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Biology

Calibrazione e utilizzo delle prestazioni del microcoil MRM dimostrato sulle radici della trogola Medicago a 22 T

Published: January 16, 2021
doi:
10.3791/61266
, , , , , ,
1Solid-state NMR, Leiden Institute of Chemistry, Faculty of Science,Leiden University, 2Laboratory of Biophysics,Wageningen University & Research, 3Laboratory of BioNanoTechnology,Wageningen University & Research, 4MAGNEtic resonance Facility,Wageningen University & Research, 5C.J. Gorter Center for High Field MRI, Radiology department, Leiden University Medical Centre,Leiden University, 6Institute for Medical Physics and Biophysics,Leipzig University

Summary

Viene presentato un protocollo per studiare il tessuto biologico ad alta risoluzione spaziale utilizzando la microscopia a risonanza magnetica ad altissimo campo (MRM) utilizzando micrococchi. Vengono fornite istruzioni dettagliate per caratterizzare i microcoil. Infine, l’ottimizzazione dell’imaging è dimostrata sulle radici delle piante.

Abstract

Questo protocollo descrive un metodo di calibrazione del rapporto segnale/rumore (SNR) e preparazione del campione per i microcoil solenoidali combinato con campioni biologici, progettato per la risonanza magnetica ad alta risoluzione (MRI), noto anche come microscopia MR (MRM). Può essere utilizzato a spettrometri precli clinici di risonanza prima della risonanza, dimostrato su campioni di radice di tronca di tunica Medicago . I microcoil aumentano la sensibilità abbinando le dimensioni del risuonatore RF alle dimensioni del campione di interesse, consentendo così risoluzioni dell’immagine più elevate in un determinato tempo di acquisizione dei dati. Grazie al design relativamente semplice, i microcoil solenoidali sono semplici ed economici da costruire e possono essere facilmente adattati alle esigenze del campione. Sistematicamente, spieghiamo come calibrare microcoil nuovi o costruiti in casa, utilizzando una soluzione di riferimento. Le fasi di calibrazione includono: determinazione della potenza dell’impulso utilizzando una curva di nutazione; stima dell’omogeneità rf-campo; e calcolare un rapporto segnale-rumore normalizzato in volume (SNR) utilizzando sequenze di impulsi standard. Vengono discussi passaggi importanti nella preparazione del campione per piccoli campioni biologici, nonché possibili fattori attenuanti come le differenze di suscettibilità magnetica. Le applicazioni di una bobina solenoide ottimizzata sono dimostrate dall’imaging 3D ad alta risoluzione (13 x 13 x 13 μm3, 2,2 pL) di un campione di radice.

Introduction

La risonanza magnetica è uno strumento versatile per immaginare in modo non invasivo un’ampia varietà di campioni biologici, che vanno dall’uomo allesingole cellule 1,2,3. Mentre gli scanner MRI per applicazioni di imaging medicale in genere utilizzano magneti con una forza di campo da 1,5 T a 3 T, le applicazioni a cella singola sono immagini con punti diforza di campo molto più elevati 1,3,4. Lo studio dei campioni a risoluzioni inferiori a cento micrometri è indicato come microscopia a risonanza magnetica (MRM)5. Tuttavia, la MRM soffre di un basso rapporto segnale-rumore (SNR) rispetto ad altre tecniche di microscopia o imaging disponibili (ad esempio, microscopia ottica o TC). Diversi approcci possono essere perseguiti per ottimizzare SNR6. Un approccio è quello di utilizzare una maggiore intensità del campo magnetico, mentre un approccio complementare è quello di ottimizzare il rilevatore di segnale per i singoli campioni. Per quest’ultimo, le dimensioni del rivelatore devono essere regolate in base alle dimensioni del campione di interesse. Per piccoli campioni di diametro di ≈0,5-2 mm (ad esempio, tessuti di radice), i microcoil sono utili in quanto l’SNR è inversamente proporzionale al diametro della bobina6,7. Risoluzioni fino a 7,8 x 7,8 x 15 μm3 sono state raggiunte su cellule animali utilizzando microcoil dedicati8. Esistono una varietà di tipi di microcoil, con bobine planari e solenoidi più comunemente utilizzate a seconda dell’applicazione e della geometriatissutale 9. Le bobine planari hanno un’alta sensibilità vicino alla loro superficie, il che è utile per applicazioni su fette sottili. Ad esempio, è stato descritto un metodo progettato specificamente per l’imaging di tessuti perfusi per microcoil planari10. Tuttavia, le bobine planari hanno un’elevata caduta di sensibilità e nessuna potenza di impulso di riferimento ben definita. Le bobine solenoidi, essendo cilindriche, hanno un’area di applicazione più ampia e sono più favorite per campioni più spessi. Qui descriviamo le caratteristiche della bobina solenoide, un protocollo per preparare i campioni per la risonanza magnetica del microcoil, nonché la taratura di un microcoil solenoide(Figura 1A).

La bobina solenoide è costituita da un filo conduttore arrotolato, come un cavatappi, attorno a un capillare che tiene il campione (Figura 1B). I gruppi di microcoil possono essere costruiti utilizzando solo filo di rame smaltato, un assortimento di condensatori e una base adatta per saldare i componenti(Figura 1B). I principali vantaggi sono la semplicità e il basso costo, combinati con buone caratteristiche prestazionali in termini di SNR per unità di volume e omogeneitàdel campo B1. La facilità di costruzione consente una rapida iterazione dei progetti e delle geometrie delle bobine. I requisiti specifici della progettazione del microcoil solenoide e della caratterizzazione della sonda (adesempio, la teoria dell’elettronica, le misurazioni del forno da lavoro e le misurazioni dello spettrometro per una varietà di geometrie della bobina) sono stati ampiamente descrittialtrove 7,11,12,13,14.

