Summary

Modèle d’ondes de souffle de faible intensité pour l’évaluation préclinique d’une lésion cérébrale traumatique légère à tête fermée chez les rongeurs

Published: November 06, 2020
doi:

Summary

Nous présentons ici un protocole d’un modèle d’ondes blastiques pour les rongeurs afin d’étudier les effets neurobiologiques et physiopathologiques des lésions cérébrales traumatiques légères à modérées. Nous avons mis en place une configuration de paillasse à gaz équipée de capteurs de pression permettant une génération fiable et reproductible de lésions cérébrales traumatiques légères à modérées induites par les explosions.

Abstract

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) sont un problème de santé publique à grande échelle. Le TCC léger est la forme la plus répandue de neurotraumatisme et représente un grand nombre de visites médicales aux États-Unis. Il n’existe actuellement aucun traitement approuvé par la FDA pour le TCC. L’incidence accrue de TCC liés à l’armée et induits par les explosions accentue encore le besoin urgent de traitements efficaces du TCC. Par conséquent, de nouveaux modèles animaux précliniques de TCC qui récapitulent les aspects du TCC humain lié à l’explosion feront grandement progresser les efforts de recherche sur les processus neurobiologiques et physiopathologiques sous-jacents au TCC léger à modéré ainsi que le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le TCC.

Nous présentons ici un modèle fiable et reproductible pour l’étude des effets moléculaires, cellulaires et comportementaux du TCC induit par les explosions légères à modérées. Nous décrivons un protocole étape par étape pour les traumatismes crâniens légers induits par les explosions chez les rongeurs à l’aide d’une configuration de paillasse composée d’un tube de choc à gaz équipé de capteurs de pression piézoélectriques pour assurer des conditions de test cohérentes. Les avantages de la configuration que nous avons établie sont son coût relativement faible, sa facilité d’installation, sa facilité d’utilisation et sa capacité à haut débit. Parmi les autres avantages de ce modèle de TCC non invasif, citons l’évolutivité de la surpression de pic de souffle et la génération de résultats reproductibles contrôlés. La reproductibilité et la pertinence de ce modèle de TCC ont été évaluées dans un certain nombre d’applications en aval, y compris les analyses neurobiologiques, neuropathologiques, neurophysiologiques et comportementales, soutenant l’utilisation de ce modèle pour la caractérisation des processus sous-jacents à l’étiologie du TCC léger à modéré.

Introduction

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) représentent plus de deux millions de visites à l’hôpital chaque année aux États-Unis seulement. Les traumatismes crâniens légers résultant généralement d’accidents de voiture, d’événements sportifs ou de chutes représentent environ 80 % de tous les cas de TCC1. Le TCC léger est considéré comme la « maladie silencieuse », car les patients ne présentent souvent aucun symptôme manifeste dans les jours et les mois qui suivent l’insulte initiale, mais peuvent développer de graves complications liées au TCC plus tard dans la vie2. De plus, le TCC léger induit par l’explosion est répandu parmi les membres du service militaire et a été associé à un dysfonctionnement chronique du SNC3,4,5,6. En raison de l’incidence croissante du TCC léger lié aux blastes7,8, la modélisation préclinique des processus neurobiologiques et physiopathologiques associés au TCC léger est ainsi devenue un centre d’intérêt dans le développement de nouvelles interventions thérapeutiques pour le TCC.

Historiquement, la recherche sur les TCC s’est principalement concentrée sur les formes graves de neurotraumatisme, malgré le nombre relativement plus faible de cas graves de TCC chez l’homme. Des modèles précliniques de rongeurs pour les traumatismes crâniens humains graves ont été mis au point, y compris les modèles à impact cortical contrôlé (ICC)9,10 et à lésion par percussion fluide (FPI)11, qui sont tous deux bien établis pour produire des effets physiopathologiques fiables12,13. Ces modèles ont jeté les bases de ce que l’on sait aujourd’hui sur la neuroinflammation, la neurodégénérescence et la réparation neuronale dans le TCC. Bien que des connaissances considérables sur la physiopathologie du TCC aient été développées, il n’existe actuellement aucun traitement efficace approuvé par la FDA pour le TCC.

