Summary

Quantificação da ingestão de Macronutrientes em uma Tela Neuronal Termogenética usando Larvas de Drosophila

Published: June 11, 2020
doi:

Summary

Descrito aqui é um protocolo que permite a quantificação colorimétrica da quantidade de alimentos comidos dentro de um intervalo definido de tempo por larvas de melanogaster Drosophila expostas a dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Esses ensaios são conduzidos no contexto de uma tela termogenética neuronal.

Abstract

Comportamentos de forrageamento e alimentação permitem que os animais acessem fontes de energia e nutrientes essenciais para seu desenvolvimento, saúde e condicionamento físico. Investigar a regulação neuronal desses comportamentos é essencial para a compreensão dos mecanismos fisiológicos e moleculares subjacentes à homeostase nutricional. O uso de modelos animais geneticamente tratáveis, como vermes, moscas e peixes, facilita muito esses tipos de estudos. Na última década, a mosca-das-frutas Drosophila melanogaster tem sido usada como um poderoso modelo animal por neurobiólogos que investigam o controle neuronal dos comportamentos de alimentação e forrageamento. Embora sem dúvida valioso, a maioria dos estudos examina moscas adultas. Aqui, descrevemos um protocolo que se aproveita do sistema nervoso larval mais simples para investigar substratos neuronais que controlam comportamentos alimentares quando larvas são expostas a dietas diferentes em seu teor de proteínas e carboidratos. Nossos métodos são baseados em um ensaio de alimentação colorimétrico quantitativo, realizado no contexto de uma tela de ativação termogenética neuronal. Como leitura, a quantidade de alimentos comidos por larvas durante um intervalo de 1h foi usada quando exposta a uma das três dietas rotuladas por corantes que diferem em suas proporções de proteína para carboidratos (P:C). A eficácia deste protocolo é demonstrada no contexto de uma tela neurogenética na Drosophilalarval, identificando populações neuronais candidatas que regulam a quantidade de alimentos consumidos em dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Também conseguimos classificar e agrupar os genótipos testados em classes fenotípicas. Além de uma breve revisão dos métodos atualmente disponíveis na literatura, são discutidas as vantagens e limitações desses métodos e, também, algumas sugestões são fornecidas sobre como esse protocolo pode ser adaptado a outros experimentos específicos.

Introduction

Todos os animais dependem de uma dieta equilibrada para adquirir as quantidades necessárias de nutrientes para sobrevivência, crescimento e reprodução1. A escolha do que e do quanto comer é influenciada por uma infinidade de fatores de interação relacionados ao estado interno do animal, como o nível de saciedade, e condições ambientais, como a qualidade dos alimentos2,3,4,5. Proteínas e carboidratos são dois grandes macronutrientes e sua ingestão equilibrada é essencial para sustentar os processos fisiológicos dos animais. Portanto, a compreensão dos mecanismos neurais que controlam os comportamentos alimentares e sustentam uma ingestão equilibrada desses macronutrientes é extremamente relevante. Isso ocorre porque traços da história da vida como vida útil, fecundidade e saúde metabólica são diretamente afetados pelosníveisde ingestão de proteínas 6,7,8,9,10.

O uso de organismos mais simples e tratáveis que exibem hábitos alimentares evolutivamente conservados com animais complexos, incluindo mamíferos, é essencial para esse tipo de estudo. É importante ressaltar que esses modelos animais mais simples proporcionam uma boa oportunidade para dissecar questões biológicas complexas em um contexto caro, ético e tecnicamente mais eficaz. Nas últimas décadas, a Drosophila, com seu poderoso kit de ferramentas genéticas, comportamento intrincado e estereotipado e arquitetura conservada de mecanismos periféricos e sensoriais de nutrientes com mamíferos, tem sido um modelo frutífero para neurobiólogos comportamentais11. Em última análise, a esperança é que, ao entender como a ingestão de alimentos é regulada neste animal, com um sistema nervoso mais simples, podemos então começar a desembaraçar os defeitos neuronais subjacentes aos distúrbios alimentares humanos.

