Summary

Preparación de electrodos de estimulación nerviosa periférica para la implantación crónica en ratas

Published: July 14, 2020
doi:

Summary

Los enfoques existentes para la construcción de electrodos nerviosos periféricos crónicamente implantables para su uso en roedores pequeños a menudo requieren equipo especializado y/o personal altamente capacitado. En este protocolo demostramos un enfoque simple y de bajo costo para fabricar electrodos de manguito implantables crónicamente, y demostramos su eficacia para la estimulación nerviosa de vagon (VNS) en ratas.

Abstract

Los electrodos del manguito nervioso periférico se han utilizado durante mucho tiempo en las neurociencias y campos relacionados para la estimulación de, por ejemplo, vagos o nervios ciáticos. Varios estudios recientes han demostrado la eficacia del VNS crónico en la mejora de la plasticidad del sistema nervioso central para mejorar la rehabilitación motora, el aprendizaje de extinción y la discriminación sensorial. La construcción de dispositivos implantables crónicamente para su uso en estos estudios es un reto debido al pequeño tamaño de las ratas, y los protocolos típicos requieren una amplia formación del personal y métodos de microfabricación que consumen mucho tiempo. Alternativamente, los electrodos de manguito implantables disponibles comercialmente se pueden comprar a un costo significativamente más alto. En este protocolo, presentamos un método simple y de bajo costo para la construcción de electrodos de manguito nervioso periférico pequeños, crónicamente implantables para su uso en ratas. Validamos la fiabilidad a corto y largo plazo de nuestros electrodos de manguito demostrando que el VNS en ratas anestesiadas con ketamina/xiazina produce disminuciones en la frecuencia respiratoria consistente con la activación del reflejo Hering-Breuer, tanto en el momento de la implantación como hasta 10 semanas después de la implantación del dispositivo. Además, demostramos la idoneidad de los electrodos del manguito para su uso en estudios de estimulación crónica mediante el emparejamiento de VNS con un rendimiento de prensa de palanca experto para inducir plasticidad de mapa cortical del motor.

Introduction

Recientemente, la demanda de electrodos manguitos implantables crónicamente para la estimulación de los nervios periféricos ha crecido, a medida que los estudios demuestran cada vez más la utilidad preclínica de esta técnica para el tratamiento de numerosas enfermedades inflamatorias1,2,3 y trastornos neurológicos4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. El VNS crónico, por ejemplo, ha demostrado mejorar la plasticidad neocortical en una variedad de contextos de aprendizaje, mejorando la rehabilitación motora4,,5,,6,7,8, extinción de aprendizaje10,11,12,13,14, y la discriminación sensorial15. Los electrodos nerviosos periféricos disponibles comercialmente a menudo se asocian con tiempos extendidos para el cumplimiento de pedidos y costos relativamente altos, lo que puede limitar su accesibilidad. Alternativamente, los protocolos para la fabricación “in-house” de electrodos de manguito implantables crónicamente siguen siendo limitados, y la anatomía de los roedores presenta desafíos particulares debido a su pequeño tamaño. Los protocolos actuales para la construcción de electrodos de manguito para experimentos crónicos con roedores a menudo requieren el uso de equipos y técnicas complejas, así como personal ampliamente capacitado. En este protocolo, demostramos un enfoque simplificado para la fabricación de electrodos de manguito basado en métodos publicados previamente y ampliamente utilizados16,17. Validamos la funcionalidad de nuestros electrodos implantados crónicamente en ratas demostrando que, en el momento de la implantación del manguito alrededor del nervio vago cervical izquierdo, la estimulación aplicada a los electrodos del manguito produjo con éxito un cese de la respiración y la caída en SpO2. La estimulación de las fibras vagal del receptor pulmonar aferente se sabe que engancha el reflejo Hering-Breuer, en el que la inhibición de varios núcleos respiratorios en el tronco cerebral da lugar a la inspiración de supresión18. Por lo tanto, el cese de la respiración consistente con el reflejo Hering-Breuer, y la caída resultante en SpO2, proporcionan una prueba directa para la implantación adecuada de electrodos y la función del manguito en ratas anestesiadas. Para validar la funcionalidad a largo plazo de los electrodos de manguito implantados crónicamente, se midieron las respuestas reflejos en el momento de la implantación y se compararon con las respuestas obtenidas en los mismos animales seis semanas después de la implantación. Un segundo grupo de ratas fue implantado con electrodos del manguito VNS después del entrenamiento conductual en una tarea de prensado de palanca. En estas ratas, VNS emparejado con el correcto rendimiento de la tarea produjo la reorganización del mapa del motor cortical, consistente con los estudios publicados previamente19,,20,,21,22. En el momento del mapeo cortical motor bajo anestesia, que se produjo de 5 a 10 semanas después de la implantación del dispositivo, validamos aún más la función del manguito en animales tratados con VNS al confirmar que VNS indujo con éxito un cese de la respiración y una caída superior al 5% en SpO2.

