JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Снижение осложнений после артериального воссоединения в крысиной модели трансплантации ортопедической печени

Published: November 07, 2020
doi:
10.3791/60628
, , , , , , , , , , , ,
1Multi-Organ Transplant Program,University Health Network, 2Department of Immunology,University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology,University of Toronto

Summary

Цель этого исследования состоит в том, чтобы изменить модель пересадки крысы ортопедической печени, чтобы лучше представлять трансплантацию печени человека и улучшить выживание реципиента. Представленный метод восстанавливает приток печеночных артерий путем подключения общей печеночной артерии донорской печени к надлежащей печеночной артерии реципиента печени.

Abstract

Крыса ортопедической трансплантации печени (OLT) модель является мощным инструментом для изучения острого и хронического отторжения. Тем не менее, это не полное представление о трансплантации печени человека из-за отсутствия артериального воссоединения. Описана здесь модифицированная процедура трансплантации, которая включает в себя включение печеночным артериям (HA) воссоединение, что приводит к заметному улучшению результатов трансплантации. При среднем анхепатической времени 12 мин и 14 с, HA воссоединение приводит к улучшению перфузии пересаженной печени и увеличение долгосрочного выживания реципиента с 37,5% до 88,2%. Этот протокол включает в себя использование 3D-печатных манжет и держателей для подключения портала вены и infrahepatic нижней вены кавы. Он может быть реализован для изучения нескольких аспектов трансплантации печени, от иммунного ответа и инфекции до технических аспектов процедуры. Путем включения простого и практического метода артериального воссоединения с использованием микрососудистой техники, этот модифицированный протокол OLT крысы тесно имитирует аспекты трансплантации печени человека и будет служить ценной и клинически актуальной моделью исследования.

Introduction

Глобальное бремя заболеваний печени продолжает расти, с 30% рост смертности, связанных с заболеваниями печени с 2005 по 2013год 1,2. Трансплантация печени часто является единственным средством для пациентов с заболеваниями печени на конец стадии. Печень является вторым наиболее часто пересаженным твердым органом, а количество пересадок печени, выполняемых во всем мире, увеличилось на 7,25% с 2015 по 2016год 1,2. Несмотря на свою распространенность, показатели выживаемости после трансплантации сталистагнировать 3,,4,,5. 15-летняя выживаемость пациентов, как сообщается, составляет 53%, а 20-летняя выживаемость пациентов может быть как низко как 21%3,5. Хотя существуют новые интересные иммунобиологические инициативы, которые могут привести к новым методом лечения и улучшению клинических результатов, пока еще нет надежной модели малых животных, в которой можно было бы их протестировать.

Крыса OLT модель широко используется в расследовании трансплантации печени, в томчисле отказ 6,7,8,9,10, иммуннаятолерантность 11, трансплантации ишемии-реперфузиитравмы 12, иммуносупрессии13, и желчныхтравмы дерева 14,15,16,17.9 Однако недостатком модели в ее нынешнем виде является ее высокая послеоперационная заболеваемость и смертность18,,19. Это серьезный недостаток, который находится в противоречии с человеческой операции, и это ставит под угрозу способность делать клинически соответствующие выводы из модели20.

Кроме того, большая часть этой заболеваемости может быть отнесена к отсутствующей или несовершенной печеночным артерии (HA) воссоединение18. Хотя критический шаг в трансплантации печени человека, технические трудности, как правило, компрометации HA воссоединения в крысы OLT модели. В результате, анастомоз желчных протоков (BD) является слабым и приводит к высоким показателям утечки желчи и некрозаBD 21. Помимо высокой частоты желчныхосложнений 22, отсутствие артериального притока изменяет физиологию трансплантата печени после трансплантации23, с гипоксией в донорскойпечени трансплантата 24 и повреждения печени наблюдается воспалениедолей 19,25,26. Крыса OLT без артериального воссоединения также имеет тенденцию содействовать фиброз27. Крыса OLT протокол, описанный ниже, решает эти вопросы путем включения простой шаг реконструкции HA с ранее опубликованным методом OLTкрысы 28, в результате чего сохранение печени parenchyma и улучшение выживаемости.

Трансплантация печени имеет три фазы: (1) экстракция трансплантата печени от донора, (2) препарат донорского трансплантата печени и (3) замена печени реципиента трансплантатом печени. Процедура включает в себя манипуляции пяти анатомических структур: супрагепатической нижней вены кавы (SHVC), портальный вены (PV), инфрахепатическое нижней кавы вены (IHVC), печеночных артерий (HA), и желчный проток (BD).

OLT в крысе был впервые введен Ли и др. с использованием микросутурного анатомоза SHVC, PV и IHVC, а также протягивания техники для BD29. Эта модель была позже улучшена с помощью двух-манжеты техники в 1979году 30. С тех пор было предложено несколько альтернативных методов, при этом большинство из них сосредоточились на венозном анатомозе и использовании двухзапонной техники с несколькимимодификациями 31. Хотя HA анатомоз был описан ранее в модели крысы OLT с использованием таких методов, как микросутура, манжеты и внутрисветовые рукава26,31,32,33,34, эти методы часто требуют высококвалифицированных микрохирургических навыков, значительно изменить физиологию крыс, и препятствуют тромбоза и / или желчныхосложнений 27,35.