O estudo de substratos neuronais para comportamentos alimentares depende profundamente de ser capaz de medir simultaneamente a ingestão alimentar dos animais enquanto manipula sua atividade neuronal. Devido às quantidades mínimas de alimentos ingeridos, quantificar a quantidade de alimentos comidos por moscas é extremamente desafiador, e todos os métodos atualmente disponíveis apresentam limitações significativas. Assim, o padrão-ouro é utilizar uma combinação de metodologias complementares12. Moscas adultas têm sido historicamente favorecidas como um modelo genético e comportamental. No entanto, as larvas de Drosophila também oferecem oportunidades para investigar substratos neuronais codificando o comportamento alimentar. O sistema nervoso central larval (SNC), com cerca de 12.000 neurônios, é significativamente menos complexo que o do adulto, que contém aproximadamente 150.000 neurônios. Essa menor complexidade não é apenas numérica, mas também funcional, uma vez que os comportamentos larvais dependem de funções locomotivas mais simples e sistemas sensoriais. Apesar da aparente simplicidade de seus sistemas nervosos, as larvas ainda apresentam comportamentos alimentares completos, e alguns métodos para quantificar a ingestão de alimentos em larvas de Drosophila foram descritos5,13,14,15. Ao emparelhar-se com manipulações da atividade neuronal, as larvas de Drosophila podem constituir um modelo altamente tratável para entender a regulação neural da ingestão alimentar.

Prevê-se aqui um protocolo detalhado para quantificar a ingestão de alimentos em larvas expostas a dietas de diferentes qualidades de macronutrientes. As dietas, as chamadas dietas de equilíbrio macronutrientes, diferem nos teores de proteínas e carboidratos, especificamente no que diz respeito às relações proteína-carboidrato (P:C): 1:1 (dieta rica em proteínas), 1:4 (dieta intermediária) e 1:16 (dieta pobre em proteínas), como mostra a Figura 1A. Resumidamente, um ensaio quantitativo de alimentação sem escolha foi estabelecido usando essas três dietas isocalóricas à base de sacarose (SY) tingidas com um corante alimentar azul. Como o extrato de levedura e a sacarose foram utilizados como fontes de proteína e carboidratos, e ambos contêm carboidratos, a variação nas relações P:C foi obtida pela alteração do equilíbrio desses dois componentes, conforme descrito anteriormente16 e como indicado na Figura 1B. Uma visão geral esquemática do protocolo, mostrando as principais etapas experimentais, está disponível na Figura 2.

Este protocolo foi estabelecido com o objetivo de investigar o papel de populações neuronais específicas na regulação dos níveis de alimentação larval em dietas de diferentes relações P:C e no contexto de uma tela neuronal termogenética. Uma ferramenta neurogenética bem caracterizada foi utilizada a partir da família Transitório Receptor Potential (TRP): Drosophila Transient Receptor Potential channel (dTRPA1), que é um canal de cáção fechado de temperatura e tensão, permitindo o disparo de potenciais de ação quando as temperaturas ambientes sobem acima de 25 °C17. Para expressar o transgene dTRPA1, aproveitamos as linhas Gal4 baseadas em regiões cis-regulatórias do genoma Drosophila, estabelecidas no laboratório Rubin, no contexto do projeto FlyLight no Janelia Research Campus18,19.

Embora o protocolo, aqui descrito, tenha sido estabelecido no contexto de uma tela de ativação, ele pode ser facilmente adaptado pelo experimentador para outras necessidades ou interesses específicos, ou seja, realizar uma tela de supressão usando o silenciador neuronal sensível à temperatura ShibireTS20,em alternativa ao dTRPA1. Esta e outras adaptações são discutidas nas seções de protocolo e discussão.

Protocol

1. Preparação das dietas de sacarose-levedura (SY) Pesar todos os ingredientes secos (ágar, levedura, sacarose) para o balanceamento de macronutrientes e dietas de criação L3. As quantidades em gramas para cada um dos ingredientes necessários para preparar 1 L de alimentos são indicadas na Figura 1B.NOTA: Leve em conta que aproximadamente 13 mL de alimentos são necessários para encher uma placa de Petri de 60 mm. Dissolva todos os ingredientes em água destil…

Representative Results

Larvas de drosophila regulam sua ingestão de proteínas ao custo de ingestão de carboidratos em excesso23 (parcela esquemática na Figura 2E). Na verdade, essa priorização da ingestão de proteínas tem sido observada em muitos outros animais e é chamada de proteína alavancando24,25. Aproveitando-se dessa resposta comportamental de alimentação robusta, uma tela base…

Discussion

Com este protocolo, pode-se testar a capacidade das larvas sob ativação termogenética de populações neuronais específicas para regular os níveis de ingestão de proteínas e carboidratos, dois grandes macronutrientes, quando expostos a dietas de diferentes composiçãos P:C. Este método foi testado no contexto de uma triagem preliminar larval com o objetivo de identificar populações neuronais associadas ao controle da ingestão alimentar em dietas de diferentes qualidades de macronutrientes. Este trabalho tamb?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos ao Instituto Gulbenkian de Ciência (IGC) por nos proporcionar acesso a parte dos equipamentos experimentais descritos neste protocolo. Este trabalho foi apoiado pela Fundação Portuguesa de Ciência e Tecnologia (FCT), LISBOA-01-0145-FEDER-007660, PTDC/NEU- NMC/2459/2014, IF/00697/2014 e La Caixa HR17-00595 para PMD e por uma Bolsa Do Futuro do Conselho de Pesquisa Australiano (FT170100259) para CKM.

