Descrito aqui é um protocolo que permite a quantificação colorimétrica da quantidade de alimentos comidos dentro de um intervalo definido de tempo por larvas de melanogaster Drosophila expostas a dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Esses ensaios são conduzidos no contexto de uma tela termogenética neuronal.
Comportamentos de forrageamento e alimentação permitem que os animais acessem fontes de energia e nutrientes essenciais para seu desenvolvimento, saúde e condicionamento físico. Investigar a regulação neuronal desses comportamentos é essencial para a compreensão dos mecanismos fisiológicos e moleculares subjacentes à homeostase nutricional. O uso de modelos animais geneticamente tratáveis, como vermes, moscas e peixes, facilita muito esses tipos de estudos. Na última década, a mosca-das-frutas Drosophila melanogaster tem sido usada como um poderoso modelo animal por neurobiólogos que investigam o controle neuronal dos comportamentos de alimentação e forrageamento. Embora sem dúvida valioso, a maioria dos estudos examina moscas adultas. Aqui, descrevemos um protocolo que se aproveita do sistema nervoso larval mais simples para investigar substratos neuronais que controlam comportamentos alimentares quando larvas são expostas a dietas diferentes em seu teor de proteínas e carboidratos. Nossos métodos são baseados em um ensaio de alimentação colorimétrico quantitativo, realizado no contexto de uma tela de ativação termogenética neuronal. Como leitura, a quantidade de alimentos comidos por larvas durante um intervalo de 1h foi usada quando exposta a uma das três dietas rotuladas por corantes que diferem em suas proporções de proteína para carboidratos (P:C). A eficácia deste protocolo é demonstrada no contexto de uma tela neurogenética na Drosophilalarval, identificando populações neuronais candidatas que regulam a quantidade de alimentos consumidos em dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Também conseguimos classificar e agrupar os genótipos testados em classes fenotípicas. Além de uma breve revisão dos métodos atualmente disponíveis na literatura, são discutidas as vantagens e limitações desses métodos e, também, algumas sugestões são fornecidas sobre como esse protocolo pode ser adaptado a outros experimentos específicos.
Todos os animais dependem de uma dieta equilibrada para adquirir as quantidades necessárias de nutrientes para sobrevivência, crescimento e reprodução1. A escolha do que e do quanto comer é influenciada por uma infinidade de fatores de interação relacionados ao estado interno do animal, como o nível de saciedade, e condições ambientais, como a qualidade dos alimentos2,3,4,5. Proteínas e carboidratos são dois grandes macronutrientes e sua ingestão equilibrada é essencial para sustentar os processos fisiológicos dos animais. Portanto, a compreensão dos mecanismos neurais que controlam os comportamentos alimentares e sustentam uma ingestão equilibrada desses macronutrientes é extremamente relevante. Isso ocorre porque traços da história da vida como vida útil, fecundidade e saúde metabólica são diretamente afetados pelosníveisde ingestão de proteínas 6,7,8,9,10.
O uso de organismos mais simples e tratáveis que exibem hábitos alimentares evolutivamente conservados com animais complexos, incluindo mamíferos, é essencial para esse tipo de estudo. É importante ressaltar que esses modelos animais mais simples proporcionam uma boa oportunidade para dissecar questões biológicas complexas em um contexto caro, ético e tecnicamente mais eficaz. Nas últimas décadas, a Drosophila, com seu poderoso kit de ferramentas genéticas, comportamento intrincado e estereotipado e arquitetura conservada de mecanismos periféricos e sensoriais de nutrientes com mamíferos, tem sido um modelo frutífero para neurobiólogos comportamentais11. Em última análise, a esperança é que, ao entender como a ingestão de alimentos é regulada neste animal, com um sistema nervoso mais simples, podemos então começar a desembaraçar os defeitos neuronais subjacentes aos distúrbios alimentares humanos.