Кроме того, выбор хирургической процедуры может также влиять на анхепатической времени (время от. зажима для reperfusion трансплантата через восстановленный П.В.), который имеет решающее значение для успеха трансплантации печени крысы. В частности, высокие показатели выживаемости наблюдаются с анхепатической раз 15-20мин 36, и 30 мин является верхнимпределом успеха 37,38. Таким образом, цель этого метода заключается в реализации менее инвазивных и более легко принять хирургической крысы OLT модель, которая способна восстановить печеночной артерии, содействовать эффективной перфузии пересаженной печени, поддерживать поток к получателю желчного протока, и сохранить физиологическое состояние получателя.

Подробные здесь все шаги этого пересмотренного протокола, в том числе манипуляции целиакии ствол донорской печени, а также использование 1) 1,5 мм стент для выполнения экстралюминального рукав связи с получателем надлежащего HA, 2) работает шов для реконструкции SHVC, 3) два 3D-печатных пластиковых манжет для PV и IHVCреконструкции 39,40, 4) микрососудистый рукав повторного подключения для HA18,27,41 и 5) ранее описанные BD стентированиетехники 28. Два дополнительных шага также включены: холодный флеш через PV, и антибиотик режим, который основан на предыдущих выводах17. Этот оптимизированный протокол OLT сводит к минимуму периоперационные осложнения и заболеваемость и более тесно моделирует хирургическую операционную процедуру, занятую в трансплантации печени человека.