Materials

1.5 mL microtubes Sarstedt AG & Co. 72.690.001
10xPBS Nytech MB18201
2.0 mL microtubes Sarstedt AG & Co. 72.695.500
60 mm petri dishes Greiner Bio-one, Austria 628161
96 well microplates Santa Cruz Biotechnology SC-204453
Agar Pró-vida, Portugal
Bench cooler Nalgene, USA Labtop Cooler 5115-0032
Blue food dye Rayner, Billingshurst, UK
Cell disruption media Scientific Industries, Inc. 888-850-6208 (0.5 mm glass beads)
Dish weight boats Santa Cruz Biotechnology SC-201606
Embryo collection cage for 60 mm petri dishes Flystuff, Scientific Laboratory Supplies, UK FLY1212 (59-100)
Featherweight forceps BioQuip Products, USA 4750
Fly food for stocks maintenance 1 L food contains: 10 g Agar, 100 g Yeast Extract, 50 g Sucrose, 30 mL Nipagin, 3 mL propionic acid
Forceps #5 Dumont 0108-5-PS Standard tips, INOX, 11cm
Incubator LMS Ltd, UK Series 2, Model 230 For thermogenetic feeding assay (30∘C)
Incubator Percival Scientific, USA DR36NL To stage larvae (19∘C)
Janelia lines Janelia Research Campus Detailed information in Table 2
Macronutrient balancing diets Composition and nutritional information in Figure 1
Methanol VWR CAS number: 67-56-1
Nipagin (Methyl 4-hydroxybenzoate) Sigma-Aldrich H5501
Nitrile gloves VWR, USA
Refrigerated centrifuge Eppendorf, Germany 5804 R / Serial number: 5805CI364293
Rubin Gal4 ines Janelia Research Campus Stoks available at Bloomington Drosophila Stock Center
ShibireTS UAS line Bloomington Drosophila Stock Center BDSC number: 66600 Provided by Carlos Ribeiro Group
Soft brushes For sorting anaesthetised fruit flies
Spectrophotometer plate reader Thermo Fisher Scientific Multiskan Go 51119300
Stereo microscope Nikon 1016625
Sucrose Sidul, Portugal
Third-instar larvae (L3) rearing diet Composition and nutritional information in Figure 1
Timer
Tissue lyzer / bead beater MP Biomedicals, USA FastPrep-24 6004500
TRPA1 UAS line Bloomington Drosophila Stock Center BDSC number: 26264 Expresses TrpA1 under UAS control; may be used to activate neurons experimentally at 25 ∘C
Water bath Sheldon Manufacturing Inc., USA W20M-2 / 03068308 / 9021195
Yeast extract Pró-vida, Portugal 51% Protein, 15% Carbohydrate