Una bobina solenoide può essere costruita tenendo a mente le regole di progettazione per le dimensioni desiderate secondo le linee guida descritte altrove15,16. In questo caso specifico, è stata utilizzata una bobina con un diametro interno di 1,5 mm, realizzata in filo di rame smaltato, di 0,4 mm di diametro, avvolta attorno a un capillare di 1,5 mm di diametro esterno. Questo solenoide è tenuto su una piastra di base su cui è fatto un circuito, composto da un condensatore di sintonizzazione (2,5 pF), un condensatore di corrispondenza variabile (1,5-6 pF) e fili di collegamento in rame(Figura 1A, 1C). Il condensatore di sintonizzazione viene scelto per raggiungere la frequenza risonante desiderata di 950 MHz, mentre il condensatore corrispondente viene scelto per ottenere la massima trasmissione del segnale ad un’impedenza di 50 Ohm. Il condensatore più grande è variabile per consentire una regolazione più fine. Nel funzionamento regolare, l’accordatura e la corrispondenza vengono eseguite utilizzando condensatori nella base della sonda. Il microcoil assemblato deve essere montato su una sonda in modo che possa essere inserito nel magnete. Potrebbe essere necessario un supporto aggiuntivo, a seconda del sistema. Qui usiamo una combinazione di magneti da 22,3 T con una console Bruker Avance III HD in combinazione con una sonda Micro5. In questo caso, abbiamo utilizzato un inserto di supporto modificato dotato dei collegamenti necessari per collegarsi al canale 1H della sonda (Figura 1A).

Il design abbinato alla suscettibilità della bobina comprende un serbatoio con liquido perfluorurato per ridurre i disallineamenti di suscettibilità, derivanti dal fatto che la bobina di rame è in prossimità delcampione 17. Un serbatoio era fatto da una siringa di plastica per racchiudere la bobina e riempito con fomblin. Poiché il liquido perfluorurato deve racchiudere la bobina, il diametro disponibile per un campione viene ridotto a un diametro esterno di 1 mm. Per facilitare il cambio del campione, il campione è stato preparato in un capillare con un diametro esterno di 1 mm e un diametro interno di 700 μm. Gli strumenti necessari per la preparazione del campione sono riportati nella figura 2A.

I parametri MR sperimentali di base dipendono fortemente dall’hardware del sistema utilizzato, tra cui il sistema di gradiente, la forza del campo e la console. Diversi parametri possono essere utilizzati per descrivere le prestazioni del sistema, di cui lunghezza e potenza dell’impulso di 90°, B1-omogeneità e SNR per unità di volume (SNR/mm3),sono i più rilevanti dal punto di vista pratico. SNR/mm3 è utile per confrontare le prestazioni di bobine diverse sullo stesso sistema18. Sebbene possano esistere differenze hardware tra i sistemi, l’applicazione uniforme di un protocollo di benchmarking facilita anche il confronto delle prestazioni del sistema.

Questo protocollo si concentra sulla calibrazione e sulla preparazione del campione. Viene mostrata la caratterizzazione graduale delle prestazioni dei microcoil solenoidi: calibrazione della lunghezza o della potenza dell’impulso di 90°; valutare l’omogeneità rf-campo; e il calcolo dell’SNR per unità di volume (SNR/mm3). Una misurazione standardizzata spin-echo utilizzando un fantasma è descritta per facilitare un confronto dei progetti di bobine, che consente l’ottimizzazione di applicazioni distinte. Vengono descritti i preparati per campioni di campioni fantasma e biologici, specifici per i microcoil. Il protocollo può essere implementato su qualsiasi magnete verticale a foro stretto adatto (≤60 mm) dotato di un sistema di microimaging disponibile in commercio. Per altri sistemi, può fungere da linea guida e può essere utilizzato con alcune regolazioni.

La preparazione biologica del campione per le misurazioni della risonanza prima del trattamento non è di solito molto estesa poiché il campione è immaginato il più intatto possibile. Tuttavia, gli spazi dell’aria nel tessuto biologico possono causare artefatti dell’immagine a causa di differenze nella suscettibilitàmagnetica 19. L’effetto aumenta con l’aumentare dell’intensità del campomagnetico 20. Pertanto, gli spazi dell’aria dovrebbero essere evitati ad alti punti di forza del campo, e ciò potrebbe richiedere l’immersione del campione in un fluido per evitare l’aria intorno al tessuto e la rimozione degli spazi d’aria all’interno delle strutture tissutali. In particolare, quando si impiegano microcoil, potrebbe essere necessaria l’escissione del tessuto campione desiderato, seguita dall’immersione in un fluido adatto. Segue l’inserimento del campione in un capillare pretato, e infine sigillando il capillare con cera capillare. L’uso della cera come sigillante al posto della colla, della tenuta alla fiamma o di alternative significa che il campione può essere facilmente estratto. Questa procedura è dimostrata sulla radice di Medicago truncatula, una piccola pianta leguminosa. Un vantaggio di questo protocollo è il potenziale per la successiva co-registrazione dei dati mri con microscopia ottica, poiché il campione non viene distrutto durante la misurazione della risonanza prima.

Il protocollo presentato è adatto per misurazioni in situ ad alta risoluzione spaziale e progetti più elaborati potrebbero consentire l’imaging di campioni in vivo, in cui dovrebbero essere affrontate le sfide relative ai sistemi di supporto alla vita.