Plus récemment, l’objectif de la recherche sur le TCC a été élargi pour inclure un plus large éventail de pathologies liées au TCC dans le but ultime de développer des interventions thérapeutiques efficaces. Néanmoins, peu de modèles précliniques pour le TCC léger ont été établis qui ont montré des effets mesurables, et seul un petit nombre d’études ont étudié le spectre du TCC léger2,14,15. Comme le TCC léger représente la grande majorité de tous les cas de TCC, des modèles fiables de TCC léger sont nécessaires de toute urgence pour faciliter la recherche sur l’étiologie et la neuropathophysiologie de la condition humaine, afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

En collaboration avec des ingénieurs biomédicaux et des physiciens de l’aérospatiale, nous avons établi un modèle évolutif d’ondes de souffle à tête fermée pour les traumatismes crâniens légers à modérés. Ce modèle préclinique de rongeurs a été spécifiquement développé pour étudier les effets de la dynamique de la force, y compris les ondes de souffle et les mouvements d’accélération / décélération, qui sont associés à un TCC humain léger obtenu lors de combats militaires, d’événements sportifs, d’accidents de voiture et de chutes. Comme les ondes de souffle sont en corrélation avec la dynamique de force qui cause un TCC léger chez l’homme, ce modèle a été conçu pour produire une forme d’onde de Friedlander cohérente avec une impulsion, qui est mesurée en livres par pouce carré (psi) * milliseconde (ms). Le niveau d’impulsion est mis à l’échelle pour tomber en dessous des courbes de létalité pulmonaire définies pour les souris et les rats afin de mener des investigations précliniques16,17,18. De plus, ce modèle permet d’enquêter sur les blessures causées par les coups d’État et les contrecoups dues aux forces de rotation rapides de la tête de l’animal. Ce type de blessure est inhérent à plusieurs types de présentations cliniques de TCC, y compris celles observées dans les populations militaires et civiles. Par conséquent, ce modèle polyvalent répond à un besoin qui englobe de multiples présentations cliniques du TCC.

Le modèle préclinique présenté ici produit des changements physiopathologiques fiables et reproductibles associés à un TCC clinique léger, comme le démontrent un certain nombre d’études antérieures17,19,20,21,22,23. Des études avec ce modèle ont montré que les rats soumis à une onde de souffle de faible intensité présentaient une neuroinflammation, une lésion axonale, des lésions microvasculaires, des changements biochimiques liés à une lésion neuronale et des déficits de plasticité et d’excitabilité synaptique à court terme19. Cependant, ce modèle de TCC léger n’a induit aucun changement neuropathologique macroscopique, y compris des lésions tissulaires, des hémorragies, des hématomes et des contusions19 qui ont été couramment observés dans les études utilisant des modèles de TCC invasifs modérés à sévères10,24. Des recherches antérieures19,21,22,23 ont montré que ce modèle préclinique peut être utilisé pour caractériser les processus neurobiologiques et physiopathologiques sous-jacents à l’étiologie du TCC léger et modéré17,19,20,21,22,23. Ce modèle permet également de tester de nouveaux composés et stratégies thérapeutiques, ainsi que d’identifier de nouvelles cibles appropriées pour le développement d’interventions efficaces contre le TCC19,21,22,23.

Ce modèle a été développé pour étudier les effets induits par les ondes de souffle ainsi que les forces de rotation rapides sur les résultats moléculaires, cellulaires et comportementaux chez les rongeurs. Analogue au modèle d’ondes de souffle présenté ici, un certain nombre de modèles précliniques ont été développés qui tentent de récapituler un TCC léger à modéré en utilisant des ondes de surpression entraînées par des gaz2,14,17,25,26,27,28. Certaines des limites des autres modèles comprennent: l’animal est fixé à une civière en treillis métallique et la tête est immobilisée lors de l’impact; les organes périphériques sont exposés à l’onde en plus du cerveau, ce qui crée les variables confondantes du polytraumatisme; et les modèles sont grands et stationnaires, ce qui limite la modification et l’adaptation de paramètres critiques pour mieux modéliser des conditions qui rappellent le TCC humain.

