تقييم مورفولوجية ووظيفية من أكسونس ونقاط الاشتباك العصبي خلال وفاة أكسون في دروسوفيلا melanogaster
Summary
هنا ، نقدم بروتوكولات لتنفيذ ثلاثة بسيط من حالات الإصابة الناجمة عن تنكس المحور (موت المحور المحوري) في drosophila melanogaster لتقييم الحفاظ المورفولوجية والوظيفية من المحاور المقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي.
Abstract
تنكس أكسون هو سمة مشتركة في الأمراض العصبية وعندما يتم تحدي الأجهزة العصبية من قبل القوى الميكانيكية أو الكيميائية. ومع ذلك، لا يزال فهمنا للآليات الجزيئية الكامنة وراء انحطاط محور عصبي محدودًا. الإصابة الناجمة عن انحطاط محور عصبي بمثابة نموذج بسيط لدراسة كيفية قطع محاور تنفيذ التفكيك الخاصة بهم (موت محور عصبي). على مدى السنوات الأخيرة ، تم تحديد سلسلة إشارات موت المحور المحوري المحفوظة تطوريًا من الذباب إلى الثدييات ، وهو أمر مطلوب لتحول المحور المحوري المنفصل بعد الإصابة. وعلى العكس من ذلك، فإن إشارات موت المحور المحوري المهيونة تؤدي إلى الحفاظ المورفولوجي والوظيفي على المحاور المقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي الخاصة بها. هنا ، نقدم ثلاثة بروتوكولات بسيطة ومطورة مؤخرًا تسمح بمراقبة مورفولوجيا المحور ، أو وظيفة المحور العصبي والتشابك من المحاور المقطوعة التي تم قطعها من جسم الخلية العصبية ، في ذبابة الفاكهة Drosophila. يمكن ملاحظة مورفولوجيا في الجناح ، حيث ينتج عن إصابة جزئية موت محور عصبي جنبًا إلى جنب من محاور التحكم غير المصابة داخل حزمة الأعصاب نفسها. بدلا من ذلك ، يمكن أيضًا ملاحظة مورفولوجيا المحاور في الدماغ ، حيث تخضع حزمة الأعصاب بأكملها لموت محور عصبي بسبب استئصال الهوائيات. يمكن تقييم الحفاظ الوظيفي على المحاور المقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي الخاصة بها من خلال نهج بسيط optogenetic مقرونابسلوك الاستمالة بعد متشابك. نحن نقدم أمثلة باستخدام طفرة عالية الأسلاك فقدان وظيفة وعن طريق الإفراط في التعبير عن dnmnat، وكلاهما قادر على تأخير موت محور عصبي لأسابيع إلى أشهر. والأهم من ذلك، يمكن استخدام هذه البروتوكولات إلى ما بعد الإصابة؛ أنها تسهل توصيف عوامل الصيانة العصبية, نقل المحور, والميتوكوندريا المحورية.
Introduction
سلامة المورفولوجية من الخلايا العصبية أمر ضروري لوظيفة الجهاز العصبي المستدامة طوال الحياة. الغالبية العظمى من حجم الخلايا العصبية تؤخذ من قبل محاور عصبية1،2؛ وبالتالي صيانة مدى الحياة من محاور عصبية طويلة بشكل خاص هو التحدي البيولوجي وحيوية رئيسية للجهاز العصبي. وقد تم تحديد آليات متعددة للدعم المحوري الجوهري والدلي ةليفي، مما يضمن البقاء على قيد الحياة المحورية. ضعفها يؤدي إلى انحطاط محور عصبي3، وهو سمة شائعة من السمات الشائعة للأجهزة العصبية التي تواجه التحدي في المرض ، والقوى الميكانيكية أو الكيميائية4،5. ومع ذلك ، فإن الآليات الجزيئية الأساسية لانحطاط محور عصبي لا تزال غير مفهومة بشكل جيد في أي سياق ، مما يجعل تطوير علاجات فعالة لمنع فقدان محور عصبي أمرًا صعبًا. تطوير علاجات فعالة ضد هذه الحالات العصبية أمر مهم ، لأنها تخلق عبئا هائلا في مجتمعنا6.
