Summary

Análises de competência vetorial sobre mosquitos Aedes aegypti que usam zika vírus

Published: May 31, 2020
doi:

Summary

O protocolo apresentado pode determinar a competência vetorial das populações do mosquito Aedes aegypti para um determinado vírus, como o Zika, em um ambiente de contenção.

Abstract

Os procedimentos apresentados descrevem uma metodologia generalizada para infectar mosquitos Aedes aegypti com zika vírus em condições laboratoriais para determinar a taxa de infecção, infecção disseminada e potencial transmissão do vírus na população do mosquito em questão. Esses procedimentos são amplamente utilizados com várias modificações nas avaliações de competência vetorial globalmente. São importantes na determinação do papel potencial que um determinado mosquito (ou seja, espécie, população, indivíduo) pode desempenhar na transmissão de um determinado agente.

Introduction

A competência vetorial é definida como a capacidade no nível de espécies, população e até mesmo um indivíduo, de um determinado artrópode, como um mosquito, carrapato ou mosca de areia de flebotomina, para adquirir e transmitir um agente biologicamente com replicação ou desenvolvimento no artrópode1,2. Com relação a mosquitos e vírus transmitidos por artrópodes (ou seja, arboviroses), o agente é absorvido de um hospedeiro virêmico por uma fêmea de mosquito. Após a ingestão, o vírus deve infectar produtivamente uma pequena população de células epiteliais midgut3, superando vários obstáculos fisiológicos, como a degradação proteolítica por enzimas digestivas, a presença da microbiota (barreira de infecção midgut, ou MIB), e a matriz peritrofídica secretada. A infecção do epitélio midgut deve ser seguida pela replicação do vírus e eventual fuga do midgut para o sistema circulatório aberto do mosquito, ou hemoglifo, o que representa o aparecimento de uma infecção disseminada superando a barreira de escape midgut (MEB). Neste ponto, o vírus pode estabelecer infecções de tecidos secundários (por exemplo, nervos, músculos e corpos de gordura) e continuar a se replicar, embora essa replicação secundária possa não ser estritamente necessária para que o vírus infecte as células acinares das glândulas salivares (superando a barreira da infecção da glândula salivar). O lagross das células acinares da glândula salivar em suas cavidades apical e, em seguida, o movimento no ducto salivar permite a inoculação do vírus em hospedeiros subsequentes na mordida, e completa o ciclo de transmissão1,2,4,5,6,7.

Dado esse mecanismo bem caracterizado e geralmente conservado de disseminação dentro de um vetor de mosquitos, as avaliações de competência vetorial laboratorial são muitas vezes metodologicamente semelhantes, embora existam diferenças nos protocolos1,2. Geralmente, após a exposição ao vírus oral, os mosquitos são dissecados para que tecidos individuais como o midgut, pernas, ovários ou glândulas salivares possam ser testados para infecção viral, infecção disseminada, infecção disseminada/transmissão transovarial potencial e competência de transmissão disseminada/potencial,respectivamente 8. A mera presença de um vírus nas glândulas salivares, no entanto, não é evidência definitiva da capacidade de transmissão, dada a evidência de uma barreira de fuga/saída da glândula salivar (SGEB) em algumas combinações vetoriais/vírus1,2,4,5,7,9. O método padrão para comprovar a competência de transmissão continua sendo a transmissão do mosquito para um animal suscetível10,11,12. No entanto, dado que para muitas arboviroses isso requer o uso de modelos murinas imunocomprometidos13,14,15,16, este método muitas vezes é proibitivo. Uma alternativa comumente utilizada é a coleta da saliva do mosquito, que pode ser analisada por reação de cadeia transcrição reversa-polimerase (RT-PCR) ou um ensaio infeccioso para demonstrar a presença do genoma viral ou partículas infecciosas, respectivamente. Vale ressaltar que tais métodos de coleta de saliva in vitro podem superestimar12 ou subestimar17 a quantidade de vírus depositado durante a alimentação in vivo, indicando que tais dados devem ser interpretados com cautela. No entanto, o método in vitro é altamente valioso quando analisado na perspectiva da mera presença de vírus na saliva, indicando potencial de transmissão.