Protocol

Исследование проводилось в соответствии с руководящими принципами обращения с грызунами и хирургии, и протокол исследования был одобрен Университетским комитетом по охране здоровья животных (UHN AUP No 5840.3) и соответствует руководящим принципам Канадского совета по уходу за животными. В исследовании используются самцы льюисских крыс (напряжение LEW/SsNHsd), 12-14 недель, весом от 250-300 г. 1. Настройка оборудования Держите 31 G острый наконечник с держателем иглы и создать тупой L-образный инжектор, сгибая кончик неоднократно вперед и назад, пока кончик отщелки. Используя плоский металлический файл, тупой и гладкой конце инжектора. Вырезать портал вены (PV) и infrahepatic нижней вены cava (IHVC) манжеты из 3D-печатной базы со скальпелем(Дополнительный материал 1, Дополнительный материал 2, Рисунок 1, Дополнительный рисунок 1).ПРИМЕЧАНИЕ: 3D дизайн программного обеспечения используется для разработки манжеты и держатели, которые печатаются на 3D-принтере (Таблица материалов) с использованием автоклавируемойсмолы 39,40 (технические характеристики для всех 3D-печатных материалов, включенных в дополнительный материал 1-10). Используйте новый скальпель, чтобы сократить 22 G катетер в двустороннюю наклонную трубку (3,5 мм в длину). Используя скальпель, аккуратно вытравите линии на поверхность стента желчного протока (BD) (не прорезайте стенку трубки). Эти офорты не помешают скольжению связей во время процедуры. Используйте новый скальпель, чтобы сократить 24 G катетер в односторонней наклонной кромки трубки (2,0 мм в длину), и создать несколько царапин на поверхности нового артериального стента.ПРИМЕЧАНИЕ: Предотвращение сужения или окклюзии люмена стента BD, избегая применения давления на стент. Если стент сужен или затух, выживание получателя будет скомпрометировано желчных препятствий. 2. Донорская операция Установите тепловую панель до 37 градусов по Цельсию и поместите ее под хирургическую платформу. Включите температурный монитор, чтобы температура ядра крысы можно было контролировать с помощью ректального зонда. Настройка изофлюранового аппарата анестезии.ПРИМЕЧАНИЕ: Во время операции, контролировать глубину анестезии, отметить скорость дыхания, частота сердечных сокращений, окраска органов / слизистых оболочек, и наличие каких-либо рефлексов отмены педали. Упорядочить хирургически драпированные рабочее пространство со всеми необходимыми инструментами и материалами (например, ножницы, тибры, марля, гепарин, втягиватели, миделя площадку, хлопчатобумажные наконечники, 4-0 шелк, 7-0 шелк, 8-0 неаспасаемый стерильный шов и 10-0 неаморбируемый монофильтрный шов) удобно расположены по бокам хирургической платформы. Организуйте рабочую станцию со всеми решениями, включая лактатный раствор Ringer и 300 МЕ гепарина натрия (см. таблицу материалов). Взвесь животное. Обезболить донорскую крысу, поместив ее в анестезиатичную камеру с 5% изофлюраном, 5 л/мин потоком воздуха и 70% FiO2 для индукции. Когда крыса теряет сознание, уменьшить анестезию до 3% изофлюран, 0,5 л / мин поток воздуха, и 70% FiO2. Проверьте на отсутствие педали ответ, щипать ноги. Подготовь кожу живота. Используя электрическую бритву, удалите мех с брюшной стороны. Внимательно наблюдайте за скоростью дыхания донора до тех пор, пока он не достигнет стабильной и глубокой скорости. Положите хирургически драпированные крысы так, что его брюшной стороне обращено к потолку. Поместите нос в анестезию мусорщик с 3% изофлюран, 0,5 л / мин поток воздуха, и 70% FiO2. Приготовьте брюшную стенку с повидоне-йодом, работающим с средней линии наружу, за которой последует 70% этанола. Сделайте разрез от процесса xiphoid к лобковому симфизу используя круглые наконечником хирургические ножницы, после этого улучшайте выдержку с двусторонним поперечным разрезом. Остановите кровотечение из брюшной стенки с помощью двухполярного электрохирургического блока для прижигания. После разреза уменьшите техническое обслуживание изофлюрана до 2%, 0,5 л/мин воздушного потока и 70% FiO2.ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте изофлуран испаритель для достижения скорости дыхания примерно один вдох в секунду и не забудьте регулярно оценивать глубину анестезии на протяжении всей операции. Поместите 4-0 шелковый стежок в процесс xiphoid и использовать шов, чтобы втянуть головную головку стенки. Лента шелковой нити в верхней части структуры, которая держит анестезии мусорщик на месте. Держите полость тела крысы-донора открытой с помощью 3D-печатных ретракторов (см. Дополнительный материал 3),размещенных по обе стороны живота (втягиватели проводятся на месте с резинками, прикрепленными к магнитам на хирургической платформе).ПРИМЕЧАНИЕ: Типсы комаров также могут быть использованы для захвата процесса xiphoid и втягивать головную кефаду. Исправить комаров тиски на месте с помощью ленты. Используйте невоеную марлевую губку (4 см х 4 см), смоченной лактатным раствором Ringer, чтобы приложить тонкий и тонкий кишечник. Используйте небольшую, влажную, невоеную марлевую губку (2 см х 4 см), чтобы аккуратно покрыть печень. Поместите небольшую свернутую марлю под живот, чтобы поднять живот и улучшить воздействие супрагепатической нижней полой вены (SHVC). Отрежьте фальциформную связку. Отделяйте левую диафрагматичную вену от SHVC с помощью микро-типсов. Ligate левой диафрагмальной вены с 7-0 шелка, оставаясь рядом с SHVC.ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте небольшую, влажную, неводяную марлевую губку, смоченной лактатом Рингера и помещенную на печень, чтобы аккуратно оттянуть печень от процесса зифоида и выставить левую диафрагматичную вену. Вырезать левый треугольной и гастро-печеночными связками с круглым наконечником ножницами. Выставить caudate доли, тщательно потянув назад левой и средней долей к процессу xiphoid с помощью небольшой, мокрой, невоездной марлевой губкой. Отпустите связки, отделяющие caudate долей от остальной части печени с круглым наконечником ножницами. Разделите и разделите гепато-пищеводную связку с помощью двухполярного электрохирургического блока, близкого к пищевод.ПРИМЕЧАНИЕ: Аккуратно переместите тонкий и тонкий кишечник на левую сторону брюшной полости и накройте их влажной, невоеной марлей. Рассекаете ретроперитонеум и жир, покрывающий IHVC. Разоблачить и изолировать IHVC вплоть до левой почечной вены. Слегка вытеснить IHVC с ватным тампоном, чтобы разоблачить, а затем прижигать любые небольшие вены слияния в правой стороне IHVC, используя двухполярный электрохирургический блок. Кроме того, прижигать любые поясничные вены слияния в IHVC. Разделите правую надрена (надпочечниковую) вену между двумя 7-0 шелковыми лигатурами, оставаясь рядом с IHVC. Освободите печень от задних связок, разрезая их под нежной тягой. Изолировать правую почечную вену от правой почечной артерии и от соседней ткани с помощью тонкого кончика прижига. Печать правой почечной вены отверстие с 8-0 неваготной стерильной лигатуры. Отсоедините жир, покрывающий П.В., чтобы найти пилорные вены (правая желудочная вена) и splenic вены в точках, где они сливаются П.В. Ligate эти вены с 7-0 шелка, укрепление стороны ближе всего к. с 8-0 неваготный стерильный шов шва. Разделите вены между связями.ПРИМЕЧАНИЕ: Разоблачить. с помощью небольшой, мокрой марли, чтобы оттянуть двенадцатиперстной линии. Вставка манжеты легче, если жир отделяется от П.В., который также предотвращает стеноз. манжеты. Ввините 300 МЕ гепарина натрия в IHVC, разбавленный до 1 мл нормального солевого раствора, используя шприц 1 мл (31 Г иглы). Сделайте разрез на 5 мм ниже бифуркации BD и вставьте стент BD в общий BD. Закрепьте стент с 7-0 шелковой лигатурой на 1 мм выше разреза. Дополнительный галстук может быть сделан ниже разреза, который на 10 мм ниже бифуркации. После того, как стент обеспечен, сократить BD между этими двумя связями. Никогда не клип BD или надлежащей печеночным артерии (HA). Поместите 10-0 неаспасаемых стерильных хирургических монофильтров шов шва на 3 часа позиции в BD на разрез в качестве маркера для предотвращения скручивания после повторного подключения. Разоблачить надлежащего HA и разделить гастродуоделической артерии (GDA) между двумя 7-0 шелковых лигатур. Выставить левую желудочную артерию, splenic артерии, и целиакии ствола. Свяжите три артерии как в конце, так и рядом с их взлетами. Вырезать левую желудочную артерию, splenic артерии, и целиакия ствол между артерии связей. Медленно ввимите 20 мл холодного (4 градусов по Цельсию) лактатового раствора Ringer в PV, используя 20 мл шприца с иглой 21,5 Г. Вырежьте каву вены ниже точки, в которой левая почечная вена сливается с IHVC, чтобы позволить отток флеша.ПРИМЕЧАНИЕ: Игла должна быть сохранена как можно ближе от рукоятки. Холодная перфузия печени донора должна длиться от 1 до 2 мин. Во время промывки печени, использовать другую руку, чтобы впрыскивать лактат холодного Ringer на поверхности печени. Вырезать ствол. ниже splenic вены после флеша. Вырежьте IHVC чуть выше левой почечной вены. Вырежьте SHVC непосредственно рядом с диафрагмой. Разрежьте связки и соединительную ткань между печенью и ретроперитонеумом.ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что есть достаточная длина передних и задних стен SHVC для облегчения верхнего кавального анатомоза. Очень важно, чтобы сократить непосредственно рядом с диафрагмой, чтобы сохранить как можно больше длины, как это возможно. После того, как печень была удалена из брюшной полости, быстро поместите его в блюдо, наполненное лактатным раствором 4 градусов по Цельсию. Поместите блюдо поверх ледяной площадки для поддержания холодной температуры. Откажитесь от останков крыс-доноров, следуя институциональным руководящим принципам. 3. Донор крысиной печени подготовки (“задняя скамейка”) Заполните холодную чашку Петри достаточным объемом лактатного раствора 4 градусов по Цельсию, чтобы погрузить донорскую крысиную печень. Тщательно поверните донорскую печень, плавающую в тарелке, осторожно, чтобы нижняя поверхность лицом вверх. Положите манжеты для PV и IHVC(дополнительный материал 1 и дополнительный материал 2, соответственно) в блюдо. Вытяните. через. манжеты и сложить конец вены над манжетой. Свяжите PV надежно вокруг манжеты с помощью 7-0 шелка. Промыть П.В. с 10 мл лактатового раствора 4 градусов по Цельсию Ringer. Повторите шаг 3.2 с IHVC, без флеша. Удалите жировую ткань вокруг ствола целиакии. Сформирует большую артериальную манжету рукава, разрезая бифуркацию ствола целиакии, спленики и левой желудочной артерии(рисунок 2А).ПРИМЕЧАНИЕ: Трудно вставить артериальный стент в общий HA. Растянуть и выпрямить артерию с типсами несколько раз, прежде чем вставить стент. Убедитесь, что скошен стента смотрит вверх и артерия не скручена(рисунок 2B). Положите 1,5 мм длиной 24 Г артериального стента в донора общей HA через артериальную манжету. Безопасный стент с 8-0 полипропиленоваялигатура (рисунок 2C) и промыть стент лактатным раствором Ringer(рисунок 2D). Распоистите микрозажим (4-6 мм в длину) на проксимальный IHVC, который предназначен для предотвращения кровопотери после перепроверения портала и предотвращения эмболии воздуха. Поверните печень и разоблачить ее превосходную сторону. Вставьте два 8-0 полипропиленовые точки конуса швы на боковой и медиальной краях SHVC. Держите печень на уровне 4 градусов по Цельсию, чтобы она была готова к пересадке донору. 4. Операция получателя Обратитесь к разделу операции донора выше и повторите шаги 2.1-2.4.