Protocol

NOTA: Questo protocollo descrive le procedure per l’uso e la valutazione delle caratteristiche della bobina di una bobina solenoide id (Inner Diameter) di 1,5 mm (Figura 1). La bobina utilizzata per dimostrare il protocollo è alloggiata in un serbatoio abbinato alla suscettibilità, ma il protocollo è ugualmente applicabile alle bobine senza pari. Il protocollo può essere adattato ad altre dimensioni e diverse configurazioni dello spettrometro. 1. Preparazione del campione di riferimento Per preparare 100 mL della soluzione di riferimento di sensibilità, sciogliere 156,4 mg di CuSO4 – 5 H2O in 80 mL di D2O contenuti in un pallone GL45 da 100 mL. Il solfato di rame riduce sia il tempo dirilassamento T1 che T2, consentendo misurazioni più rapide, mentre il D2O previene gli effetti di smorzamento e saturazione delle radiazioni. Mescolare manualmente fino a quando i solidi non sono completamente sciolti. Regolare il volume a 100 mL utilizzando acqua deionizzata per una concentrazione finale di 1 g/L CuSO4 (anidro, 6,3 mM). Questa concentrazione è sufficiente ad accorciare il rilassamento di T1 e T2 ma non troppo alta per essere influenzata dalle precipitazioni. Sigillare il campione di riferimento per evitare di modificare il rapporto di H2O: D2O. Facoltativamente, collegare la sonda a un analizzatore di rete, per verificare se la bobina risuona alla frequenza di risonanza desiderata. Eseguire un test di riflettanza S11 per misurare l’intervallo di frequenza ottenuto mediante sintonizzazione e per le misurazioni del fattore Q come descritto in dettaglio da Haase etal. Collegare il microcoil all’analizzatore di rete utilizzando un cavo coassiale. Se necessario, utilizzare un cavo adattatore BNC. Impostare la frequenza centrale sull’analizzatore di rete sulla frequenza risonante desiderata, a seconda dell’intensità del campo magnetico prevista per la quale è progettata la bobina. Quindi, impostate la larghezza di sweep su 10 MHz. Regolate il condensatore variabile sull’assieme del microcoil, se presente, per ottimizzare il tuffo di riflettanza sulla frequenza desiderata. Registrare il livello di riflettanza alla frequenza centrale e la frequenza f1 e f2 al livello -7 dB. Usa questi per calcolare il fattore Q al livello -7 dB secondo Haase etal. 2. Preparazione del campione Se si prepara un campione di riferimento per la calibrazione della bobina, trasferire 1 mLdi soluzione CuSO 4 su una piastra di vetro da orologio sotto uno stereomicroscopio. Se si prepara un campione biologico, trasferire 1 mL di perfluorodecalina (PFD) in un vetro da orologio sotto uno stereomicroscopio, che verrà utilizzato per immergere il campione. Pfd viene utilizzato in quanto può riempire gli spazi d’aria nel campione, senza entrare in cellule biologiche. Inoltre, non è osservabile dalla risonanza prima e futila protonica. Coprire immediatamente il vetro dell’orologio con un coperchio della piastra di Petri per evitare perdite evaporive, prima che sia necessario il PFD.NOTA: la PFD è altamente volatile e un potente gas serra a lungo termine21. Quando le sue proprietà di dissoluzione dell’ossigeno e la sua bassa viscosità non sono richieste, può essere sostituito con Fomblin, un perfluoroetere che non fornisce nemmeno un segnale osservabile 1H, ma che non evapora così rapidamente17. Tagliare capillari di adeguato diametro esterno su misura, per adattarsi al diametro del supporto del microcoil (18 mm) e consentire il riposizionamento(Figura 1C). Utilizzare una taglierina in ceramica per fare un’incisione ogni 10-12 mm e rompere con attenzione sul punto di incisione. Se si prepara un campione di riferimento, utilizzare una pinzetta e lo stereomicroscopio per portare un capillare pretagliato a contatto con la superficie della soluzione CuSO4 all’interno del vetro dell’orologio, consentendo all’azione capillare di riempire il capillare. Se si prepara un campione biologico, utilizzare una pinzetta e uno stereomicroscopio, per portare un capillare pretagliato a contatto con la superficie del PFD all’interno del vetro dell’orologio, consentendo all’azione capillare di riempire completamente il capillare. Rilasciare il capillare nel vetro dell’orologio in modo che diventi completamente sommerso. Estrarre con cura un intero apparato radicale di cinque settimane dal suo substrato di crescita, come una sostituzione del suolo perlite. Pulire meticolosamente il campione di radice di rizosheath. Rimuovere le particelle di terreno di grandi dimensioni utilizzando una pinzetta e, se sono presenti particelle più piccole, rimuoverle lavando il sistema radicale con acqua distillata. Fotografia se necessario per riferimento futuro. Selezionare e asportare una piccola sezione di radice fibrosa priva di rizosheath usando un bisturi. Per il trattamento sottovuoto, posizionare il campione in un tubo da 1,5 ml contenente una soluzione fissante adatta. Lasciare il tappo del tubo spento, quindi sigillare il tubo con parafilm per sigillare l’apertura del tubo. Quindi, fori di punzonatura nel film con uno strumento affilato per consentire la ventilazione del tubo. Posizionare il tubo campione in una camera a vuoto, sigillare la camera e collegare una pompa per vuoto a membrana da laboratorio alla camera. Sottosotire il campione al trattamento sottovuoto per un massimo di 30 minuti, per ridurre la presenza di sacche d’aria all’interno di campioni biologici. Interrompere il trattamento sottovuoto quando non si vedono bolle d’aria sfuggire al campione. Mentre si guarda attraverso uno stereomicroscopio, utilizzare una pinzetta per immergere il campione nel mezzo di infiltrazione preparato in precedenza. Lavare il campione di potenziali detriti. Inserire il campione nel capillare utilizzando una pinzetta, mentre sia il capillare che il campione sono completamente sommersi per evitare l’inclusione di bolle d’aria. Utilizzare una punta dell’ago capillare o siringa più piccola come asta di spinta (Figura 2B). Prendere il capillare del campione dal vetro dell’orologio medio, utilizzando una pinzetta. Nel caso della PFD, coprire il coperchio della piastra di Petri. Modellare la carta velina in un punto fine e utilizzarla per rimuovere circa 1 mm di liquido da entrambe le estremità del capillare. Sciogliere un piccolo volume di cera capillare usando una penna di cera. Applicare la cera su entrambi i lati. La cera diventerà opaca quando si solidifica. Fare attenzione ad escludere le bolle d’aria dal capillare (Figura 2C).NOTA: Evitare il