References

  1. Raubenheimer, D. . Nature of nutrition – a unifying framework from animal adaptation to human. , (2012).
  2. Carvahlo, M. J. a., Mirth, C. K. Coordinating morphology with behavior during development: an integrative approach from a fly perspective. Frontiers in Ecology and Evolution. , (2015).
  3. Steck, K., et al. Internal amino acid state modulates yeast taste neurons to support protein homeostasis in Drosophila. Elife. 7, 31625 (2018).
  4. Itskov, P. M., Ribeiro, C. The dilemmas of the gourmet fly: the molecular and neuronal mechanisms of feeding and nutrient decision making in Drosophila. Frontiers in Neuroscience. 7, 12 (2013).
  5. Bjordal, M., Arquier, N., Kniazeff, J., Pin, J. P., Leopold, P. Sensing of amino acids in a dopaminergic circuitry promotes rejection of an incomplete diet in Drosophila. Cell. 156 (3), 510-521 (2014).
  6. Grandison, R. C., Piper, M. D., Partridge, L. Amino-acid imbalance explains extension of lifespan by dietary restriction in Drosophila. Nature. 462 (7276), 1061-1064 (2009).
  7. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (7), 2498-2503 (2008).
  8. Levine, M. E., et al. Low protein intake is associated with a major reduction in IGF-1, cancer, and overall mortality in the 65 and younger but not older population. Cell Metabolism. 19 (3), 407-417 (2014).
  9. Solon-Biet, S. M., et al. The ratio of macronutrients, not caloric intake, dictates cardiometabolic health, aging, and longevity in ad libitum-fed mice. Cell Metabolism. 19 (3), 418-430 (2014).
  10. Piper, M. D., et al. A holidic medium for Drosophila melanogaster. Nature Methods. 11 (1), 100-105 (2014).
  11. Jones, W. D. The expanding reach of the GAL4/UAS system into the behavioral neurobiology of Drosophila. BMB Reports. 42 (11), 705-712 (2009).
  12. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  13. Neckameyer, W. S. A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit. Developmental Neuroscience. 32 (3), 217-237 (2010).
  14. Gasque, G., Conway, S., Huang, J., Rao, Y., Vosshall, L. B. Small molecule drug screening in Drosophila identifies the 5HT2A receptor as a feeding modulation target. Scientific Reports. 3, (2013).
  15. Schoofs, A., et al. Selection of motor programs for suppressing food intake and inducing locomotion in the Drosophila brain. PLoS Biology. 12 (6), 1001893 (2014).
  16. Pocas, G. M., Crosbie, A. E., Mirth, C. K. When does diet matter? The roles of larval and adult nutrition in regulating adult size traits in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. , 104051 (2020).
  17. Hamada, F. N., et al. An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila. Nature. 454 (7201), 217-220 (2008).
  18. Pfeiffer, B. D., et al. Tools for neuroanatomy and neurogenetics in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (28), 9715-9720 (2008).
  19. Jenett, A., et al. A GAL4-driver line resource for Drosophila neurobiology. Cell Reports. 2 (4), 991-1001 (2012).
  20. Kitamoto, T. Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons. Journal of Neurobiology. 47 (2), 81-92 (2001).
  21. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  22. Shirangi, T. R., Stern, D. L., Truman, J. W. Motor control of Drosophila courtship song. Cell Reports. 5 (3), 678-686 (2013).
  23. Mirth, C. M. J. Food intake and food choice are altered by the developmental transition at critical weight in Drosophila melanogaster. Animal Behaviour. 126, 195-208 (2017).
  24. Simpson, S. J., Raubenheimer, D. Obesity: the protein leverage hypothesis. Obesity Reviews. 6 (2), 133-142 (2005).
  25. Raubenheimer, D., Simpson, S. J. Integrative models of nutrient balancing: application to insects and vertebrates. Nutrition Research Reviews. 10 (1), 151-179 (1997).
  26. Li, H. H., et al. A GAL4 driver resource for developmental and behavioral studies on the larval CNS of Drosophila. Cell Reports. 8 (3), 897-908 (2014).
  27. Bhatt, P. K., Neckameyer, W. S. Functional analysis of the larval feeding circuit in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (81), e51062 (2013).
  28. Wong, R., Piper, M. D. W., Blanc, E., Partridge, L. Pitfalls of measuring feeding rate in the fruit fly Drosophila melanogaster. Nature Methods. 5 (3), 214-215 (2008).
  29. Almeida-Carvalho, M. J., et al. The Ol1mpiad: concordance of behavioural faculties of stage 1 and stage 3 Drosophila larvae. Journal of Experimental Biology. 220, 2452-2475 (2017).
  30. Rodrigues, M. A., et al. Drosophila melanogaster larvae make nutritional choices that minimize developmental time. Journal of Insect Physiology. 81, 69-80 (2015).
  31. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4 (6), 6063 (2009).
  32. Wu, Q., et al. Developmental control of foraging and social behavior by the Drosophila neuropeptide Y-like system. Neuron. 39 (1), 147-161 (2003).
  33. Wu, Q., Zhang, Y., Xu, J., Shen, P. Regulation of hunger-driven behaviors by neural ribosomal S6 kinase in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (37), 13289-13294 (2005).
  34. Lingo, P. R., Zhao, Z., Shen, P. Co-regulation of cold-resistant food acquisition by insulin- and neuropeptide Y-like systems in Drosophila melanogaster. Neuroscience. 148 (2), 371-374 (2007).

Play Video

Cite This Article
Poças, G. M., Domingos, P. M., Mirth, C. K. Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (160), e61323, doi:10.3791/61323 (2020).

View Video