O estudo de substratos neuronais para comportamentos alimentares depende profundamente de ser capaz de medir simultaneamente a ingestão alimentar dos animais enquanto manipula sua atividade neuronal. Devido às quantidades mínimas de alimentos ingeridos, quantificar a quantidade de alimentos comidos por moscas é extremamente desafiador, e todos os métodos atualmente disponíveis apresentam limitações significativas. Assim, o padrão-ouro é utilizar uma combinação de metodologias complementares12. Moscas adultas têm sido historicamente favorecidas como um modelo genético e comportamental. No entanto, as larvas de Drosophila também oferecem oportunidades para investigar substratos neuronais codificando o comportamento alimentar. O sistema nervoso central larval (SNC), com cerca de 12.000 neurônios, é significativamente menos complexo que o do adulto, que contém aproximadamente 150.000 neurônios. Essa menor complexidade não é apenas numérica, mas também funcional, uma vez que os comportamentos larvais dependem de funções locomotivas mais simples e sistemas sensoriais. Apesar da aparente simplicidade de seus sistemas nervosos, as larvas ainda apresentam comportamentos alimentares completos, e alguns métodos para quantificar a ingestão de alimentos em larvas de Drosophila foram descritos5,13,14,15. Ao emparelhar-se com manipulações da atividade neuronal, as larvas de Drosophila podem constituir um modelo altamente tratável para entender a regulação neural da ingestão alimentar.
Prevê-se aqui um protocolo detalhado para quantificar a ingestão de alimentos em larvas expostas a dietas de diferentes qualidades de macronutrientes. As dietas, as chamadas dietas de equilíbrio macronutrientes, diferem nos teores de proteínas e carboidratos, especificamente no que diz respeito às relações proteína-carboidrato (P:C): 1:1 (dieta rica em proteínas), 1:4 (dieta intermediária) e 1:16 (dieta pobre em proteínas), como mostra a Figura 1A. Resumidamente, um ensaio quantitativo de alimentação sem escolha foi estabelecido usando essas três dietas isocalóricas à base de sacarose (SY) tingidas com um corante alimentar azul. Como o extrato de levedura e a sacarose foram utilizados como fontes de proteína e carboidratos, e ambos contêm carboidratos, a variação nas relações P:C foi obtida pela alteração do equilíbrio desses dois componentes, conforme descrito anteriormente16 e como indicado na Figura 1B. Uma visão geral esquemática do protocolo, mostrando as principais etapas experimentais, está disponível na Figura 2.
Este protocolo foi estabelecido com o objetivo de investigar o papel de populações neuronais específicas na regulação dos níveis de alimentação larval em dietas de diferentes relações P:C e no contexto de uma tela neuronal termogenética. Uma ferramenta neurogenética bem caracterizada foi utilizada a partir da família Transitório Receptor Potential (TRP): Drosophila Transient Receptor Potential channel (dTRPA1), que é um canal de cáção fechado de temperatura e tensão, permitindo o disparo de potenciais de ação quando as temperaturas ambientes sobem acima de 25 °C17. Para expressar o transgene dTRPA1, aproveitamos as linhas Gal4 baseadas em regiões cis-regulatórias do genoma Drosophila, estabelecidas no laboratório Rubin, no contexto do projeto FlyLight no Janelia Research Campus18,19.
Embora o protocolo, aqui descrito, tenha sido estabelecido no contexto de uma tela de ativação, ele pode ser facilmente adaptado pelo experimentador para outras necessidades ou interesses específicos, ou seja, realizar uma tela de supressão usando o silenciador neuronal sensível à temperatura ShibireTS20,em alternativa ao dTRPA1. Esta e outras adaptações são discutidas nas seções de protocolo e discussão.