ПРИМЕЧАНИЕ: Мужчины Льюис крыс в возрасте 12-14 недель используются здесь, весом 5-20 г тяжелее, чем доноры. Во время операции следите за глубиной анестезии, унося скорость дыхания, частота сердечных сокращений, окраску органов/слизистых оболочек, а также наличие любых рефлексов отмены педалей. Положите хирургически драпированные крысы с его брюшной стороны лицом вверх. Поместите нос в анестезию мусорщик для ингаляции изофлюран. Смочить глаза опталаминой смазкой. Приготовьте брюшную стенку с провидоном-йодом, затем с 70% этанола. Ввпрыснуть 5 мл лактатного раствора Ringer подкожно по обе нижние стороны брюшной стенки. Используйте помощника хирургического помощника для введения 0,5 мл 200 мг/кг пиперациллина натрия внутримышечно в левую брюшную стенку перед лапаротомией. Кроме того, вводят 0,5 мл 10 мг/мл буивакаина подкожно в правую брюшную стенку.ПРИМЕЧАНИЕ: Администрирование той же дозы пиперациллина натрия 1x/day в течение 3 дней послеоперационно. Подготовка брюшной стенки снова с провиденом-йодом, а затем с 70% этанола. Сделайте разрез средней линии от стернального кифоида до 1 см выше лобкового симфиза. Снижение изофлюрана до 2%, 0,5 л/мин воздушного потока, и FiO2 70% для поддержания анестезии после сделать разрез.ПРИМЕЧАНИЕ: Типсы комаров могут быть использованы для захвата процесса xiphoid и втягивать головную кефаду. Исправить комаров тиски на месте с помощью ленты. Полость тела остается открытой 3D-печатных втягивателей (см. Дополнительный материал 3) с обеих сторон с резинками магнитно провел на хирургической платформе. Оберните тонкий и тонкий кишечник влажной, невоенной марлевой губкой (4 см х 4 см), смоченной лактатным раствором Ringer. Используйте небольшую (2 см х 4 см), влажную, неводяную марлевую губку, смоченной лактатным раствором Ringer, чтобы аккуратно покрыть печень. Поместите небольшую 3D-печатную опорную площадку (задний держатель; см. Дополнительный материал 4) под крысиный миделя, чтобы увеличить экспозицию SHVC путем сгибания спина. Это может быть безопасно выполнено у крыс и выполняется помощником хирурга. Вырезать falciform связки и использовать небольшой, мокрой невоенные марлевой губкой, чтобы аккуратно втягивать печень от процесса xiphoid и подвергать левой диафрагмальной вены. Отделяйте левую диафрагматичную вену от SHVC с помощью микро-типсов. Ligate левой диафрагмальной вены с 7-0 шелка близко к диафрагме. Вырезать левый треугольной и гастро-печеночными связками с круглым наконечником ножницами. Потяните левую и среднюю доли деликатно к процессу xiphoid с небольшой, мокрой неровной марлевой губкой, чтобы выявить caudate долей. Разорвать связки, которая отделяет caudate доли от остальной части печени. Разделите гепато-пищеводную связку и коагулировать любые точки кровотечения с двухполярным электрохирургическим блоком, оставаясь близко к печени. Отрежьте связки на задней стороне печеночной печени. Тщательно убирайте тонкий и тонкий кишечник в левую сторону брюшной полости и накрывайте их влажной, невоездной марлей. Рассекайте ретроперитонеум и жир на IHVC, чтобы разоблачить и изолировать IHVC вплоть до правой почечной вены. Слегка вытесняйте IHVC ватным тампоном и прижигайте любые мелкие вены, сливаясь в правую сторону IHVC, используя двухполярный электрохирургический блок. Аналогичным образом, прижигать любые поясничные вены ввода IHVC. Разделите правую надрена (надпочечниковую) вену между двумя 7-0 шелковыми лигатурами. Освободите печень от задних связок, разрезая их под нежной тягой. Используйте небольшую, влажную марлю, смоченной лактатным раствором Ringer, чтобы вытянуть двенадцатиперстную часть и разоблачить PV. Отсоедините жир от бифуркации фотоэлектрической и пилордической вены. Разделите BD на 0,5 см ниже бифуркации рукоятки и вставьте стент BD в дистальный общий BD. Закредите стент в положении с 7-0 лигатурой около 0,2 мм ниже разреза. Дополнительный галстук может быть помещен над разрезом, близко к бифуркации. Вырезать BD близко к печени, но дистальный галстук. Разделить BD с типсами и избежать отсечения BD или надлежащего HA. Поместите 10-0 неаспасаемых монофиламентов (например, этилон) стежка в положении 3 часа в BD в качестве маркера для предотвращения скручивания после повторного подключения. Разоблачить надлежащего HA и бифуркации общего HA и GDA. Выставить левый HA, средний HA, и правый HA. Свяжите три артерии дистальной к CHA бифуркации и сократить артерии близко к печени, выше связей. Положите длинный тонкий кусок марли за SHVC. Поместите держатель IHVC с 3D-печатью или “ручку” (Cava 150g 2.1; см. Дополнительный материал 5)за IHVC, и сшить концы 3D-печатной “ручки” вместе, используя 10-0 неаспасаемых монофиламентныхшвов (рисунок 3A). Поместите 3D-печатный держатель П.В. или “ручку” (Porta 1.4.1-see Дополнительный материал 6) за PV, непосредственно уступает печени, и шить концы 3D-печатной “ручкой” вместе с помощью 10-0 неаспасаемых монофиламентов шва. Свободно галстук 7-0 шелковой лигатуры ниже обоих 3D-печатных держателей (IHVC и PV) (Рисунок 3A). Зажим IHVC чуть выше правой почечной вены, которая все еще должна быть ниже 3D-печатного держателя каваля. Зажим. чуть выше пилориковых вен, которые должны быть ниже 3D-печатной держатель П.В. Завехать анхепатичное время, которое начинается в этот момент. Снижение до 0,5% изофлюрана, 0,5 л/мин воздушного потока и 70% FiO2 для поддержания анестезии. Промыть 2 мл лактатного раствора 37 градусов по Цельсию через бифуркацию П.