Existem duas abordagens importantes para determinar o papel dos vetores de mosquitos em surtos de doenças arbovirais. O primeiro método envolve a vigilância em campo, na qual os mosquitos são coletados no contexto de transmissão ativa18,19,20,21,22,23,24. No entanto, dado que as taxas de infecção são tipicamente bastante baixas (por exemplo, a taxa estimada de infecção de 0,061% de mosquitos em áreas de circulação ativa do vírus Zika (ZIKV) nos Estados Unidos21), a incriminação de espécies vetoriais potenciais pode ser fortemente tendenciosa pela metodologia de captura25,26 e chance aleatória (por exemplo, amostragem de um indivíduo infectado de 1.600 não infectados)2 . Levando isso em conta, um determinado estudo pode não adquirir mosquitos suficientes tanto em números brutos quanto na diversidade de espécies para amostrar com precisão os mosquitos envolvidos na transmissão. Em contrapartida, as análises de competência vetorial são realizadas em ambiente laboratorial, permitindo um controle rigoroso de parâmetros como a dose oral. Embora não sejam totalmente capazes de representar a verdadeira complexidade da infecção por mosquitos e da capacidade de transmissão em um ambiente de campo, essas avaliações laboratoriais permanecem ferramentas poderosas no campo da arbovirologia.

Com base em diversas análises de competência vetorial com ZIKV em diversas espécies de mosquitos, populações e métodos27,28,29,30,31,32, bem como uma revisão recente das avaliações de competência vetorial1,descrevemos aqui vários dos protocolos associados a um típico fluxo de trabalho de competência vetorial. Nestes experimentos, três Ae. populações de aegypti das Américas (cidade de Salvador, Brasil; República Dominicana; e do baixo Vale do Rio Grande, TX, EUA) foram expostas a uma única cepa de ZIKV (Mex 1-7, GenBank Accession: KX247632.1) a 4, 5 ou 6 log10 unidades de formação focal (FFU)/mL por meio de doses de sangue artificial. Posteriormente, foram analisadas evidências de infecção, infecção disseminada e competência de transmissão após vários momentos de incubação extrínseca (2, 4, 7, 10 e 14 dias) por meio de dissecção e ensaio infeccioso baseado em cultura celular. Embora o fluxo de trabalho/protocolos atual seja otimizado para ZIKV, muitos elementos são diretamente traduzíveis para outras arboviroses transmitidas por mosquitos nos níveis de contenção de artrópodes e biossegurança 2 e 3 (ACL/BSL2 ou ACL/BSL3).

Protocol

Todos os procedimentos realizados nesses protocolos foram realizados em pleno cumprimento dos protocolos aprovados pelo Comitê de Biossegurança Institucional e pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Filial Médica da Universidade do Texas em Galveston. 1. Amplie o ZIKV em células Vero Cultivar células Vero (CCL-81 ou VeroE6) na modificação de Dulbecco do meio essencial mínimo (DMEM) da Eagle suplementado com 10% v/v de soro bovino fetal inativado (FBS) e 1%…

Representative Results

Três populações de Ae. aegypti das Américas (Salvador, Brasil; República Dominicana; e o Vale do Rio Grande, TX, EUA) foram expostos a um surto de ZIKV das Américas (ZIKV Mex 1-7, Estado de Chiapas, México, 2015) sobre uma gama de de farinha de sangue (4, 5 e 6 log10 FFU/mL) apresentados em um eritrócito humano lavado. Nos dias 2, 4, 7, 10 e 14 pós-infecção, subconjuntos de mosquitos foram processados para determinar as taxas de infecção, disseminação e potencial de transmissão. <p…