الإصابة الناجمة عن انحطاط محور عصبي بمثابة نموذج بسيط لدراسة كيفية قطع محاور تنفيذ التفكيك الخاصة بهم. اكتشف من قبل واسمه Augustus والر في عام 1850 ، والاير (WD) هو مصطلح مظلة التي تتألف من عمليتين متميزة ، فصل جزيئيا7. أولا، بعد إصابة محور عصبي، محاور منفصلة عن أجسامهم الخلية تنفيذ بنشاط التدمير الذاتي الخاصة بهم (موت محور عصبي) من خلال موت محور عصبي حفظها تطوريا إشارة تتالي في غضون يوم واحد بعد الإصابة8. ثانياً، تشارك غليا المحيطة والبلعوم المتخصصة وإزالة الحطام المحوري الناتج في غضون ثلاثة إلى خمسة أيام. التوهين من إشارات الموت محور عصبي النتائج في محاور مقطوعة التي لا تزال محفوظة لأسابيع9،10،11،12، في حين أن التوهين من ابتلاع الدبقية يتوج في الحطام المحوري الذي يستمر لأسابيع في الجسم الحي13،14،15.
كشفت الأبحاث في الذباب والفئران والجرذان وسمك الحمار الوحشي العديد من الوسطاء التطوري والأساسيين لوفاة محور عصبي مما يشير إلى8. المسوخ الموت أكسون تحتوي على محاور عصبية مقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي التي تفشل في الخضوع للموت محور عصبي; أنها لا تزال مورفولوجية ووظيفية الحفاظ عليها لأسابيع، في حالة عدم وجود دعم الجسم الخلية9،,10،12،,13،,16،,17،,18،,19،,20،,21،,22،,23., أدى اكتشاف وتوصيف هؤلاء الوسطاء إلى تعريف مسار جزيئي ينفذ موت المحور المحوري. الأهم من ذلك ، يتم تنشيط إشارات الموت المحوري ليس فقط عندما يتم قطع محور عصبي ، سحق أو امتدت24،25. كما يبدو أن مساهما في نماذج الحيوانات متميزة من الحالات العصبية (على سبيل المثال، حيث البديهيات تتدهور بطريقة إصابة مستقلة4، ولكن مع مجموعة من النتائج المفيدة4،8). لذلك، فهم كيفية موت محور عصبي ينفذ انحطاط محور عصبي بعد الإصابة قد تقدم رؤى وراء نموذج إصابة بسيطة; كما يمكن أن توفر أهدافا للتدخل العلاجي.
وقد ثبت ذبابة الفاكهة Drosophila melanogaster (Drosophila)أن يكون نظاما لا يقدر بثمن لإشارات الموت محور عصبي. كشفت الأبحاث في الذبابة عن أربعة جينات موت محور عصبي أساسية محفوظة تطورياً: هاي واير (hiw)11،14، dnmnat12،26، dsarm10 و axundead (axed)12. تعديل هذه الوسطاء – فقدان وظيفة الطفرات من hiw، dsarm ومحورها،والإفراط في التعبير عن dnmnat – كتل بقوة موت محور عصبي لمدى حياة الذبابة. في حين قطع محاور نوع البرية الخضوع موت محور عصبي في غضون 1 يوم، محاور عصبية مقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي التي تفتقر إلى hiw، dsarm أو axed لا تزال مورفولوجية فقط، ولكن أيضا الحفاظ عليها وظيفيا لأسابيع. ما إذا كان يمكن أيضا الحفاظ الوظيفي من خلال مستويات عالية من dnmnat لا يزال يتعين تحديدها.
هنا ، سوف نقدم ثلاثة بروتوكولات بسيطة ومطورة مؤخرا لدراسة موت محور عصبي (على سبيل المثال ، مورفولوجيا وظيفة محاور عصبية مقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي على مر الزمن) في غياب دعم الجسم الخلية. نحن نبين كيف يؤدي موت المحور المحوري المضعف إلى محاور عصبية مقطوعة يتم الحفاظ عليها شكلياً مع طفرة فقدان وظيفة hiw (hiw-N)وكيف يؤدي موت المحور المحوري المضعف إلى محاور عصبية ونقاط الاشتباك العصبي المقطوعة التي لا تزال محفوظة وظيفيًا لمدة 7 أيام على الأقل مع الإفراط في التعبير عن dnmnat (dnmnatOE ). تسمح هذه البروتوكولات لمراقبة مورفولوجيا المحاور العصبية الفردية والمتشابكة إما في الجهاز المركزي أو العصبي المحيطي (CNS و PNS ، على التوالي)13،14، في حين يمكن تصور الحفاظ الوظيفي على المحاور المقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي في الجهاز العصبي المركزي من خلال استخدام إعداد بسيط للجينات الفيولوجية جنبا إلى جنب مع الاستمالة كقراءة سلوكية12.
