощной модели животных нейробиологов исследования нейронального контроля кормления и кормления поведения. Хотя, несомненно, ценно, большинство исследований изучить взрослых мух. Здесь мы описываем протокол, который использует более простую личиночинок нервной системы для исследования нейрональных субстратов, контролирующих поведение кормления, когда личинки подвергаются воздействию диет, отличающихся содержанием белка и углеводов. Наши методы основаны на количественном колоритном не-выбор кормления анализ, выполненный в контексте нейронной термогенетической активации экрана. Как считыв, количество пищи, съеденной личинками в течение 1 ч интервал был использован при воздействии одного из трех красителей помечены диеты, которые отличаются по своим белкам углеводов (P:C) отношения. Эффективность этого протокола демонстрируется в контексте нейрогенетического экрана в личинке Drosophila, путем выявления кандидатов нейрональных популяций, регулирующих количество пищи, съеденной в диетах различного качества макроэлементов. Мы также смогли классифицировать и группировал генотипы, протестированные на фенотипические классы. Помимо краткого обзора имеющихся в настоящее время методов в литературе, обсуждаются преимущества и ограничения этих методов, а также некоторые предложения о том, каким образом этот протокол может быть адаптирован к другим конкретным экспериментам.
Все животные зависят от сбалансированного питания, чтобы приобрести необходимое количество питательных веществ для выживания, роста и воспроизводства1. На выбор того, что и сколько есть, влияет множество взаимодействующих факторов, связанных с внутренним состоянием животного, таких как уровень сытости, и условия окружающей среды, такие каккачество продуктов питания 2,3,4,5. Белок и углеводы являются двумя основными макроэлементами, и их сбалансированное потребление имеет важное значение для поддержания физиологических процессов животных. Таким образом, понимание нейронных механизмов, контролирующих поведение кормления и поддержания сбалансированного потребления этих макроэлементов является чрезвычайно актуальным. Это потому, что черты истории жизни, как продолжительность жизни, плодовитость, и метаболическоездоровье непосредственно зависит от уровня потребления белка 6,7,8,9,10.
Использование более простых более урочищенные организмы, которые демонстрируют эволюционно сохраненные привычки кормления со сложными животными, в том числе млекопитающих, имеет важное значение для этого типа исследований. Важно отметить, что эти более простые модели животных дают хорошую возможность для вскрытия сложных биологических вопросов в дорогостоящем, этически и технически более эффективном контексте. В последние десятилетия, Drosophila, с его мощным генетическим инструментарием, сложные и стереотипное поведение и сохраненной архитектуры периферических и питательных механизмов зондирования с млекопитающими, была плодотворной моделью для поведенческих нейробиологов11. В конечном счете, надежда заключается в том, что, понимая, как потребление пищи регулируется в этом животном, с более простой нервной системы, мы можем начать распутать нейрональных неисправностей, лежащих в основе расстройства пищевого поведения человека.
Изучение нейрональных субстратов для кормления поведения глубоко зависит от возможности одновременно измерять потребление пищи животными при манипулировании их нейрональной активностью. Из-за минимального количества пищи попадает, количественное количество пищи, съеденной мухами является чрезвычайно сложной задачей, и все методы в настоящее время имеются в настоящее время представляют значительные ограничения. Таким образом, золотой стандарт заключается в использовании комбинации дополнительных методологий12. Взрослые мухи исторически благоприятствования в качестве генетической и поведенческой модели. Тем не менее, личинки дрозофилы, также предлагают возможности для исследования нейрональных субстратов, кодирующих поведение кормления. Личиновала центральной нервной системы (ЦНС), около 12000 нейронов, значительно менее сложным, чем у взрослых, который содержит около 150000 нейронов. Эта более низкая сложность не только численная, но и функциональная, так как личинонное поведение зависит от более простых локомотивных функций и сенсорных систем. Несмотря на кажущуюся простоту их нервной системы, личинки по-прежнему демонстрируют полное поведение кормления, и некоторые методы количественного приема пищи в личинках дрозофилыбыли описаны 5,13,14,15. Спаривая с манипуляциями нейронной активности, личинки дрозофилы могут представлять собой очень урочиваемую модель для понимания нервной регуляции потребления пищи.
Здесь представлен подробный протокол количественной оценки потребления пищи личинками, подвергаемыми воздействию диет различного макроэлементного качества. Диеты, так называемые макроэлементные балансирующие диеты, отличались содержанием белков и углеводов, в частности, в отношении соотношения белка к углеводам (P:C) 1:1 (богатая белком диета), 1:4 (промежуточная диета) и 1:16 (плохое питание с белками), как показано на рисунке 1A. Кратко, количественный не-выбор кормления анализ был создан с использованием этих трех изокалорических сахарозы-дрожжи (SY) на основе диеты окрашены с синим красителем пищи. Поскольку экстракт дрожжей и сахароза были использованы в качестве белковых и углеводных источников, и оба содержат углеводы, изменение в соотношении P:C было получено путем изменения баланса этих двух компонентов, как ранееописано 16 и, как указано на рисунке 1B. Схематический обзор протокола, показывающий основные экспериментальные этапы, доступен на рисунке 2.