surriscaldamento della cera o del capillare in quanto ciò può causare l’ebollizione esplosiva e tasche di cavitazione quando il campione finito si raffredda. Successivamente, raschiare la cera in eccesso dall’esterno del capillare usando un bisturi e pulire con carta velina fine. 3. Montaggio del campione Posizionare un microcoil sotto lo stereomicroscopio e inserire il campione utilizzando una pinzetta mantenendo costante il microcoil (Figura 2D). Utilizzare un’asta per centrare il campione nel microcoil, facendo scorrere il capillare all’interno della bobina solenoide. Facoltativamente, applicare il nastro adesivo per fissare la posizione del capillare. Ispezionare il capillare per assicurarsi che all’interno della bobina solenoide non siano visibili bolle d’aria, per evitare la distruzione del segnale MR causata da differenze di suscettibilità. Collegare il microcoil alla presa della base della sonda, mantenendo il microcoil in posizione verticale (Figura 3A,3B). Far scorrere con cura le bobine di gradiente a triplo asse sul microcoil, abbinando i connettori di raffreddamento ad acqua del gradiente a quello della base della sonda (Figura 3C). Ruotare il filetto a vite sulla base della sonda per fissare la sfumatura in posizione.NOTA: questo passaggio si applica solo a una sonda Micro5. Nel caso di altri sistemi come Micro2.5 o Biospect, i gradienti si trovano su una presa separata rispetto alla bobina. 4. Determinazione delle caratteristiche del rotolo Se la bobina viene testata per la prima volta, utilizzare la soluzione campione di riferimento per creare un campione omogeneo, utile per la calibrazione di potenza e leprove di omogeneità B1. I potenziali problemi di suscettibilità dovuti ai fili della bobina possono essere facilmente testati con questo campione di riferimento. Inserire la sonda nel magnete e collegare i cavi necessari: cavo di trasmissione/ricezione RF, linee di raffreddamento ad acqua, cavo termoaccoppiale e linea di raffreddamento ad aria. Impostare la temperatura di raffreddamento ad acqua desiderata (consigliata 298 K) per l’unità di raffreddamento ad acqua. Impostare la temperatura target (298 K) e il flusso di gas bersaglio (300 L/h). Il flusso di gas potrebbe essere diverso per un diverso design della bobina o volume del campione. Questo vale solo per i sistemi con un sistema di controllo della temperatura.NOTA: I passaggi successivi sono necessari solo quando si testano bobine nuove (costruite in casa). Collegare la sonda utilizzando un cavo coassiale da 50 Ω a un analizzatore di rete con una larghezza di sweep adeguatamente ampia (400 MHz), centrata sulla frequenza di risonanza prevista. Osservare le modalità risonanti regolando i condensatori di corrispondenza e sintonizzazione delle variabili presenti nella base della sonda. Sintonizzare e abbinare la modalità risonante alla frequenza desiderata. Facoltativamente, determinare il fattore di qualità della bobina (fattore Q) sull’analizzatore di rete. Un metodo per ottenere il fattore di qualità è quello di utilizzare una rete di accoppiamento e dividere la frequenza centrale (fc) per la larghezza del tuffo di riflessione a -7 dB (cioè, Q = fc /(f1 – f2)14. Impostare fc sulla frequenza operativa del magnete, mentre f1 e f2 sono impostati rispettivamente sul punto -7 dB a sinistra e a destra di f c. Alcuni analizzatori di rete hanno la determinazione del fattore Q integrata. Avviare un test di riflettanza sullo scanner, in genere chiamato curva oscillante, e regolare la sintonizzazione e la corrispondenza in base alle esigenze. Si consiglia di impostare eventuali condensatori di sintonizzazione e corrispondenza sul punto medio della loro gamma per nuove bobine. Pertanto, iniziare con un’elevata larghezza di sweep spettrale. In alcuni casi, potrebbe essere più conveniente sintonizzare e abbinare la bobina all’esterno del magnete su un analizzatore di rete. Selezionare un file shim per la bobina di volume più grande della sonda di imaging, se disponibile. Se si parte da una bobina utilizzata in precedenza, utilizzare un file shim disponibile. Se entrambe le opzioni non sono disponibili, iniziare con tutti i valori shim impostati su 0. Selezionare la configurazione corretta della bobina per il microcoil se è disponibile nel software di imaging (ad esempioParaVision). In caso contrario, creare una nuova configurazione della bobina corrispondente alle specifiche della bobina (ad esempio, sintonizzata singola o doppiamente sintonizzata) secondo il manuale del sistema. Le stime dei limiti di sicurezza per questo microcoil solenoide utilizzato in questa ricerca con un diametro interno di 1,5 mm di dimensioni sono di 1 ms a 1 W di potenza di picco e 1 mW di potenza continua.ATTENZIONE: I piccoli condensatori (in genere di dimensioni 1 mm) necessari per i microcoil sono altamente sensibili e facilmente danneggiati dalle alte tensioni. La determinazione automatica della potenza dell’impulso potrebbe non funzionare con bobine non standard e potenze troppo elevate potrebbero causare danni alla bobina o ad altre parti dello spettrometro. Pertanto, si raccomandano regolazioni manuali. Registrare una curva di nutazione per una nuova bobina per ottenere un’indicazione della corretta potenza RF per la bobina (Figura 4). Nel caso in cui i limiti di sicurezza per la bobina siano sconosciuti, iniziare con 10 μs a una bassa potenza di impulso di 0,6 W e aumentare lentamente le lunghezze degli impulsi di 1 μs alla volta fino a quando il segnale appare. Utilizzando un esperimento FID in assenza di codifica del gradiente, variare sistematicamente la lunghezza dell’impulso RF mantenendo costante la potenza dell’impulso. La lunghezza ideale dell’impulso è la lunghezza dell’impulso, dove l’intensità del segnale raggiunge il massimo. Se si testa una nuova bobina, utilizzare prima un impulso di 10 μs con una potenza molto bassa e iniziare ad aumentare gradualmente la potenza dell’impulso.NOTA: Nel caso in cui la potenza sia molto più alta del previsto per la combinazione di caratteristiche della bobina e spettrometro, questa è già un’indicazione che è stata selezionata la modalità risonante sbagliata. Per una bobina con un campo B1 omogeneo,come una bobina solenoide, determinare l’impulso di 180° in cui l’intensità del segnale diminuisce a zero22. Impostare la potenza dell’impulso di 90° determinata nella scheda di regolazione dello studio creato. In ParaVision, la scheda di regolazione della potenza di riferimento può essere