Protocol
Representative Results
Discussion
البروتوكولات الموصوفة هنا تسمح لمراقبة قوية وقابلة للاستنساخ من مورفولوجيا وكذلك وظيفة محاور عصبية ونقاط الاشتباك العصبي الخاصة بهم فصل من أجسامهم الخلية في Drosophila. يسهل فحص الجناح مراقبة موت محور عصبي جنبًا إلى جنب من محاور التحكم غير المصابة في PNS14، في حين يسهل فحص الهوائي مراقبة حزم الأعصاب الكاملة من محاور عصبية تحمل علامة GFP ونقاط الاشتباك العصبي الخاصة بهم ، لتقييم كل من المورفولوجيا والوظيفة في الدماغ (CNS)12. هناك خطوات حاسمة ومزايا معينة لكل نهج لدراسة مورفولوجيا التي يجب أن تؤخذ في الاعتبار عند تصميم التجارب.
لمراقبة مورفولوجيا محور عصبي في PNS في الجناح ، يمكن إجراء التجارب بسهولة ، بسبب شفافية الجناح: فهو يسمح بتجاوز التشريح والكيمياء الهيستوكيميائية المناعية. ومع ذلك ، بسبب عدم وجود التثبيت ، يجب أن يتم التصوير بالأجنحة مباشرة بعد تركيب14. حاليا، يتم استخدام اثنين من السائقين Gal4 متميزة بشكل متكرر، إما ok371Gal4 أو dpr1Gal4، وكلا المراجع تقدم نهج متميزة لتحديد الانحطاط14،26. ويوصى الوسم متفرق من عدد قليل من الخلايا العصبية، وذلك باستخدام “تحليل الفسيفساء مع علامة خلية قمعها (MARCM)”14،31، كما قرار مورفولوجيا المحور المحوري لم يسبق له مثيل. في المقابل ، فإن مراقبة نقاط الاشتباك العصبي غير ممكنة في الأجنحة ، فهي تقع في الحبل العصبي البطني داخل صدر الذباب. وعلاوة على ذلك، لا يمكن تصور علامات المحاور الإضافية من قبل الكيمياء المناعية: بشرة شمعية يجعل من المستحيل لنشر المثبتات والأجسام المضادة في الأنسجة الكامنة.
لمراقبة محور عصبي ومورفولوجيا المشبك في الجهاز العصبي المركزي، تشريح الدماغ يجب أن يتم. أنها توفر ميزة تصور علامات إضافية محور عصبي ومتشابك من خلال استخدام المناعة histochemistry، ويمكن ملاحظة نقاط الاشتباك العصبي جنبا إلى جنب مع محاور عصبية في نفس المجال من الرأي10،13. مجموعة كبيرة من الخلايا العصبية مستقبلات الشم ية (ORN) Gal4 المتاحة بسهولة32، وفي كثير من الأحيان ، OR22aGal4 هو المحرك المفضل. لاجتثاث الهوائي، يتم وضع الهيئات خلية من الخلايا العصبية OR22a في الجزء3 rd (الشكل 2B). يتم استخدام القياس الكمي القائم على كثافة الفلور لقياس كمية انحطاط المحاور أو نقاط الاشتباك العصبي13. وعلى العكس من ذلك، تستغرق التجارب وقتاً طويلاً بسبب تشريح الدماغ وتلطيخ الأجسام المضادة.