Этот протокол был создан с целью изучения роли конкретных популяций нейронов на регулирование уровней кормления личинок в диетах различных соотношений P:C и в контексте термогенетического нейронального экрана. Хорошо охарактеризованный нейрогенетический инструмент был использован из семьи Transient Receptor Potential (TRP) : Drosophila Transient Receptor Potential channel (dTRPA1), который является температурным и напряжением закрытым каналом катиона, позволяющим стрелять потенциалами действия, когда температура окружающей среды поднимается выше 25градусов по Цельсию 17. Чтобы выразить dTRPA1 трансген, мы воспользовались Gal4 линий, основанных на cis-регулятивных регионах из генома Drosophila, созданный в лаборатории Рубин, в контексте проекта FlyLight в Janelia Research Campus18,19.
Хотя протокол, здесь описано, был создан в контексте экрана активации, он может быть легко адаптирован экспериментатором к другим конкретным потребностям или интересам, а именно для выполнения подавления экрана с использованием температуры чувствительных нейронов глушитель ShibireTS20, в качестве альтернативы dTRPA1. Эта и другие адаптации обсуждаются в разделах протокола и обсуждения.
С помощью этого протокола можно было проверить способность личинок под термогенетическую активацию конкретных нейронных популяций регулировать уровень потребления белков и углеводов, двух основных макроэлементов, при воздействии диеты разного состава P:C. Этот метод был протестиров?…
The authors have nothing to disclose.
Мы хотели бы поблагодарить Институт Гульбенкян де Сиенсия (МКГР) за предоставление нам доступа к части экспериментального оборудования, описанного в этом протоколе. Эта работа была поддержана Португальским фондом науки и техники (FCT), LISBOA-01-0145-FEDER-007660, PTDC/NEU- NMC/2459/2014, IF/00697/2014 и La Caixa HR17-00595 для PMD и Австралийского исследовательского совета будущего стипендий (FT170100259) в CKM.
1.5 mL microtubes | Sarstedt AG & Co. | 72.690.001 | |
10xPBS | Nytech | MB18201 | |
2.0 mL microtubes | Sarstedt AG & Co. | 72.695.500 | |
60 mm petri dishes | Greiner Bio-one, Austria | 628161 | |
96 well microplates | Santa Cruz Biotechnology | SC-204453 | |
Agar | Pró-vida, Portugal | ||
Bench cooler | Nalgene, USA | Labtop Cooler 5115-0032 | |
Blue food dye | Rayner, Billingshurst, UK | ||
Cell disruption media | Scientific Industries, Inc. | 888-850-6208 | (0.5 mm glass beads) |
Dish weight boats | Santa Cruz Biotechnology | SC-201606 | |
Embryo collection cage for 60 mm petri dishes | Flystuff, Scientific Laboratory Supplies, UK | FLY1212 (59-100) | |
Featherweight forceps | BioQuip Products, USA | 4750 | |
Fly food for stocks maintenance | 1 L food contains: 10 g Agar, 100 g Yeast Extract, 50 g Sucrose, 30 mL Nipagin, 3 mL propionic acid | ||
Forceps #5 | Dumont | 0108-5-PS | Standard tips, INOX, 11cm |
Incubator | LMS Ltd, UK | Series 2, Model 230 | For thermogenetic feeding assay (30∘C) |
Incubator | Percival Scientific, USA | DR36NL | To stage larvae (19∘C) |
Janelia lines | Janelia Research Campus | Detailed information in Table 2 | |
Macronutrient balancing diets | Composition and nutritional information in Figure 1 | ||
Methanol | VWR | CAS number: 67-56-1 | |
Nipagin (Methyl 4-hydroxybenzoate) | Sigma-Aldrich | H5501 | |
Nitrile gloves | VWR, USA | ||
Refrigerated centrifuge | Eppendorf, Germany | 5804 R / Serial number: 5805CI364293 | |
Rubin Gal4 ines | Janelia Research Campus | Stoks available at Bloomington Drosophila Stock Center | |
ShibireTS UAS line | Bloomington Drosophila Stock Center | BDSC number: 66600 | Provided by Carlos Ribeiro Group |
Soft brushes | For sorting anaesthetised fruit flies | ||
Spectrophotometer plate reader | Thermo Fisher Scientific | Multiskan Go 51119300 | |
Stereo microscope | Nikon | 1016625 | |
Sucrose | Sidul, Portugal | ||
Third-instar larvae (L3) rearing diet | Composition and nutritional information in Figure 1 | ||
Timer | |||
Tissue lyzer / bead beater | MP Biomedicals, USA | FastPrep-24 6004500 | |
TRPA1 UAS line | Bloomington Drosophila Stock Center | BDSC number: 26264 | Expresses TrpA1 under UAS control; may be used to activate neurons experimentally at 25 ∘C |
Water bath | Sheldon Manufacturing Inc., USA | W20M-2 / 03068308 / 9021195 | |
Yeast extract | Pró-vida, Portugal | 51% Protein, 15% Carbohydrate |