Een protocol voor de inductie van eryptosis, geprogrammeerde celdood in erytrocyten, met behulp van het calcium ionophore, ionomycine, wordt verstrekt. Succesvolle eryptosis wordt geëvalueerd door het monitoren van de lokalisatie fosfatidylserine in de buitenste bijsluiter van het membraan. Factoren die van invloed zijn op het succes van het protocol zijn onderzocht en optimale omstandigheden geboden.
Eryptosis, erytrocyten geprogrammeerde celdood, treedt op in een aantal hematologische ziekten en tijdens letsel aan erytrocyten. Een kenmerk van de eryptotische cellen is het verlies van compositorische asymmetrie van het celmembraan, wat leidt tot de translocatie van fosfatidylserine naar de buitenste bijsluiter van het membraan. Dit proces wordt veroorzaakt door verhoogde intracellulaire concentratie van CA2 +, die activeert scramblase, een enzym dat bidirectionele beweging van fosfolipiden tussen membraan folders vergemakkelijkt. Gezien het belang van eryptosis in verschillende zieke omstandigheden, zijn er inspanningen gedaan om de eryptosis in vitrote induceren. Dergelijke inspanningen hebben zich over het algemeen gebaseerd op het calcium-ionophore, ionomycine, om de intracellulaire CA2 + -concentratie te verbeteren en eryptosis te induceren. Echter, veel discrepanties zijn gemeld in de literatuur met betrekking tot de procedure voor het induceren van eryptosis met behulp van ionomycine. Hierin rapporteren we een stap-voor-stap protocol voor ionomycine-geïnduceerde eryptosis in menselijke erytrocyten. We richten ons op belangrijke stappen in de procedure, waaronder de ionofiele concentratie, incubatietijd en glucose depletie, en geven representatief resultaat. Dit protocol kan worden gebruikt voor het reproduceren van eryptosis in het laboratorium.
Geprogrammeerde celdood in erytrocyten, ook bekend als eryptosis, is gebruikelijk in vele klinische aandoeningen en hematologische aandoeningen. Eryptosis wordt geassocieerd met celkrimp en het verlies van fosfolipide asymmetrie in de cel plasma membraan1,2. Verlies van asymmetrie resultaten in de translocatie van fosfatidylserine (PS), een lipide normaal gelokaliseerd in de binnenste bijsluiter3,4, naar de buitenste bijsluiter van de cel, die signalen naar macrofagen aan fagocytose en verwijderen defecte erytrocyten5,6,7,8. Aan het einde van de normale levensduur van erytrocyten zorgt het verwijderen van eryptotische cellen door macrofagen voor het evenwicht van erytrocyten in omloop. Echter, in zieke omstandigheden, zoals sikkelcelziekte en thalassemie9,10,11, verbeterde eryptosis kan resulteren in ernstige anemie2. Vanwege het belang in hematologische ziekten, is er belangrijke belangstelling voor het onderzoeken van de factoren inducerende of remmende eryptosis en de moleculaire mechanismen die aan dit proces ten grondslag liggen.
Het plasma membraan van gezonde erytrocyten is asymmetrisch, met verschillende fosfolipiden lokaliseren op de buitenste en binnenste folders. Membraan asymmetrie wordt voornamelijk gereguleerd door de werking van membraan enzymen. Aminopfosfolipide translocase vergemakkelijkt het transport van aminophospholipiden, PS en fosfatidylethanolamine (PE), door deze lipiden naar de binnenste folder van de cel te sturen. Aan de andere kant, floppase vervoert de choline met fosfolipiden, dunlaag (PC) en sphingomyelinase (SM), van de binnenste naar de buitenste bijsluiter van de cel membraan12. Echter, in tegenstelling tot gezonde cellen, het membraan van eryptotic erytrocyten is vervormd. Dit komt door de werking van een derde enzym, scramblase, dat de fosfolipide asymmetrie verstoort door het bidirectionele transport van aminophospholipiden13,14,15,16te vergemakkelijken. Scramblase wordt geactiveerd door verhoogde intracellulaire niveaus van CA2 +. Daarom zijn calcium-ionoforen, die het transport van CA2 + over het celmembraan12faciliteren, efficiënte inductoren van eryptosis.