Les avantages de cette configuration de tube d’amortisseur à gaz de paillasse sont son coût relativement faible pour les dépenses d’acquisition et d’exploitation, ainsi que la facilité d’installation et d’utilisation. En outre, la configuration permet un fonctionnement à haut débit et la génération d’ondes de souffle reproductibles contrôlées et de résultats in vivo chez la souris et le rat. Afin de contrôler des conditions d’essai constantes (c.-à-d. ondes de souffle constantes et surpression), l’installation est équipée de capteurs de pression. Les avantages de ce modèle pour le TCC comprennent l’évolutivité de la gravité de la blessure et le fait que le TCC léger est induit à l’aide d’une procédure non invasive à tête fermée. La surpression maximale et les lésions cérébrales subséquentes augmentent avec des membranes de polyester plus épaisses de manière évolutive et cohérente17. La capacité d’évaluer la gravité du TCC en fonction de l’épaisseur de la membrane est un outil utile pour déterminer le niveau auquel des mesures de résultats spécifiques (p. ex., neuroinflammation) deviennent évidentes. La fourniture d’un blindage protecteur pour les organes périphériques permet également une enquête ciblée sur les mécanismes légers du TCC en évitant ou en réduisant les variables confondantes des lésions systémiques, telles que les lésions pulmonaires ou thoraciques. De plus, cette configuration permet de sélectionner la direction par laquelle l’onde de souffle frappe / pénètre la tête (c’est-à-dire de face, de côté, de haut ou de dessous) et, par conséquent, différents types d’insultes induisant un TCC peuvent être étudiés. La procédure standard pour induire un TCC léger à modéré décrit ici utilise une exposition latérale pour évaluer les effets des lésions dues aux ondes de souffle en combinaison avec des blessures par coup d’État et contrecoup dues à des forces de rotation rapides. De plus, afin d’étudier exclusivement les blessures causées par le souffle, l’exposition aux ondes de souffle descendantes peut être utilisée dans ce modèle.

Protocol

Le protocole suit les directives de soins aux animaux de l’Université de Cincinnati et de l’Université de Virginie-Occidentale. Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) et ont été effectuées conformément aux principes du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. 1. Installation de la configuration blast TBI Acquérir toutes le…

Representative Results

L’évolutivité de la configuration des ondes de souffle a été testée en utilisant trois épaisseurs de membrane différentes, 25,4, 50,8 et 76,2 μm. Les niveaux de pression de crête ont été évalués à la zone de placement de la tête et à la sortie de l’appareil à tube de choc à l’aide de capteurs de pression piézoélectriques (voir Figure 1 et Figure 2). Les pressions de crête augmentent en concordance avec l’épaisseur de la membrane aux…

Discussion

Nous présentons ici un modèle préclinique de TCC léger qui est rentable, facile à mettre en place et à exécuter, et qui permet des résultats expérimentaux à haut débit, fiables et reproductibles. Ce modèle fournit un blindage protecteur aux organes périphériques pour permettre une enquête ciblée sur les mécanismes légers du TCC tout en limitant les variables confondantes des lésions systémiques. En revanche, d’autres modèles de blast sont connus pour infliger des dommages aux organes périphérique…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions R. Gettens, N. St. Johns, P. Bennet et J. Robson pour leur contribution à l’élaboration du modèle TBI. Des subventions narSAD pour jeunes chercheurs de la Brain & Behavior Research Foundation (F.P. et M.J.R.), une subvention de recherche du Darrell K. Royal Research Fund for Alzheimer’s Disease (F.P.) et une bourse de la Fondation PhRMA (M.J.R.) ont soutenu cette recherche. Ce travail a été soutenu par des bourses pré-doctorales de l’American Foundation for Pharmaceutical Education (A.F.L et B.P.L.).

Materials

3/8 SAE High Pressure Hydraulic Hose Eaton Aeroquip R2-6-6-36M Available from Grainger
3/8'' Quick Connect Female Plugs Karcher KAR 86410440
3/8'' Quick Connect Male Plugs Karcher KAR 86410440
ANY-maze video tracking software Stoelting Co. ANY-maze software
Clear Mylar membrane ePlastics.com POLYCLR0.003 http://www.eplastics.com/Plastic/Clear_Polyester_Film/POLYCLR0-003; Clear Mylar membrane is sold in various thicknesses. All are sold by vendor listed above.
Compound Slide Table (X2) Grizzly Industrial G5757
Deadman Gas Control Ball Valve Coneraco Inc. 71-502-01 "Apollo", Available from Grainger
Driver and driven section (murine) own design/production n/a For further information please contact the authors
Driver and driven section (rat) own design/production n/a For further information please contact the authors
Ear Muffs 3M 37274 Available from Grainger
Gas Regulator – Hi Flow 3500-600-580 Harris 3003539
Helium Gas AirGas HE 300 Tanks are available in various sizes
Inhalation Anesthesia System VetEquip 901806
Input Module National Instruments NI 9223
Isoflurane Baxter NDC 10019-360-40 Ordered by veterinarian
Laboratory Timer/Stopwatch Fisher Scientific 50-550-352
Labview version 12.0 National Instruments Data Acquistion Software
Magnetic Dial Indicator/Micrometer Grizzly Industrial G9849
MATLAB MathWorks Software for pressure recording analysis
Oxygen Regulator Medline HCS8725M
PC for Data Processing Dell
Polyvinylchloride Tubing – 25.4 mm FORMUFIT P001FGP-WH-40×3
Pressure sensors PCB Piezotronics 102A05
Receiver USB Chassis National Instruments DAQ-9171
Sensor Signal Conditioner PCB Piezotronics 482C series
Stainless NSF-Rated Mounting Table Gridmann GR06-WT2448
T Handle Allen Wrench – 3/16'' S&K 73310