В. с помощью 3 мл шприца с 27 G иглы прилагается. Зажим SHVC над печенью с зажимом Kitzmiller. Вырезать ниже того же зажима, оставаясь как можно ближе к печени, как это возможно. Вырезать выше 3D-печатных держателей для. и IHVC (Рисунок 3A). Удалите печень получателя. Тщательно сориентировать донорскую печень и распоить ее в полости тела реципиента таким образом, чтобы можно было создать верхний кавал-анастомоз. Используйте 8-0 полипропилен работает шов присоединиться к SHVC донора с SHVC получателя вблизи диафрагмы. Во-первых, место пребывания швы 8-0 полипропилен влево и вправо аспекты донора и реципиента SHVC. Затем свяжите их на внешней стороне стенки вены. Используйте левую 8-0 полипропилен, чтобы сшить заднюю стенку SHVC слева направо и связать справа 8-0 Полипропилен. Используйте левую 8-0 полипропилен, чтобы сшить переднюю стенку астомоза SHVC слева направо, оставляя последние две трети линии шва свободно. Флеш с использованием 20 мл лактата Ringer между свободными стежками, убедившись, что извлечь любые пузырьки воздуха. Затяните свободные стежки и сделать галстук на внешней стороне SHVC. Вырезать оставшиеся 8-0 полипропиленовый шов.ПРИМЕЧАНИЕ: Клип держит SHVC получателя на месте, что делает его легче шить донора и получателя SHVC вместе. Запись продолжительности астомоза SHVC. На данный момент, порты ручки прикреплены к держатель руку аппарата (рука держателя McGil и держатель мини-рука LAB и держатель руки мягкая часть 1.3; см. Дополнительныйматериал 7 , Дополнительный материал 8, и Дополнительный материал 9, соответственно), непосредственно уступает печени. Этот аппарат поддерживается 3D-печатной базой держателей (база держателя 3.1; см. Дополнительный материал 10). Вставьте. манжеты( Дополнительный материал 1) от донора в реципиента П.В. и затянуть 7-0 шелковый галстук. Промыть П.В. донора и реципиента лактатным раствором Ringer нагревается до 37 градусов по Цельсию до подключения. Удалите атрауматический зажим из SHVC (сначала), затем микрососудистый клип для П.В. (второй). Повторное пронизывания печени теплой кровью; на этом время анхепатической фазы закончилось. Запись на этот раз. Налейте 10 мл лактатового раствора теплого Ringer поверх печени, чтобы согреться. Удалите 3D-печатные держатели с круглыми ножницами (вырежьте защитный стежок). Вставьте донорскую манжету IHVC(дополнительный материал 2)в реципиент IHVC и закрепив шелковым галстуком 7-0. Сначала удалите клип донора IHVC, затем клип реципиента(рисунок 3B). Кава крепится к аппарату держателя и основания держателя, как описано выше, Удалите держатели 3D принтера (порта и кава) с круглыми ножницами (вырезать защитный стежок; Рисунок 3C), в результате чего подключен IHVC (Рисунок 3D). Тщательно изучите область вокруг печени для любого кровотечения. Привить 3 мл лактатового раствора 37 градусов по Цельсию в полости тела. Артериальный анатомоз: отрезать часть ствола целиакии от донора, который выходит за пределы стента. Зажим надлежащего HA получателя и отрезать галстук в конце. Отрежьте любые дополнительные ткани, окружающие сосуд(рисунок 4A). С лактатным раствором Ringer, промыть люмены как донора, так и реципиента судна заканчивается. Потяните реципиент надлежащего HA в рукав донора HA стент для выполнения Анастомоза HA. Поместите 10-0 этилон через левый аспект (донор) HA, 2,5 мм над дистальной отверстия стента (снаружи внутрь), затем через конец стента, с 10-0 этилон (4 см длиной) руководствуясь изогнутой иглой(рисунок 4B). Transfix получателя надлежащего HA 0,5 мм ниже отверстия судна, размещение стежка сначала (изнутри на улицу) в левую сторону судна, а затем (снаружи внутрь) на правую сторону артерии. Поместите шов через правую стену (донора) HA изнутри на улицу, на расстоянии от стентного отверстия, идентичного первоначальному стежку. Поднимитесь на двух концах 10-0 неаспасаемых монофильтров, которые будут скольжения получателя надлежащего HA вверх и в стент HA (Рисунок 4C).ПРИМЕЧАНИЕ: Наблюдайте за перекачкой крови. Один из вариантов заключается в том, чтобы сократить донора GDA, чтобы подтвердить, что кровь прокачивается через анатомоз. Убедитесь в том, чтобы повторно связать артерию, прежде чем перейти на следующий этап процедуры, если GDA разорвана. Свяжите 10-0 неампоглощаемого монофиламента с собой, над донором HA (Рисунок 4D). Артериальный анатомоз завершен. Билиарийный анатомоз: поместите галстук свободно вокруг получателя BD и стент (Рисунок 5A), а затем удалить стент BD. Промыть BD как реципиента, так и донора до завершения желчного соединения. Вставьте стент BD донора в желчный проток реципиента(рисунок 5B) и затяните галстук, который ранее был помещен вокруг реципиента BD (Рисунок 5C). Верните кишечник в полость тела. Привить 2 мл лактатового раствора 37 градусов по Цельсию в полость, чтобы смыть его. Замочите некоторые решения с марлей. Убедитесь, что кишечник вернулся в исходное положение, прежде чем зашить темный брюшной полыш и кожу с 5-0 монокрила. Закройте разрез двумя слоями с 5-0 монокрилом. Введать 0,5 мл 0,5% bupivacaine вокруг сшитых теменной брюшной полы и повторить это, как только кожа сшита вместе. Аккуратно пеленание получателя крысы в бумажном полотенце при передаче в клетку. Разрешить животному свободный доступ к воде и пище с времени пробуждения. Держите теплое водяное одеяло под половиной клетки в течение 24-38 ч. Одна крыса назначена в одну клетку в течение непосредственного послеоперационного периода. 5. Послеоперационный уход Замочите пищевые гранулы в воде и поместите их в чашку Петри на пол клетки. Мониторинг сердечного ритма, частота дыхания и цвет кожи крысы. Администрировать пиперациллин в послеоперационные дни 1, 2 и 3. Администрирование бупренорфина подкожно и контролировать любые признаки боли, такие как любые поведенческие изменения, вялость, неухоженный мех, депрессия, увечья, или потеря аппетита в течение первых 72 ч.ПРИМЕЧАНИЕ: Боль оценивается по крайней мере 2x ежедневно в течение 3 дней после трансплантации, то по крайней мере 1x ежедневно.