لتصور وظيفة محور عصبي ومتشابك بعد axotomy، يستخدم optogenetics لتحريك الاستمالة الهوائي: أنه بمثابة قراءة للحفاظ الوظيفي من محاور عصبية مقطوعة ونقاط الاشتباك العصبي12. وقد وصفت بدقة دائرة الاستمالة والحسية المقابلة، بين والمحركات Gal4 السائقين وصفها بدقة29،30. GMR60E02Gal4 تسميات مجموعة فرعية من الجهاز جونستون (JO) الخلايا العصبية الحسية، والتي هي مطلوبة وكافية للاستمالة29،,30. لاجتثاث الهوائي، يتم وضع الهيئات الخلية من الخلايا العصبية جو في الجزء الهوائيالثاني 2(الشكل 2B). يمكن بسهولة إنشاء إعداد optogenetic من الصفر، أو تعديل إعداد موجود. الأهم من ذلك، يجب إجراء التجارب في غرفة مظلمة، وبالتالي يتم تصور الذباب مع أضواء LED تحت الحمراء (IR). عند استخدام CsChrimson كقناة، فمن الأهمية بمكان لتوريد الطعام مع جميع عبر الشبكية وأضواء LED حمراء لتنشيط الخلايا العصبية JO29. بدلا من ذلك، يمكن استخدام القنوات الزرقاء الحساسة للضوء وأضواء LED الزرقاء، أو قناة TrpA1 ودرجة الحرارة لتنشيط الخلايا العصبية29،33. وقد تم بالفعل وصف القياس الكمي لسلوك الاستمالة12،29.
عندما تستخدم هذه الاختبارات لدراسة موت المحور المحوري على وجه التحديد ، من المهم ملاحظة أن النمط الظاهري للحفظ المورفولوجي أو الوظيفي يجب أن يكون قويًا بمرور الوقت. هناك حالات حيث يؤدي موت المحور المحوري إلى نمط ظاهري ثابت ولكنه أقل وضوحًا في الحفاظ المورفولوجية34،35، وما إذا كان مثل هذا النمط الظاهري يترجم إلى الحفاظ الوظيفي يبقى تحديدًا.
وقد لوحظت أيضا phenotypes الموت أكسون في الخلايا العصبية أثناء تطوير يرقات Drosophila، حيث تم سحق الأعصاب بدلا من إصابة11،23. هنا، ركزنا على وجه التحديد على الخلايا العصبية Drosophila الكبار التي أكملت التنمية. في هذا السياق، يمكن بسهولة استخدام تدخل الحمض النووي الريبي36، أو الأنسجة محددة CRISPR/Cas937. الأهم من ذلك ، يمكن استخدام التقنيات المذكورة أعلاه في سياق مستقل للموت محور عصبي: فهي تسهل توصيف عوامل الصيانة العصبية38، والنقل المحوري39، الميتوكوندريا المحورية المعتمدة على العمرتتغير 40، ومورفولوجيا الميتوكوندريا المحورية41.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نود أن نشكر مختبر نيوكوم بأكمله على المساهمات. تم دعم هذا العمل من قبل جائزة أستاذ مساعد من المؤسسة الوطنية السويسرية للعلوم (منحة 176855)، والمؤسسة الدولية للبحوث في بارابليجيا (IRP، منحة P180)، SNSF Spark (منحة 190919) وبدعم من جامعة لوزان و قسم العلوم العصبية الأساسية (État de Vaud) إلى LJN.
Materials
| Tweezers (high precision, ultra fine) | EMS | 78520-5 | Antennal ablation |
| MicroPoint Scissors (5-mm cutting edge) | EMS | 72933-04 | Wing injury |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Eppendorf | 30120086.0000 | |
| 35mm tissue culture dish | Sarstedt | 83.3900 | |
| Cover Slips, Thickness 1 | Thermo Scientific™ | BB02400600A113MNT0 | |
| Superfrost Microscope Slides | Thermo Scientific™ | AA00008032E00MNT10 | |
| High-Sensitivity USB 2.0 CMOS Camera, 1280 x 1024, Global Shutter | Thorlabs | DCC1240M | Camera setup |
| SM1 Retaining Ring for Ø1" Lens Tubes and Mounts | Thorlabs | SM1RR | |
| 25mm 1/1.2" C mount Lens | Tamron | M112FM25 | |
| Adapter with External M27 x 0.5 Threads and Internal SM1 Threads | Thorlabs | SM1A36 | |
| Aspheric Condenser Lens, Ø25 mm, f=20.1 mm, NA=0.60, ARC: 650-1050 nm | Thorlabs | ACL2520U-B | |
| Ø25.0 mm Premium Longpass Filter, Cut-On Wavelength: 700 nm | Thorlabs | FELH0700 | |
| SM1 (1.035"-40) Coupler, External Threads, 0.5" Long | Thorlabs | SM1T2 | |
| SM1 Lens Tube Without External Threads, 1" Long, Two Retaining Rings Included | Thorlabs | SM1M10 | |
| 850 nm, 900 mW (Min) Mounted LED, 1200 mA | Thorlabs | M850L3 | IR LED spotlight |
| SM1 (1.035"-40) Coupler, External Threads, 0.5" Long | Thorlabs | SM1T2 | |