utilizzata per accedere alla potenza dell’impulso rigido. Utilizzare una scansione localizzatore con 3 fette, una fetta in ciascuno dei tre assi primari, per individuare la posizione della bobina all’interno del magnete. A tale fine, caricare una scansione localizzatore dalla libreria predefinita dello spettrometro. Si consiglia di iniziare con un campo visivo di grandi dimensioni senza offset. Eseguire una regolazione automatica del guadagno del ricevitore e avviare manualmente la misurazione.NOTA: se l’esempio si trova esattamente al centro del sistema di sfumatura, la scansione del localizzatore mostrerà l’esempio. Se la bobina o il campione non è centrato nelle fette dell’immagine o mancante, la scansione del localizzatore deve essere regolata, nel qual caso il passaggio 4.12 deve essere eseguito di nuovo. In alternativa, utilizzare un modo complementare per trovare l’impulso corretto di 90° basato sulla valutazione dell’immagine. Una volta trovata una potenza di impulso approssimativa usando la curva di nutazione, regolare gradualmente le potenze dell’impulso per controllarel’omogeneitàdel campo B 1. Per alcune bobine con un campo B1 disomogeneo, la potenza dell’impulso di 90° determinata utilizzando la curva di nutazione può essere sopravvalutata, il che porta a sovrascrivimento nel punto dolce desiderato della bobina. In questo caso, ridurre la potenza dell’impulso di riferimento e controllare le nuove immagini rispetto alle immagini precedenti (Figura 5). Shim manualmente il campo magnetico basato sul segnale FID. Un ordine consigliato per lo shimming iniziale è Z-Z2-Z-X-Y-Z-Z2-Z-XY-XZ-YZ-Z. Nel caso di un solenoide, l’asse di simmetria principale si trova nel piano XY. Pertanto, gli smi in direzioni diverse possono comportare una correzione più forte dell’omogeneità B0 per questa configurazione della bobina. Gli smi di ordine superiore hanno scarso effetto e possono essere ignorati. Calcolare un SNR normalizzato in volume per consentire il confronto delle caratteristiche del microcoil tra diversi sistemi, adattato dal protocollo18 del produttore. Per i microcoil utilizzati qui, abbiamo usato una sequenza spin-echo con i seguenti parametri: campo visivo (FOV) 6 mm x 6 mm, tempo di ripetizione (TR) 1000 ms, tempo di eco (TE) 7 ms, Matrice 256 x 256 e spessore fetta = 0,5 mm. Regolare lo spessore della fetta fino a quando il guadagno del ricevitore non è unitario. Quindi, regolare il numero di sezioni in modo che le sezioni si estendino oltre l’area di omogeneità del campo B1. Registrare le immagini senza una media del segnale, se possibile. Determinare il volume normalizzato SNR (SNR/mm3) in due passaggi. In primo luogo, calcolare il volume voxel (Vvoxel)(Eq. 1):(1)NOTA: Le unità per lasezioneD x, Dy e D sono in mm. Questo calcolo può anche essere eseguito per una serie di sezioni. Selezionare le regioni di interesse per determinare l’intensità del segnale (μROI) del campione e l’intensità del segnale (μrumore) e la deviazione standard (σrumore) per una regione esterna al campione (cioèil rumore). Il segnale medio viene prelevato dal centro dell’immagine, mentre il segnale di rumore viene calcolato dalle patch angolari (Figura 6). Per questi calcoli è possibile utilizzare il software di controllo dello spettrometro o il software di elaborazione delle immagini per uso generale. Utilizzare una singola ripetizione, se possibile, per mantenere la comparabilità tra bobine diverse. Utilizzare i valori per calcolare un volume normalizzato SNR (Eq. 2):(2)Per la bobina qui utilizzata in combinazione con la soluzione di riferimento, l’utilizzo di Eq. 2 si traduce nella seguente soluzione:(3)NOTA: Quando si confronta l’SNR delle bobine con diverse forze del campo magnetico, le proprietà di rilassamento del fantasma devono esseremisurate 23, a meno che non vengano utilizzati tempi di ripetizione molto lunghi e tempi di eco molto brevi. Verificare la presenza di problemi di suscettibilità dovuti a disomogeneità del campo magnetico: caricare ed eseguire una sequenza di eco gradiente multipla (MGE) (Figura 7). Le disomogeneità del campo magnetico dovute alle differenze di suscettibilità sono visibili nelle immagini con tempi di eco più lunghi, poiché l’eco gradiente non rifocalizza i giri, che defase a causa di disomogeneità statiche del campo. In questo modo, le disomogeneità nel campione possono essere visualizzate (a causa degli spazi dell’aria nel campione), così come le disomogeneità del campo B0 introdotte dal materiale della bobina. Utilizzare i seguenti parametri, da regolare in base alle specifiche dello spettrometro e della bobina utilizzati: TR 200 ms, TE 3.5 ms con 48 echi distanziati di 3,5 ms l’uno dall’altro, angolo di capovolgimento di 30 gradi. Dimensione matrice 128 x 128.NOTA: Se nella curva di risonanza (oscillazione) sono stati osservati più (potenziali) modi risonanti o immersioni di riflessione, ripetere i passaggi precedenti per ogni modalità risonante per determinare quella più sensibile. A seconda del microcoil, diverse parti dell’assemblaggio del microcoil possono essere soggette a modalità di risonanza involontarie. 5. Imaging ad alta risoluzione Eseguire un esperimento 3D-FLASH con i seguenti parametri: TR 70 ms, TE 2.5 ms, matrix size di 128 x 64 x 64, FOV 1.6 x 0.8 x 0.8 mm, flip angle 30° e receiver bandwidth 50 kHz. Derivare le potenze dell’impulso dalla potenza dell’impulso di riferimento determinata in precedenza; questo è automatico nella maggior parte dei software di imaging. Determinare il guadagno del ricevitore utilizzando regolazioni automatiche. Regolare il FOV se necessario, coprendo l’intero oggetto in entrambe le direzioni di codifica di fase per evitare l’aliasing. Eseguire una simulazione del duty cycle gradiente, se disponibile sul sistema, per verificare che il duty cycle dell’esperimento rimanga entro le specifiche delle bobine di gradiente.NOTA: Questi parametri sono specifici della bobina utilizzata per la dimostrazione; è importante ottimizzare le specifiche del sistema locale. 6. Recupero di campioni per ulteriori studi o stoccaggi Rimuovere il capillare del campione dal microcoil. Utilizzando una pinzetta, rimuovere i tappi di cera sotto uno stereomicroscopio. Utilizzare una siringa per lavare il campione fuori dal capillare con una soluzione a scelta. In alternativa, utilizzare un’asta del pusher di vetro per espellere il campione. Per prevenire la disidratazione del campione, conservare in un mezzo adatto per la conservazione.