Com este protocolo, pode-se testar a capacidade das larvas sob ativação termogenética de populações neuronais específicas para regular os níveis de ingestão de proteínas e carboidratos, dois grandes macronutrientes, quando expostos a dietas de diferentes composiçãos P:C. Este método foi testado no contexto de uma triagem preliminar larval com o objetivo de identificar populações neuronais associadas ao controle da ingestão alimentar em dietas de diferentes qualidades de macronutrientes. Este trabalho tamb?…
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos ao Instituto Gulbenkian de Ciência (IGC) por nos proporcionar acesso a parte dos equipamentos experimentais descritos neste protocolo. Este trabalho foi apoiado pela Fundação Portuguesa de Ciência e Tecnologia (FCT), LISBOA-01-0145-FEDER-007660, PTDC/NEU- NMC/2459/2014, IF/00697/2014 e La Caixa HR17-00595 para PMD e por uma Bolsa Do Futuro do Conselho de Pesquisa Australiano (FT170100259) para CKM.
1.5 mL microtubes | Sarstedt AG & Co. | 72.690.001 | |
10xPBS | Nytech | MB18201 | |
2.0 mL microtubes | Sarstedt AG & Co. | 72.695.500 | |
60 mm petri dishes | Greiner Bio-one, Austria | 628161 | |
96 well microplates | Santa Cruz Biotechnology | SC-204453 | |
Agar | Pró-vida, Portugal | ||
Bench cooler | Nalgene, USA | Labtop Cooler 5115-0032 | |
Blue food dye | Rayner, Billingshurst, UK | ||
Cell disruption media | Scientific Industries, Inc. | 888-850-6208 | (0.5 mm glass beads) |
Dish weight boats | Santa Cruz Biotechnology | SC-201606 | |
Embryo collection cage for 60 mm petri dishes | Flystuff, Scientific Laboratory Supplies, UK | FLY1212 (59-100) | |
Featherweight forceps | BioQuip Products, USA | 4750 | |
Fly food for stocks maintenance | 1 L food contains: 10 g Agar, 100 g Yeast Extract, 50 g Sucrose, 30 mL Nipagin, 3 mL propionic acid | ||
Forceps #5 | Dumont | 0108-5-PS | Standard tips, INOX, 11cm |
Incubator | LMS Ltd, UK | Series 2, Model 230 | For thermogenetic feeding assay (30∘C) |
Incubator | Percival Scientific, USA | DR36NL | To stage larvae (19∘C) |
Janelia lines | Janelia Research Campus | Detailed information in Table 2 | |
Macronutrient balancing diets | Composition and nutritional information in Figure 1 | ||
Methanol | VWR | CAS number: 67-56-1 | |
Nipagin (Methyl 4-hydroxybenzoate) | Sigma-Aldrich | H5501 | |
Nitrile gloves | VWR, USA | ||
Refrigerated centrifuge | Eppendorf, Germany | 5804 R / Serial number: 5805CI364293 | |
Rubin Gal4 ines | Janelia Research Campus | Stoks available at Bloomington Drosophila Stock Center | |
ShibireTS UAS line | Bloomington Drosophila Stock Center | BDSC number: 66600 | Provided by Carlos Ribeiro Group |
Soft brushes | For sorting anaesthetised fruit flies | ||
Spectrophotometer plate reader | Thermo Fisher Scientific | Multiskan Go 51119300 | |
Stereo microscope | Nikon | 1016625 | |
Sucrose | Sidul, Portugal | ||
Third-instar larvae (L3) rearing diet | Composition and nutritional information in Figure 1 | ||
Timer | |||
Tissue lyzer / bead beater | MP Biomedicals, USA | FastPrep-24 6004500 | |
TRPA1 UAS line | Bloomington Drosophila Stock Center | BDSC number: 26264 | Expresses TrpA1 under UAS control; may be used to activate neurons experimentally at 25 ∘C |
Water bath | Sheldon Manufacturing Inc., USA | W20M-2 / 03068308 / 9021195 | |
Yeast extract | Pró-vida, Portugal | 51% Protein, 15% Carbohydrate |