| SM1 Lens Tube Without External Threads, 2" Long, Two Retaining Rings Included | Thorlabs | SM1M20 | |
| Aspheric Condenser Lens, Ø25 mm, f=20.1 mm, NA=0.60, ARC: 650-1050 nm | Thorlabs | ACL2520U-B | |
| Ø25.0 mm Premium Longpass Filter, Cut-On Wavelength: 850 nm | Thorlabs | FELH0850 | |
| SM1 Retaining Ring for Ø1" Lens Tubes and Mounts | Thorlabs | SM1RR | |
| 660 nm, 940 mW (Min) Mounted LED, 1200 mA | Thorlabs | M660L4 | Red LED spotlight |
| Aspheric Condenser Lens, Ø25 mm, f=20.1 mm, NA=0.60, ARC: 650-1050 nm | Thorlabs | ACL2520U-B | |
| SM1 (1.035"-40) Coupler, External Threads, 0.5" Long | Thorlabs | SM1T2 | |
| SM1 Lens Tube Without External Threads, 2" Long, Two Retaining Rings Included | Thorlabs | SM1M20 | |
| 15 V, 2.4 A Power Supply Unit with 3.5 mm Jack Connector for One K- or T-Cube | Thorlabs | KPS101 | LED control |
| T-Cube LED Driver, 1200 mA Max Drive Current | Thorlabs | LEDD1B | |
| 150 mm x 300 mm x 12.7 mm Aluminum Breadboard, M6 Double-Density Taps | Thorlabs | MB1530/M | Mount base |
| Ø12.7 mm Universal Post Holder, Spring-Loaded Locking Thumbscrew, L = 75 mm | Thorlabs | UPH75/M | Mount, 3x (IR LED, red LED, cam) |
| Ø1.20" Slip Ring for SM1 Lens Tubes and C-Mount Extension Tubes, M4 Tap | Thorlabs | SM1RC/M | |
| Ø12.7 mm Optical Post, SS, M4 Setscrew, M6 Tap, L = 150 mm | Thorlabs | TR150/M | |
| Ø12.7 mm Optical Post, SS, M4 Setscrew, M6 Tap, L = 40 mm | Thorlabs | TR40/M | |
| Right-Angle Clamp for Ø1/2" Posts, 5 mm Hex | Thorlabs | RA90/M | |
| M6 x 1.0 Stainless Steel Cap Screw, 16 mm Long, Pack of 25 | Thorlabs | SH6MS16 | screws for mount onto base |
| USB-6001 14-Bit 20 kS/s Multifunction I/O and NI-DAQmx | National Instruments | 782604-01 | Red LED spotlight controller |
| 20k Ohm 1 Gang Linear Panel Mount Potentiometer | TT Electronics/BI | P230-2EC22BR20K | fintuner for indicator |
| IR (860nm) emitter, 100 mA radial | Osram | 475-1365-ND | Red light indicator |
| cable | – | – | Misc |
| All-trans retinal | Sigma | R2625 | |
| Ethanol absolute | Vwr | 20821.296 | |
| Halocarbon Oil 27 | Sigma | H8773 | |
| Mowiol | Merk | 81381 | |
| Paraformaldehyde | Sigma | F8775 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) | Sigma | P5493 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer base | Dow Corning Corp | 4019862 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer curing agent | Dow Corning Corp | 4019862 | |
| Triton X-100 | Sigma | T8787 | |
| Chicken anti-GFP antibodies | Rockland | 600-901-215 | Antibodies |
| Goat Dylight anti-Chicken | Abcam | ab96947 | |
| FM7a, B | BDSC | RRID:BDSC_785 | X chromosome |
| FRT19A[hs-neo] | BDSC | RRID:BDSC_1709 | |
| hiw[ΔN] | BDSC | RRID:BDSC_51637 | |
| hs-FLP[12] | BDSC | RRID:BDSC_1929 | |
| tub-Gal80[LL1] | BDSC | RRID:BDSC_5132 | |
| w[1118] | BDSC | RRID:BDSC_3605 | |
| 20xUAS-IVS-CsChrimson::mVenus | BDSC | RRID:BDSC_55135 | 2nd chromosome |
| 5xUAS-Gal4[12B] | Kyoto | RRID:Kyoto_108492 | |
| 5xUAS-HA::dnmnat | BDSC | RRID:BDSC_39702 | |
| 5xUAS-mCD8::GFP[LL5] | BDSC | RRID:BDSC_5134 | |
| ase-FLP[2d] | Freeman laboratory | Neukomm et al., 2014 (PNAS) | |
| CyO | BDSC | RRID:BDSC_2555 | |
| dpr1-Gal4 | BDSC | RRID:BDSC_25083 | |
| OR22a-Gal4 | BDSC | RRID:BDSC_9952 | |
| ey-FLP[6] | BDSC | RRID:BDSC_5577 | 3rd chromosome |
| GMR60E02-Gal4 | BDSC | RRID:BDSC_39250 | |
| TM3,Sb,e | BDSC | RRID:BDSC_3644 |
References
- Matsuda, W., et al. Single Nigrostriatal Dopaminergic Neurons Form Widely Spread and Highly Dense Axonal Arborizations in the Neostriatum. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (2), 444-453 (2009).