Representative Results

Caratterizzazione bobinaUna volta riuscita la messa a punto e l’abbinamento di una bobina, le sue prestazioni possono essere caratterizzate dal fattore Q della bobina, dall’impulso di riferimento di 90° e dall’SNR/mm3. Per la bobina solenoide abbinata alla suscettibilità id da 1,5 mm qui dimostrata, il fattore Q misurato (scaricato) è stato di 244, rispetto a 561 per una bobina di gabbia per uccelli da 5 mm. L’impulso di riferimento di 90° era di 12 μs ad un livello di potenza di 0,6 W; 5 μs a 45 W per una bobina di gabbia per uccelli da 5 mm(figura 4 e figura 5). Ciò equivale a una forza del campo dell’impulso RF (B1), utilizzando 0,53 mT per il microcoil e 1,17 mT per la bobina di gabbia per uccelli14 dove y è il rapporto giromagnetico, mentre tau è la durata dell’impulso. Poiché i livelli di potenzadell’impulso( P ) differiscono, le bobine possono essere confrontate in termini di efficienza di trasmissione: 0,69 mT/W1/2 e 0,18 mT/W1/2 rispettivamente per il microcoil e la gabbia per uccelli14. Confrontandolo con un impulso di 90°, il microcoil è un fattore ≈ 4 volte più sensibile della bobina di gabbia per uccelli. Effetto dell’abbinamento della suscettibilitàA livelli di campo ultra-elevati, la suscettibilità del campione e della bobina diventa un fattore dominante per la qualità dell’immagine, come si vede nella figura 7A,7B. Rispetto a una bobina priva di un serbatoio di fluido corrispondente alla suscettibilità, il segnale viene trattenuto più a lungo e in modo più omogeneo in un campione di riferimento. Tuttavia, a causa del serbatoio di suscettibilità, le dimensioni massime del campione diminuiscono rispetto alla bobina senza il serbatoio. Imaging ad alta risoluzioneUn’alta risoluzione di 13 x 13 x 13 μm3 di un campione di radice di tronca di turuncatula Medicago è stata raggiunta in 20 ore e 23 minuti(figura 8). Partendo dalla superficie della radice, si vede la corteccia radicale, insieme ad un po ‘di acqua residua all’esterno della radice. Inoltre, lo xilem è osservato come una banda scura che racchiude il phloem. Alcune sacche d’aria sono osservate come macchie scure con perdita completa del segnale. I noduli radice simbiotici di M. truncatula possono anche essere immagini utilizzando questo protocollo (Figura 9). Utilizzando una bobina leggermente più grande e senza pari (lunghezza circa 3500 μm, diametro interno 1500 μm), sono state ottenute immagini con una risoluzione fino a 16 x 16 x 16 μm3 in 33 minuti. Figura 1: Un microcoil solenoide. (A) Il design della bobina solenoide è costituito da filo ad anello elicoilicoio, tipicamente avvolto attorno a un capillare. La geometria del filo, ad esempio lo spessore, il diametro, il numero di avvolgimenti e la spaziatura del filo, influenza le caratteristiche della bobina. (B) Un microcoil solenoide costruito in casa con un serbatoio per il fluido di corrispondenza della suscettibilità (Fomblin). Consiste in una ferita di filo di rame rivestita dello spessore di 0,4 mm sei volte intorno al capillare con un diametro esterno di 1500 μm e una lunghezza della bobina di 3500 μm. La bobina è immersa in un serbatoio che è fatto da una siringa. È possibile inserire capillari campione fino a un diametro esterno di 1000 μm. Vengono utilizzati due condensatori, un condensatore da 1,5 pF in serie con l’induttore e un secondo condensatore variabile da 1,5-6 pF è posto in parallelo all’induttore. Tutti i componenti sono saldati a una tavola in fibra di vetro (gialla). È montato su un supporto commerciale (polimero grigio) che viene modificato per supportare il serbatoio.  (C) Componenti di progettazione della bobina solenoide: 1. bobina solenoide, 2. capillare del campione, condensatore di sintonizzazione 3. 1,5 pF, 4. condensatore variabile corrispondente, 5. piastra di base in fibra di vetro, 6. cavi di filo di rame. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: Preparazione del campione sotto stereomicroscopio. (A) Articoli necessari per la preparazione dei microcoil. Da sinistra a destra: 1. Soluzione di riferimento CuSO4, 2. perfluorodecalina, 3. microcoil, 4. bisturi, 5. pinzette a tensione positiva, 6. pinzette, 7. capillari diametro esterno = 1000 μm, 8. penna cerata, 9. cera capillare, 10. guanti di nitrile, 11. stereomicroscopio, 12. bicchiere da orologio con coperchio piastra Petri, 13. materiale vegetale nel substrato di crescita. Non mostrato: siringa da 2 ml con ago ø 0,8 x 40 mm e carta velina fine. (B) Primo piano dell’inserimento del campione in un capillare mediante pinzette, mentre entrambi sono tenuti sommersi. (C) Sigillatura del capillare mediante cera fusa. (D) Inserimento del capillare preparato nel microcoil. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: Componente di una sonda di micro-imaging. (A) Base sonda Micro5, contenente tutti i collegamenti necessari per il raffreddamento ad acqua, il riscaldamento, i sensori di temperatura, la potenza del gradiente, RF (connettore coassiale visibile) e, facoltativamente, l’identificazione della sonda (PICS). Sotto la base della sonda ci sono manopole che consentono di regolare i condensatori variabili di sintonizzazione e corrispondenza, nonché viti di contenimento per tenere la sonda in posizione all’interno dello spettrometro. (B) Il montaggio in microcoil costruito in casa in cima alla base della sonda. Si notano i condensatori variabili (ceramica bianca) montati sulla base della sonda che consentono la messa a punto e la corrispondenza. (C) Gradiente 3 assiale integrato montato sulla base della sonda con recipienti di raffreddamento ad acqua e contatti placcati in oro per la messa a terra del gradiente. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: Curva di nutazione. Viene acquisita una curva di nutazione per determinare la potenza dell’impulso di riferimento. La potenza dell’impulso di riferimento (impulso di 90°) è definita come la combinazione di potenza e lunghezza dell’impulso necessaria per generare un campo B1 che capovolge tutta la magnetizzazione disponibile nella direzione z al piano trasversale. Una serie di impulsi viene registrata in assenza di codifica sfumato. Ad ogni impulso, la lunghezza dell’impulso o la potenza dell’impulso viene incrementata. Qui la potenza dell’impulso è impostata su 0,6 W, mentre la lunghezza dell’impulso viene incrementata di 1 μs ogni volta. L’intensità massima del segnale indica l’impulso di 90°, circa 12 μs. L’impulso di 180° può anche essere determinato in questo modo utilizzando l’intensità minima. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5: Determinazione visiva della potenza dell’impulso di 90°. Una volta trovata una potenza di impulso di riferimento approssimativa utilizzando una curva di nutazione, può essere controllata visivamente variando la lunghezza dell’impulso. A seconda della bobina, il campo B1 può essere più o meno sensibile ai cambiamenti. (A) 11 μs di lunghezza dell’impulso. (B) 12 μs di lunghezza dell’impulso, ottimale per questa bobina. (C) 13 μs di lunghezza dell’impulso. (D) 20 μs di lunghezza dell’impulso. Se la potenza dell’impulso è impostata su un valore troppo alto, può verificarsi un ribaltamento, riducendo così l’intensità dell’immagine al centro della bobina (punta di freccia). Il campo B1 aumentato aumenta anche la portata della bobina, come si può osservare nella larghezza dell’immagine. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 6: Collocamento della regione di interesse. Si possono vedere le regioni di interesse (ROI) per il calcolo SNR normalizzato del volume. L’intensità media del campione viene prelevata da un ROI che rientra nel campione della soluzione di riferimento. Il rumore medio e la deviazione standard vengono calcolati da uno o più ROI situati negli angoli dell’immagine. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 7: Omogeneità RF valutata mediante imaging dell’eco gradiente. Una sequenza mge (Multiple Gradient Echo) viene utilizzata per valutare l’omogeneità RF(B1 -Field) utilizzando una serie di echi gradienti. I parametri di base erano: tempo di ripetizione 200 ms, tempo di eco 3,5 ms con il numero di echi 48, spaziatura eco 3,5 ms, 64 medie, tempo di acquisizione 27 m 18 s, angolo di capovolgimento 30 °. Il campo visivo era di 5 x 5 mm, matrice 128 x 128, risoluzione 39 x 39 x 200 μm. Il fluido di corrispondenza della suscettibilità (Fomblin) che circonda la bobina RF riduce gli effetti di suscettibilità dovuti al filo della bobina. Piccole bolle d’aria causano perdita di segnale all’aumentare del tempo di eco. (B) Un rotolo (non suscettibilità abbinata) con uguale diametro del rotolo. Nei tempi di eco più lunghi, si osservano artefatti crescenti causati dall’disomogeneità del campo B0. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 8: Imaging 3D di una sezione radice di tronca di tunica Medicago. (In alto) Immagine FLASH. Si possono distinguere diverse caratteristiche della sezione radicale, tra cui l’epidermide (e), la corteccia (c), il phloem (ph) e lo xilema (xy). Le sacche d’aria (a) nella radice causano una perdita completa del segnale. I parametri di base erano i seguenti: tempo di ripetizione 70 ms, tempo di eco 2,5 ms, medie 256, tempo di acquisizione 20 h 23 m. Risoluzione 13 x 13 x 13 μm3. La dimensione della matrice era di 128 x 64 x 64 e il campo visivo 1,6 x 0,8 x 0,8 mm. Larghezza di banda del ricevitore 50 kHz. (In basso) Immagine MSME. I parametri di base erano i seguenti: tempo di ripetizione 500 ms, tempo di eco 5,2 ms, 28 medie, tempo di acquisizione 15 h 55 m. Risoluzione 13 x 13 x 13 μm3. La dimensione della matrice era di 128 x 64 x 64 e il campo visivo 1,6 x 0,8 x 0,8 mm. Larghezza di banda del ricevitore 70 kHz. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 9: Imaging 3D di un nodulo radice di tronca di Medicago. (In alto) Immagine a bassa risoluzione. I parametri di base erano i seguenti: tempo di ripetizione 60 ms, tempo di eco 2,3 ms, 4 medie, tempo di acquisizione 4 m. Risoluzione 31 x 31 x 31 μm3. La dimensione della matrice era 64 x 32 x 32 e il campo visivo 2 x 1 x 1 mm. Larghezza di banda del ricevitore 50 kHz. (In basso) Immagine ad alta risoluzione. I parametri di base erano i seguenti: tempo di ripetizione 60 ms, tempo di eco 2,3 ms, 8 medie, tempo di acquisizione 33 m. Risoluzione 16 x 16 x 16 μm3. La dimensione della matrice era di 128 x 64 x 64 e il campo visivo 2 x 1 x 1 mm. Larghezza di banda del ricevitore 50 kHz. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Questo protocollo è più adatto ai campioni biologici, poiché molti materiali e campioni geologici hanno tempi di rilassamento T2 significativamente più brevi, che non possono essere immagini dalle sequenze utilizzate qui. Anche alcuni tessuti biologici, che presentano un’elevata eterogeneità di suscettibilità magnetica del campione, possono essere difficili da immaginare a campo ultra-alto in quanto gli effetti sono correlati alla forza di campo24. Il protocollo non è utile solo per le nuove bobine, ma può anche aiutare nella risoluzione dei problemi e nella diagnosi dei potenziali problemi. Quando si testano campioni nuovi o sconosciuti, questo protocollo può essere eseguito in anticipo sulla soluzione di riferimento per verificare che la configurazione sperimentale funzioni secondo le specifiche. Ciò aiuta nella risoluzione dei problemi poiché lo spettrometro può essere escluso come fonte di artefatti e malfunzionamenti. Inoltre, questo imposta i condensatori di sintonizzazione e corrispondenza sulla sonda su valori tipici del microcoil.