Los protocolos recientemente publicados de Childs et al.17 y Rios et al.16 proporcionan un punto de partida bien validado para un enfoque simplificado de fabricación de electrodos de manguito, ya que este popular método ha sido utilizado por múltiples laboratorios que realizan estudios VNS crónicos en roedores1,,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. El método original implica varios pasos de alta precisión para manipular los microhilos finos, de modo que la fabricación de electrodos del manguito tarda más de una hora en completarse, y un entrenamiento extenso para funcionar de manera confiable. El enfoque simplificado descrito aquí requiere significativamente menos materiales y herramientas y puede ser completado en menos de una hora por personal mínimamente capacitado.

Protocol

Todos los procedimientos descritos en este protocolo se llevan a cabo de acuerdo con la Guía NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Texas en Dallas. 1. Estimular la fabricación de electrodos del manguito Prepare el tubo del manguito. Con una cuchilla de afeitar, corte una pieza de tubo de polímero de 2,5 mm de longitud. Inserte las puntas de los fórceps o un cli…

Representative Results

Los electrodos y cabezas del manguito nervioso Vagus se implantaron crónicamente en ratas según los procedimientos quirúrgicos publicados previamente17,19,20,21,22. Antes de la implantación, la impedancia a 1 kHz se midió a través de los cables del manguito con el tubo del manguito sumergido en solución salina (impedancia de 1,2 a 0,17 k [media de std];…

Discussion

Aquí describimos un enfoque simple y de bajo costo para el montaje de electrodos de manguito estimulantes implantables crónicamente para su uso en roedores, facilitando las investigaciones preclínicas de esta terapia emergente. Este método simplificado no requiere formación o equipo especializado, y utiliza un pequeño número de herramientas y suministros que son fácilmente accesibles para la mayoría de los laboratorios de investigación, reduciendo los costos monetarios y laborales de la fabricación de disposit…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue financiado por la Universidad de Texas en Dallas y la Junta de Regentes de la UT. Agradecemos a Solomon Golding, Bilaal Hassan, Marghi Jani y Ching-Tzu Tseng por la asistencia técnica.

Materials

Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080" OD x 0.040" ID Braintree Scientific MRE080 36 FT
Dissecting microscope AM Scopes #SM-6T-FRL
Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edge Fine Science Tools #14058-09 for cutting Pt/Ir wire and suture thread
Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tip Fine Science Tools #11626-11
Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tips Electron Microscopy Sciences #78127-71
Gold Pins, PCB Press Fit Socket Mill-Max #1001-0-15-15-30-27-04-0 or similar small pins for connecting cuff leads to headcap
Isobutane lighter BIC #LCP21-AST for de-insulating Pt/Ir wire
Micro strip connector with latch, 4-pin Omnetics A24002-004 / PS1-04-SS-LT
Pipette tip, 10 uL VWR 89079-464
Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001" (diameter) x 9 strands, PTFE insulated Sigmund Cohn 10IR9/49T
Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9 VWR #55411-050 for cutting MicroRenathane tubing
Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7) Singer 00276 Smaller needle for threading Pt/Ir wire
Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3) Singer 00276 Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture
Small foam board Juvo+/Amazon B07C9637SJ for fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5" x 3.5" x 1" (L x W x H)
Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameter Loctite/Multicore #796037
Soldering station Weller WES51 or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)
Soldering tip, long conical, 0.01" / 0.4 mm Weller 1UNF8
Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0 Fine Science tools #18020-60
UV (405 nm) spot light Henkel/Loctite #2182207
UV Light Cure Adhesive 25 ml Henkel/Loctite AA 3106 or similar biocompatible UV cure adhesive
Wire wrapping wire, 30 AWG Digikey K396-ND

References

  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson’s disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).

Play Video

Cite This Article
Sanchez, C. A., Brougher, J., Rahebi, K. C., Thorn, C. A. Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats. J. Vis. Exp. (161), e61128, doi:10.3791/61128 (2020).

View Video