Representative Results

При создании не-HA анатомоз крысы OLT модели с использованиемранее описанного протокола 28, наша команда наблюдается 50% и 37,5% выживаемости на 21 дней и 60 дней после операции, соответственно. Хотя некоторые группы 28 сообщили о высоких уровнях долгой выживаемостибез АнастомозаHA, эти ранние результаты подчеркивают недостатки не имеющих артериального притока. В отличие от этого, оптимизированная процедура повторного подключения HA значительно увеличила долгосрочное выживание с 37,5% до 88,2% (стр. 0,015)(рисунок 6). Гистологический анализ репрезентативного подмножества пересаженных животных без повторного подключения HA (в дни 6 и 13 после операции) показал признаки гипоксической травмы печени с центрилобулярным некрозом(рисунок 7). Обширный некроз печени был связан с чрезвычайно повышенным уровнем аланина аминотрансферазы (ALT) и аспартата аминотрансферазы (АСТ) у этих животных(рисунок 7). В отличие от этого, пересаженные крысы с HA reconnection не показали никаких признаков повреждения печени, и гистологический анализ выявил нормальную структуру печени паренхимы с организованными ачини, лобулами (например, центральной вены и портальных триад с печеночной веной), артериями и желчным протоком(рисунок 7). Несмотря на то, что среднее анхепатичное время в течение 23 отдельных операций было приемлемым (12 мин и 14 с (± 78 с), все еще возможно, что выживание в модели повторного подключения, не включаемой HA, в конечном итоге может быть улучшено с увеличением практики. Тем не менее, стоит отметить, что три из четырех животных, пересаженных без HA воссоединения (которые следовали для долгосрочного выживания) были усыпляются из-за бедствия в дни 56, 96 и 111 после операции. Кроме того, гистологический анализ печени выявил реактивные изменения после гипоксической травмы печени, включая заметное пролиферацию желчных протоков, перипортальный фиброз и воспаление, а также искаженную печеночную паренхиму(дополнительный рисунок 2). Наличие морфологических особенностей гипоксической травмы печени подтверждают выводы о том, что ha воссоединение имеет важное значение для эффективной перфузии печени и нормальной функции. Рисунок 1: Схематическое представление 3D-печатной конструкции манжеты для портвейна и инфрахепатической нижней кавы вены. Первый галстук затягивается в паз (ii) ближе всего к ручке (iii), а второй галстук затягивается в паз (i) дальше от ручки. Внешние диаметры (iv) 2,38 мм для портвейна вены (PV) и 2,15 мм для infrahepatic нижней кавы вены (IHVC). Внутренние диаметры (v) 1,74 мм для П.В. и 1,38 мм для IHVC. Длина (vi) 2,60 мм для П.В. и 2,15 мм для IHVC (точные спецификации для всех 3D-печатных материалов можно найти в дополнительных материалах). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 2: Стент стента печеночных артерий в трансплантате. (A) Открытие конца целиакии ствола (i) расширяется путем резки splenic артерии к левой желудочной артерии, которая подвергает бифуркации общего HA. ii) стент BD связан до извлечения донорской крысиной печени. iii) манжета PV и (iv) манжета IHVC вставляются и завязываются, складывая концы сосудов над манжетой. (B) (i) Чтобы вставить стент HA, открытый общий HA растягивается несколько раз с типсами. (C) (i) стент HA надежно помещается в общий HA и связан с 8-0 Пролин. (D) (i) стент HA смывается лактатным раствором (ii) Лактатным раствором Ringer (BD – желчный проток, IHVC – infrahepatic inferior vena cava, HA – печеночная артерия). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 3: Infrahepatic нижней vena cava соединение с помощью 3D-печатного держателя. (A) (i) PV подключен с использованием той же техники, что и соединение IHVC. Прививка (ii) зажата над (iii) манжетой IHVC. Получатель IHVC открытия (iv) зашювый по бокам открытия на 3D-печатный держатель, чтобы держать его растягивается открытым. Свободный (v) 7-0 шелк связан вокруг получателя IHVC. (B)Манжета трансплантата IHVC (i) вставляется в IHVC получателя. Свободный галстук теперь затягивается. (C)Зажим удаляется, и i) 3D печатный держатель отделяется ножницами. (D) Дополнительный (i) 7-0 шелк связан вокруг соединения, если не безопасно, но, как правило, один галстук является достаточным (PV и портал вены, IHVC и infrahepatic нижней вены cava). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 4: Микрососудистый рукав соединения печеночной артерии. (A) (i) стент BD не подключен к получателю. ii) стент HA помещается в трансплантат, который связан с (iv) реципиентом надлежащего HA. iii). подключен. (B) 10-0 этилон с (i) изогнутой иглой обращается через стент HA по бокам получателя HA открытия конца. (C) 10-0 этилон обращается обратно через стент HA; таким образом, надлежащий HA получателя протягивается через стент, как рукав. (D) (i) Связь с 10-0 этилона делается после того, как получатель надлежащего HA вытащил в стент к части, которая впервые проходит через стент HA. (E) Показано здесь схема Анастомоза HA описано в (B),(C ), и ( D )(BDи желчный проток, HA и печеночная артерия, PV и портал вены). «Открытие ствола целиакии расширяется путем разрезания спленой артерии на левую желудочную артерию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 5: Соединение желчных протоков с использованием двух стентов. (A) (i) Графт BD стент вставляется в получателя BD с помощью (ii) стент слабо связаны при открытии BD получателя. (iii). связано до BD соединение, которое находится за BD. (B) стент в конце BD получателя удаляется и используется в качестве расширенного открытия (i) вставить BD. (C) Галстук, который свободно обеспечения получателя стента в настоящее время используется для связи связи, и (i) еще 7-0 шелк используется, чтобы твердо держать стент на месте, чтобы избежать скольжения или скручивания стента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 6: Трансплантация процентов выживания. Ортотопическая пересадка печени крыс без повторного подключения HA (n No 8) и с ha reconnection (n No 17). За животными внимательно следят после трансплантации на наличие признаков печеночной недостаточности и/или инфекции в течение не менее 60 дней. Крысы, которые не показали никаких осложнений после операции, считались выжившими (P 0,015, как рассчитано по оценке Каплан-Мейера (тест на длинный ранг). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 7: Гистопатологическая оценка печени. Представитель гематоксилина и эозина окрашенных разделов уживотных( ) без и (B) с печеночной артерии (HA) воссоединение в дни 6 и 13 после пересадки печени (LTx). (C) Нормальная печеночная паренхима, показывающая портальный триаду (портальный вен, артерия и желчный проток), лобулы, включая центральную вену, и acini. Гепатоциты рядом с порталной триадой являются гепатоцитами зоны 1; гепатоциты рядом с центральной веной в лобулах являются зоной 3 гепатоцитов; и гепатоциты между зонами 1 и 3 являются зоной 2 гепатоцитов (ALT и аланина аминотрансферазы, АСТ и аспартата аминотрансферазы, CV и центральной вены). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Дополнительная цифра 1: Стент и манжеты размеров. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Дополнительная цифра 2: Гистопатологическая оценка печени, показывающая нарушение паранхимы печени. Представитель гематоксилин и эозин-окрашенные разделы у животных без HA воссоединения в дни 54, 96 и 111 после LTx. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Дополнительный материал 1: Манжета Porta 200г – поддержка 2.0. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 2: Кава манжеты 200г – поддержка 2.0. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 3: Ретрактор печени 200г. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 4: Задний держатель – 1.2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 5: Cava 150g – 2.1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 6: Порта 1.4.1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 7: Рука держателя McGil. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 8: Держатель мини-рука LAB. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 9: Держатель и рука мягкая часть 1.3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить). Дополнительный материал 10: База держателя – 3.1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот файл (Право нажмите, чтобы загрузить).