Discussion

Os métodos aqui descritos fornecem um fluxo de trabalho generalizado para a realização de análises de competência vetorial. Como estrutura geral, muitas dessas metodologias são conservadas ao longo da literatura. No entanto, há espaço substancial para modificações (revisadas em Azar e Weaver1). Vírus (por exemplo, linhagem viral, armazenamento de vírus de desafio, histórico de passagem viral), entomologia (por exemplo, colonização laboratorial de populações de mosquitos, imunidade…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Reconhecemos a equipe do Centro Mundial de Referência para Vírus Emergentes e Arboviroses (WRCEVA): Dr. Robert Tesh, Hilda Guzman, Dr. Kenneth Plante, Dr. Jessica Plante, Dionna Scharton e Divya Mirchandani, por seu trabalho incansável na curadoria e fornecimento de muitas das cepas virais usadas para nossos e outros grupos experimentos de competência vetorial. O trabalho apresentado foi financiado pelas bolsas McLaughlin Fellowship Fund (SRA) e nih grants AI120942 e AI121452.

Materials

3mL Standard Reservoir R37P30 Hemotek Ltd Insectary Equipment
7/32" Stainless Steel 440 Grade C Balls 4RJH9 Grainger Grinding Media
Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/Case A16-P4 FisherScientific Fixative
Adenosine 5'-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell culture A6419-1G MilliporeSigma Reagent
Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15 MAB10216 MilliporeSigma Primary Antibody for focus forming assay
Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle 5450-0011 KPL/Seracare Secondary Antibody for focus forming assay
Bleach NC0427256 FisherScientific Decontamination
Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 50 10-126-34 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-740 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-91 FisherScientific Cell culture consumable
Crystal Violet C0775-100G MilliporeSigma Stain
Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case 05-402-7 FisherScientific Plastic consumable
Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes 14-959-70C FisherScientific Plastic consumable
Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes 14-959-49A FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case 13-675-20 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case 13-675-15B FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case 13-675-30 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case 13-675-22 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Standard Tissue Culture Dishes 08-772B FisherScientific Plastic consumable
Fetal Bovine Serum-Premium, 500mL S11150 Atlanta Biologicals Cell culture reagent
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides 12-550-A3 FisherScientific Immobilization of Mosquitos
FU1 Feeder FU1-0 Hemotek Ltd Insectary Equipment; feeding units
Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles 140-040-182 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250μg/mL, 50mL/Bottle 15-290-026 Fisher Scientific Cell culture reagent
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case 15-140-163 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles 25-200-114 FisherScientific Cell culture reagent
Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles 11-965-118 FisherScientific Cell culture reagent
Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit 7203706 Lampire Bloodmeal preparation
InsectaVac Aspirator 2809B Bioquip Insectary Equipment
Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/Case A412-4 FisherScientific Fixative
Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 °C), 250g/Bottle M0512-250G MilliporeSigma Cell culture reagent
Micro-chem Plus Disinfectant Detergent C849T34 Thomas Scientific Decontamination; working dilution of dual quaternary ammonium
Mineral Oil, BioReagent, for molecular biology M5904-5X5ML MilliporeSigma Immobilization of Mosquitos
O-rings OR37-25 Hemotek Ltd Insectary Equipment
Plastic Plugs PP5-250 Hemotek Ltd Insectary Equipment
PS6 Power Unit (110-120V) PS6120 Hemotek Ltd Insectary Equipment; power source
Rubis Forceps, Offset blades, superfine points 4525 Bioquip Insectary Equipment
Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case 50-809-242 FisherScientific Plastic consumable
Sucrose, BioUltra, for molecular biology 84097-250G MilliporeSigma Reagent
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000μL Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case 21-402-487 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-486 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-484 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-482 FisherScientific Plastic consumable
TissueLyser II 85300 QIAGEN Homogenization
TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL 5510-0030 Seracare Developing solution for focus forming assay
Vero CCL-81 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6] CRL-1586 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay

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Cite This Article
Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus. J. Vis. Exp. (159), e61112, doi:10.3791/61112 (2020).

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