- Wedel, M. J. A Monument of Inefficiency: The Presumed Course of the Recurrent Laryngeal Nerve in Sauropod Dinosaurs. Acta Palaeontologica Polonica. 57 (2), 251-256 (2012).
- Mariano, V., Domínguez-Iturza, N., Neukomm, L. J., Bagni, C. Maintenance mechanisms of circuit-integrated axons. Current Opinion in Neurobiology. 53, 162-173 (2018).
- Conforti, L., Gilley, J., Coleman, M. P. Wallerian degeneration: an emerging axon death pathway linking injury and disease. Nature reviews Neuroscience. 15 (6), 394-409 (2014).
- Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends in Cell Biology. 24 (9), 515-523 (2014).
- Gustavsson, A., et al. Cost of disorders of the brain in Europe 2010. European Neuropsychopharmacology: The Journal of the European College of Neuropsychopharmacology. 21 (10), 718-779 (2011).
- Waller, A. Experiments on the Section of the Glossopharyngeal and Hypoglossal Nerves of the Frog, and Observations of the Alterations Produced Thereby in the Structure of Their Primitive Fibres. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. 140, 423-429 (1850).
- Rosell, A. L., Neukomm, L. J. Axon death signalling in Wallerian degeneration among species and in disease. Open Biology. 9 (8), 190118 (2019).
- Mack, T. G., et al. Wallerian degeneration of injured axons and synapses is delayed by a Ube4b/Nmnat chimeric gene. Nature Neuroscience. 4 (12), 1199-1206 (2001).
- Osterloh, J. M., et al. dSarm/Sarm1 is required for activation of an injury-induced axon death pathway. Science. 337 (6093), 481-484 (2012).
- Xiong, X., et al. The highwire ubiquitin ligase promotes axonal degeneration by tuning levels of nmnat protein. PLoS Biology. 10 (12), 1001440 (2012).
- Neukomm, L. J., et al. Axon Death Pathways Converge on Axundead to Promote Functional and Structural Axon Disassembly. Neuron. 95 (1), 78-91 (2017).
- MacDonald, J. M., et al. The Drosophila cell corpse engulfment receptor Draper mediates glial clearance of severed axons. Neuron. 50 (6), 869-881 (2006).
- Neukomm, L. J., Burdett, T. C., Gonzalez, M. A., Zuchner, S., Freeman, M. R. Rapid in vivo forward genetic approach for identifying axon death genes in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (27), 9965-9970 (2014).
- Lu, T. Y., et al. Axon degeneration induces glial responses through Draper-TRAF4-JNK signalling. Nature Communications. 8, 14355 (2017).
- Lunn, E. R., Perry, V. H., Brown, M. C., Rosen, H., Gordon, S. Absence of Wallerian Degeneration does not Hinder Regeneration in Peripheral Nerve. The European Journal of Neuroscience. 1 (1), 27-33 (1989).
- Adalbert, R., et al. A rat model of slow Wallerian degeneration (Wld(S)) with improved preservation of neuromuscular synapses. The European Journal of Neuroscience. 21 (1), 271-277 (2005).