Quando non viene registrato alcun segnale al primo esperimento, il campo visivo della scansione localizzatore può essere ingrandito per verificare se il campione è visto. Quindi, ricontrollare se la bobina è sintonizzata correttamente e tentare un’altra scansione localizzatore. È possibile che la bobina mostri ulteriori modalità risonanti involontarie, nel qual caso è necessario determinare quello corretto. Se ancora non è possibile ottenere alcuna immagine, rimuovere il campione per controllarne la posizione all’interno dell’assemblaggio del microcoil e verificare che il campione sia integro (cioè non sono presenti bolle d’aria o perdite nelle guarnizioni). Infine, un campione può essere preparato con acqua al posto della PFD. Nel caso in cui il campione dia poco segnale rilevabile nella scansione localizzatore, l’acqua circostante nel capillare può ancora essere rilevata.

Poiché i microcoil sono idealmente molto vicini al campione, le differenze di suscettibilità magnetica tra l’aria e il filo possono causare ulteriori perdite di segnale, come si vede nella figura 7B. I potenziali artefatti includono la modifica spaziale errata e la variazione dell’intensità del segnale anomalo. Soprattutto le sequenze di impulsi di tipo gradiente-eco sono influenzate da questa perdita di segnale non uniforme. Per questo motivo, abbiamo presentato una bobina abbinata alla suscettibilità, immergendo il filo in liquido fluorererte (Fomblin o FC-43). Il metodo di stima B1 incluso in questo protocollo può aiutare a determinare se le differenzedi suscettibilità B1 giustificano l’inclusione di strategie di corrispondenza della suscettibilità nella progettazione dell’assemblaggio della bobina. Un approccio alternativo per costruire una bobina abbinata alla suscettibilità consiste nell’utilizzare filo abbinato alla suscettibilità25. Inoltre, con questo approccio vengono affrontati solo i problemi di suscettibilità dovuti alla bobina. I disallineamenti di suscettibilità all’interno del campione (ad esempio, a causa degli spazi dell’aria) rimangono impegnativi.