References

  1. Bazarian, J. J., et al. Mild traumatic brain injury in the United States, 1998–2000. Brain Injury. 19 (2), 85-91 (2005).
  2. Meabon, J. S., et al. Repetitive blast exposure in mice and combat veterans causes persistent cerebellar dysfunction. Science Translational Medicine. 8 (321), (2016).
  3. Mac Donald, C. L., et al. Detection of blast-related traumatic brain injury in U.S. military personnel. New England Journal of Medicine. 364 (22), 2091-2100 (2011).
  4. Fischer, B. L., et al. Neural activation during response inhibition differentiates blast from mechanical causes of mild to moderate traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (2), 169-179 (2014).
  5. Peskind, E. R., et al. Cerebrocerebellar hypometabolism associated with repetitive blast exposure mild traumatic brain injury in 12 Iraq war Veterans with persistent post-concussive symptoms. Neuroimage. 54, 76-82 (2011).
  6. Jorge, R. E., et al. White matter abnormalities in veterans with mild traumatic brain injury. American Journal of Psychiatry. 169 (12), 1284-1291 (2012).
  7. Hoge, C. W., et al. Mild traumatic brain injury in U.S. Soldiers returning from Iraq. New England Journal of Medicine. 358 (5), 453-463 (2008).
  8. Eskridge, S. L., et al. Injuries from combat explosions in Iraq: injury type, location, and severity. Injury. 43 (10), 1678-1682 (2012).
  9. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
  10. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  11. McIntosh, T. K., et al. Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model. Neuroscience. 28 (1), 233-244 (1989).
  12. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22 (1), 42-75 (2005).
  13. Osier, N., Dixon, C. E. Mini Review of Controlled Cortical Impact: A Well-Suited Device for Concussion Research. Brain Sciences. 7 (7), (2017).
  14. Goldstein, L. E., et al. Chronic traumatic encephalopathy in blast-exposed military veterans and a blast neurotrauma mouse model. Science Translational Medicine. 4 (134), (2012).
  15. Rodriguez-Grande, B., et al. Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury. Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).
  16. Bowen, I. G., Fletcher, E. R., Richmond, D. R., Hirsch, F. G., White, C. S. Biophysical mechanisms and scaling procedures applicable in assessing responses of the thorax energized by air-blast overpressures or by nonpenetrating missiles. Annals of the New York Academy of Sciences. 152 (1), 122-146 (1968).
  17. Turner, R. C., et al. Modeling clinically relevant blast parameters based on scaling principles produces functional & histological deficits in rats. Experimental Neurology. , 520-529 (2013).
  18. Lucke-Wold, B. P., et al. Elucidating the role of compression waves and impact duration for generating mild traumatic brain injury in rats. Brain Injury. 31 (1), 98-105 (2017).
  19. Hernandez, A., et al. Exposure to mild blast forces induces neuropathological effects, neurophysiological deficits and biochemical changes. Molecular Brain. 11 (1), 64 (2018).
  20. Bittar, A., et al. Neurotoxic tau oligomers after single versus repetitive mild traumatic brain injury. Brain Communications. 1 (1), (2019).
  21. Logsdon, A. F., et al. Salubrinal reduces oxidative stress, neuroinflammation and impulsive-like behavior in a rodent model of traumatic brain injury. Brain Research. 1643, 140-151 (2016).
  22. Lucke-Wold, B. P., et al. Bryostatin-1 Restores Blood Brain Barrier Integrity following Blast-Induced Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 52 (3), 1119-1134 (2015).
  23. Logsdon, A. F., et al. Altering endoplasmic reticulum stress in a model of blast-induced traumatic brain injury controls cellular fate and ameliorates neuropsychiatric symptoms. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 421 (2014).
  24. Dixon, C. E., et al. A fluid percussion model of experimental brain injury in the rat. Journal of Neurosurgery. 67 (1), 110-119 (1987).
  25. Long, J. B., et al. Blast overpressure in rats: recreating a battlefield injury in the laboratory. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 827-840 (2009).