- Martin, S. M., O’Brien, G. S., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. Wallerian degeneration of zebrafish trigeminal axons in the skin is required for regeneration and developmental pruning. Development. 137 (23), 3985-3994 (2010).
- Feng, Y., et al. Overexpression of Wld(S) or Nmnat2 in Mauthner Cells by Single-Cell Electroporation Delays Axon Degeneration in Live Zebrafish. Journal of Neuroscience Research. 88 (15), 3319-3327 (2010).
- Gilley, J., Coleman, M. P. Endogenous Nmnat2 is an essential survival factor for maintenance of healthy axons. PLoS Biology. 8 (1), 1000300 (2010).
- Babetto, E., Beirowski, B., Russler, E. V., Milbrandt, J., DiAntonio, A. The Phr1 ubiquitin ligase promotes injury-induced axon self-destruction. Cell Reports. 3 (5), 1422-1429 (2013).
- Gerdts, J., Summers, D. W., Sasaki, Y., DiAntonio, A., Milbrandt, J. Sarm1-mediated axon degeneration requires both SAM and TIR interactions. The Journal of Neuroscience. 33 (33), 13569-13580 (2013).
- Gerdts, J., Brace, E. J., Sasaki, Y., DiAntonio, A., Milbrandt, J. SARM1 activation triggers axon degeneration locally via NAD+ destruction. Science. 348 (6233), 453-457 (2015).
- Bridge, P. M., et al. Nerve crush injuries–a model for axonotmesis. Experimental Neurology. 127 (2), 284-290 (1994).
- Maxwell, W. L., Bartlett, E., Morgan, H. Wallerian Degeneration in the Optic Nerve Stretch-Injury Model of Traumatic Brain Injury: A Stereological Analysis. Journal of Neurotrauma. 32 (11), 780-790 (2015).
- Fang, Y., Soares, L., Teng, X., Geary, M., Bonini, N. M. A novel Drosophila model of nerve injury reveals an essential role of Nmnat in maintaining axonal integrity. Current Biology. 22 (7), 590-595 (2012).
- . Janelia Farm Adult Drosophila Brain Dissection Available from: https://www.janelia.org/project-team/flylight/protocols (2015)
- Cold Spring Harbor. Mowiol mounting medium. Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).
- Seeds, A. M., et al. A suppression hierarchy among competing motor programs drives sequential grooming in Drosophila. eLife. 3, 02951 (2014).
- Hampel, S., Franconville, R., Simpson, J. H., Seeds, A. M. A neural command circuit for grooming movement control. eLife. 4, 08758 (2015).
- Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).
- Vosshall, L. B., Wong, A. M., Axel, R. An olfactory sensory map in the fly brain. Cell. 102 (2), 147-159 (2000).
- Hampel, S., McKellar, C. E., Simpson, J. H., Seeds, A. M. Simultaneous activation of parallel sensory pathways promotes a grooming sequence in Drosophila. eLife. 6, (2017).
- Farley, J. E., et al. Transcription factor Pebbled/RREB1 regulates injury-induced axon degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 23 (6), (2018).
- Wang, H., et al. Rapid depletion of ESCRT protein Vps4 underlies injury-induced autophagic impediment and Wallerian degeneration. Science Advances. 5 (2), 4971 (2019).
- Dietzl, G., et al. A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila. Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).
- Port, F., et al. A large-scale resource for tissue-specific CRISPR mutagenesis in Drosophila. bioRxiv. 102, 636076 (2019).
- Vagnoni, A., Hoffmann, P. C., Bullock, S. L. Reducing Lissencephaly-1 levels augments mitochondrial transport and has a protective effect in adult Drosophila neurons. Journal of Cell Science. 129 (1), 178-190 (2016).
- Vagnoni, A., Bullock, S. L. A cAMP/PKA/Kinesin-1 Axis Promotes the Axonal Transport of Mitochondria in Aging Drosophila Neurons. Current Biology. 28 (8), 1265-1272 (2018).
- Cao, X., et al. In vivo imaging reveals mitophagy independence in the maintenance of axonal mitochondria during normal aging. Aging Cell. 16 (5), 1180-1190 (2017).
- Smith, G. A., et al. Glutathione S-Transferase Regulates Mitochondrial Populations in Axons through Increased Glutathione Oxidation. Neuron. 103 (1), 52-65 (2019).