Le sacche d’aria o le bolle rappresentano una sfida sperimentale che causa un’ampia perdita di segnale, causata da differenze di suscettibilità all’interfaccia dell’aria e delfluido o del campione 19 (Figura 5A). Un aspetto critico di una corretta preparazione del campione è l’immersione sia del campione che del capillare. Tuttavia, anche piccole bolle possono causare perdite di segnale, specialmente per le sequenze di tipo eco gradiente. Le bolle d’aria mobili possono migrare attraverso il capillare fino a quando non sono a contatto con il campione. Alcuni di questi effetti possono essere alleviati inclinando leggermente il capillare in modo che un’estremità sia più alta dell’altra. L’inclinazione garantisce che le potenziali bolle d’aria siano tenute in posizione all’estremità superiore, senza disturbare il campione. È anche importante verificare che la cera capillare formi un buon sigillo, poiché la disidratazione può causare la formazione di grandi bolle d’aria.

Per gli spazi d’aria all’interno del campione, pfd è stato utilizzato per riempire gli spazi dell’aria intercellulare senza penetrare le membranecellulari 26. Tuttavia, anche con questo approccio, non siamo stati in grado di rimuovere tutti gli spazi aerei. Inoltre, questo approccio significa che abbiamo bisogno di un agente aggiuntivo, che di solito non è preferito a causa del desiderio di studiare un sistema nel modo più non invasivo possibile.

La forma cilindrica dei capillari significa che le configurazioni di perfusione dovrebbero essere praticabili, specialmente per i tessuti vulnerabili al decadimento, come le biopsie o i processi di studio nel materiale delle radici viventi. Due passaggi potrebbero realizzare una configurazione perfusione. In primo luogo, il collegamento di un tubo di alimentazione medio e di un tubo di scarico su entrambi i lati del capillare sarebbe sufficiente per creare un chemiostato. In secondo luogo, l’aggiunta di un’indentazione nel capillare del campione potrebbe tenere il campione in posizione rispetto alla direzione del flusso. Ciò è analogo a un protocollo pubblicato per i microcoil planari10.

La natura non invasiva dell’imaging MR, combinata con il liquido inerte utilizzato in questo protocollo (PFD o Fomblin) significa che dopo il completamento degli esperimenti, i campioni possono essere rimossi dai loro capillari per ulteriori studi. Le combinazioni includono microscopia ottica o elettronica e altre tecniche di imaging distruttivo. Recentemente abbiamo dimostrato una combinazione con microscopia ottica su noduli radice di tronca di Medicago 27.

Abbiamo dimostrato un metodo per l’imaging di materiale vegetale utilizzando microcoil dedicati su uno spettrometro NMR ad altissimo campo. Volumi di campioni relativamente grandi possono essere studiati ad alta risoluzione con una buona omogeneità RF. Inoltre, l’imaging spettroscopico può essere eseguito a risoluzioni più elevate di quanto altrimenti fattibile. L’adattamento del design del microcoil ai campioni è facilitato da un metodo efficiente per determinare le caratteristiche prestazionali della bobina. L’approccio della bobina solenoide può anche essere facilmente applicato ad altri campioni diversi dalle piante, compreso il tessuto animale.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli esperimenti presso lo strumento a 950 MHz sono stati sostenuti da uNMR-NL, uno strumento nazionale su larga scala per la tabella di marcia finanziato dall’NWO nei Paesi Bassi (progetto 184.032.207). R.S. è stata sostenuta dal progetto del consorzio BioSolarCells U2.3. J.R.K. è stato sostenuto dalla scuola di specializzazione della Scuola olandese di ricerca sulla risonanza magnetica (NMARRS) [022.005.029]. Ringraziamo Defeng Shen e Ton Bisseling per aver fornito i campioni di troncatura Medicago. Ringraziamo inoltre Klaartje Houben, Marie Renault e Johan van der Zwan per il supporto tecnico presso lo stabilimento uNMR-NL. Ringraziamo anche Volker Lehmann, Henny Janssen e Pieter de Waard per l’aiuto tecnico. Esprimiamo la nostra gratitudine a Frank Vergeldt, John Philippi e Karthick B. Sai Sankar Gupta per i loro consigli. Infine, ringraziamo Jessica de Ruiter per aver fornito la voce fuori campo al video.

Materials

Reference solution preparation
CuSO4 Sigma-aldrich 469130 Crystalline powder for creating reference solution
D2O Sigma-aldrich 151882 Liquid used to prepare reference sample
Weigh Scale Sartorius PRACTUM513-1S Scale for weighing compounds
Sample preparation
Capillary 1000 μm (Outer diameter) Hilbenberg GmbH 1408410 Sample capillaries
Capillary wax Hampton Research HR4-328 Solid wax used to seal samples
Disposable Scalpel Swann-Morton No. 11 Used to excise samples
Perfluorodecalin Sigma-aldrich P9900 Liquid used for submerging sample
Stereo Microscope Olympus SZ40 Tabletop binocular microscope
Syringe Generic – Used to apply PFD and manipulate the sample
Vacuum Pump Vacuubrand MZ2C Two-stage membrane vacuumpump used for removing air pockets from samples.
Wax pen Hampton Research HR4-342 Handheld wax pen used to melt and apply capillary wax to samples
Imaging Hardware
22.3 T Magnet Bruker GmbH 950 US2 Narrowbore superconducting magnet
Air cooler Bruker GmbH – Used to regulate probe temperature
Console Bruker GmbH Avance III HD Controls operation of the spectrometer
Micro5 gradient coils Bruker GmbH Mic5 Removable gradient coils mount on the Micro5 probe body
Micro5 Probe body Bruker GmbH Mic5 Holds microcoils and gradient coils
RF microcoil Home-built – contains Fomblin
Vector Network Analyzer Copper Mountain Technologies TR1300/1 Used to perform S11 reflectance test, frequency range 300kHz to 1.3 GHz
Water cooler Bruker GmbH BCU-20 Open loop watercooling to dissipate heat from gradient coil operation.
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van Schadewijk, R., Krug, J. R., Webb, A., Van As, H., Velders, A. H., de Groot, H. J. M., Alia, A. MRM Microcoil Performance Calibration and Usage Demonstrated on Medicago truncatula Roots at 22 T. J. Vis. Exp. (167), e61266, doi:10.3791/61266 (2021).
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