  26. Budde, M. D., et al. Primary blast traumatic brain injury in the rat: relating diffusion tensor imaging and behavior. Frontiers in Neurology. 4, 154 (2013).
  27. Genovese, R. F., et al. Effects of mild TBI from repeated blast overpressure on the expression and extinction of conditioned fear in rats. Neuroscience. 254, 120-129 (2013).
  28. Kuriakose, M., Rama Rao, K. V., Younger, D., Chandra, N. Temporal and Spatial Effects of Blast Overpressure on Blood-Brain Barrier Permeability in Traumatic Brain Injury. Scientific Reports. 8 (1), 8681 (2018).
  29. Cernak, I., et al. The pathobiology of blast injuries and blast-induced neurotrauma as identified using a new experimental model of injury in mice. Neurobiology of Disease. 41 (2), 538-551 (2011).
  30. Prima, V., Serebruany, V. L., Svetlov, A., Hayes, R. L., Svetlov, S. I. Impact of moderate blast exposures on thrombin biomarkers assessed by calibrated automated thrombography in rats. Journal of Neurotrauma. 30 (22), 1881-1887 (2013).
  31. Mishra, V., et al. Primary blast causes mild, moderate, severe and lethal TBI with increasing blast overpressures: Experimental rat injury model. Scientific Reports. 6, 26992 (2016).
  32. Tompkins, P., et al. Brain injury: neuro-inflammation, cognitive deficit, and magnetic resonance imaging in a model of blast induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (22), 1888-1897 (2013).
  33. Kuriakose, M., et al. Tailoring the Blast Exposure Conditions in the Shock Tube for Generating Pure, Primary Shock Waves: The End Plate Facilitates Elimination of Secondary Loading of the Specimen. Public Library of Science One. 11 (9), 0161597 (2016).
  34. Panzer, M. B., et al. A Multiscale Approach to Blast Neurotrauma Modeling: Part I – Development of Novel Test Devices for in vivo and in vitro Blast Injury Models. Frontiers in Neurology. 3, 46 (2012).
  35. Logsdon, A. F., et al. A mouse Model of Focal Vascular Injury Induces Astrocyte Reactivity, Tau Oligomers, and Aberrant Behavior. Archives of Neuroscience. 4 (2), (2017).
  36. Lee, M. C., Klassen, A. C., Heaney, L. M., Resch, J. A. Respiratory rate and pattern disturbances in acute brain stem infarction. Stroke. 7 (4), 382-385 (1976).
  37. Ikeda, K., et al. The respiratory control mechanisms in the brainstem and spinal cord: integrative views of the neuroanatomy and neurophysiology. Journal of Physiological Sciences. 67 (1), 45-62 (2017).
  38. Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475 (7355), 196-200 (2011).
  39. Logsdon, A. F., et al. Blast exposure elicits blood-brain barrier disruption and repair mediated by tight junction integrity and nitric oxide dependent processes. Scientific Reports. 8 (1), 11344 (2018).
  40. Logsdon, A. F., et al. Nitric oxide synthase mediates cerebellar dysfunction in mice exposed to repetitive blast-induced mild traumatic brain injury. Scientific Reports. 10 (1), 9420 (2020).
  41. Huber, B. R., et al. Blast exposure causes dynamic microglial/macrophage responses and microdomains of brain microvessel dysfunction. Neuroscience. 319, 206-220 (2016).
  42. Gama Sosa, M. A., et al. Low-level blast exposure disrupts gliovascular and neurovascular connections and induces a chronic vascular pathology in rat brain. Acta Neuropathologica Communications. 7 (1), 6 (2019).
  43. Abutarboush, R., et al. Exposure to Blast Overpressure Impairs Cerebral Microvascular Responses and Alters Vascular and Astrocytic Structure. Journal of Neurotrauma. 36 (22), 3138-3157 (2019).
  44. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews: Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  45. Petraglia, A. L., et al. Concussion in the absence of head impact: a case in a collegiate hammer thrower. Current Sports Medicine Reports. 14 (1), 11-15 (2015).
  46. Viano, D. C., Casson, I. R., Pellman, E. J. Concussion in professional football: biomechanics of the struck player–part 14. Neurosurgery. 61 (2), 313-327 (2007).

Play Video

Cite This Article
Logsdon, A. F., Lucke-Wold, B. P., Turner, R. C., Collins, S. M., Reeder, E. L., Huber, J. D., Rosen, C. L., Robson, M. J., Plattner, F. Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents. J. Vis. Exp. (165), e61244, doi:10.3791/61244 (2020).

View Video