Ionomycine, een calcium-ionophore, is op grote schaal gebruikt voor het opwekken van eryptosis in erytrocyten12,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26. Ionomycine heeft zowel hydrofiele als hydrofobe groepen, die nodig zijn om ca2 + Ion te binden en te vangen, en deze te transporteren naar de cytosolische ruimte27,28,29. Dit leidt tot de activering van de scramblase en translocatie van PS naar de buitenste bijsluiter, die gemakkelijk kan worden gedetecteerd met behulp van annexin-V, een cellulair eiwit met een hoge affiniteit voor PS12. Hoewel het triggeren van eryptosis door ionomycine vaak wordt gerapporteerd, is er een aanzienlijke methode discrepantie in de literatuur (tabel 1). De populatie van erytrocyten die eryptosis ondergaan, hangt af van verschillende factoren zoals ionofiele concentratie, behandelingstijd met ionofoor, en het suikergehalte van extracellulaire omgeving (glucose depletie activeert catie kanalen en vergemakkelijkt de intrede van CA2 + in de cytosolische ruimte)30,31. Er is echter weinig consistentie in deze factoren in de literatuur, waardoor het moeilijk is om eryptosis reproductief in vitrouit te voeren.
In dit protocol presenteren we een stapsgewijze procedure voor het opwekken van eryptosis in menselijke erytrocyten. Factoren die van invloed zijn op succesvolle eryptosis, waaronder CA2 + concentratie, ionofiele concentratie, behandelingstijd, en pre-incubatie in glucose-verarmd buffer worden onderzocht en optimale waarden worden gerapporteerd. Deze procedure toont aan dat de pre-incubatie van erytrocyten in een glucose vrije buffer het percentage van de eryptosis aanzienlijk verhoogt in vergelijking met de glucose-bevattende buffer. Dit protocol kan in het laboratorium worden gebruikt om eryptotische erytrocyten te produceren voor verschillende toepassingen.
Het doel van deze procedure is om optimale waarden te bieden voor ionofiele concentratie, behandelingstijd en extracellulaire glucoseconcentratie, die belangrijke factoren zijn bij het garanderen van een succesvolle inductie van eryptosis. Een cruciale stap in het protocol is de uitputting van extracellulaire glucose, die, ondanks het belang ervan, niet voldoende is benadrukt in de literatuur. Het suikergehalte in normale beltoon oplossing (5 mM) heeft een remmende werking op de eryptosis. Glucose depletie in de extracel…
The authors have nothing to disclose.
Dit werk werd gesteund door NIH Grant R15ES030140 en NSF Grant CBET1903568. Financiële steun van het Russ College of Engineering and Technology en het Department of chemical and Biomoleular Engineering aan de Ohio University wordt ook erkend.
96-well plate | Fisher Scientific | 12-565-331 | |
Annexin V Alexa Fluor 488 – apoptosis kit | Fisher Scientific | A10788 | Store at 4 °C |
BD FACSAria II flow cytometer | BD Biosciences | 643177 | |
CaCl2 | Fisher Scientific | C79-500 | |
Centrifuge | Millipore Sigma | M7157 | Model Eppendorf 5415C |
Confocal fluorescence microscopy | Zeiss, LSM Tek Thornwood | Model LSM 510, Argon laser excited at 488 nm for taking images | |
Cover glasses circles | Fisher Scientific | 12-545-100 | |
Disposable round bottom flow cytometry tube | VWR | VWRU47729-566 | |
DMSO | Sigma-Aldrich | 472301-100ML | |
DPBS | VWR Life Science | SH30028.02 | |
Glucose monohydrate | Sigma-Aldrich | Y0001745 | |
HEPES Buffer (1 M) | Fisher Scientific | 50-751-7290 | Store at 4 °C |
Ionomycin calcium salt | EMD Milipore Corp. | 407952-1MG | Dissolve in DMSO to reach 2 mM. Store at -20 °C |
KCl | Fisher Scientific | P330-500 | |
MgSO4 | Fisher Scientific | M65-500 | |
Microcentrifuge tube | Fisher Scientific | 02-681-5 | |
NaCl | Fisher Scientific | S271-500 | |
Plain glass microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-4 | |
Synergy HFM microplate reader | BioTek | ||
Whole blood in ACD | Zen-Bio | Store at 4 °C and warm to 37 °C prior to use |