Discussion

Модели пересадки печени маленьких животных имеют важное значение для понимания иммунитета к трансплантации и выявления новых терапевтическихстратегий 32. Идеальная модель трансплантации печени маленького животного повторяет все этапы человеческой процедуры, включая артериальный астомоз. Это может быть сложной задачей для интерпретации результатов от крысы OLT модели, так как большинство версий не включают ha анатомоз шаг, который приводит к более высоким показателям осложнений изаболеваемости 42. Некоторые процедуры реконструкции использовали почечную артерию, которая требует удаления почки27. Этот протокол позволяет избежать удаления органов, так как он выходит за рамки того, что происходит в человеческой процедуре.

Артериальные реконструкции также могут быть выполнены путем манипулирования аортыкрысы 31. Однако эти методы требуют обширного вскрытия и зажима аорты. Если время зажима продлевается, то получатель крысы будет иметь плохие результаты, связанные с дистальной ишемии43. У людей, LT хирургическая техника включает в себя перевязку и деление реципиента гастродуодеальной артерии (GDA). Однако физиологические и анатомические особенности грызунов делают трансплантацию с использованием этой методики более физиологически сложной и могут привести к осложнениям (т.е. некрозу поджелудочной железы и желчногопротока 35 иутечке желчи 44). Артериальное воссоединение в этом протоколе предназначено, чтобы обойти эту проблему, поддерживать кровоток протока, и улучшить результат реципиента.

Использование рукава и стентирования техники для реконструкции крысы HA было описано ранее27. В этой технике, стент используется в качестве руководства, и артерия реконструируется от донора целиакии ствола получателя общего HA. Получатель общего HA затем рассечены, и получатель GDA связан с27. В результате может быть нарушено кровоснабжение нижней части реципиента БД и головой поджелудочной железы. Считается, что коллатеральной циркуляции в этой области часто обеспечивает недостаточный приток крови к желчному протоку. Например, этот протокол тест-зажимы получателя GDA сначала с микрососудистым клипом, а затем делит получателя BD. С GDA зажата, разделенный BD не кровоточит. После удаления зажима GDA наблюдается оживленное кровотечение из BD. Этот протокол, который поддерживает хороший поток к разделенному желчному протоку получателя, защищает физиологию ткани печени получателя, обеспечивая адекватную перфузию крови печени и предотвращая гипоксическую травму печени после OLT.

На стороне донора, стент HA вставляется в ствол целиакии во время подготовки трансплантата с легкостью, создавая патч из целиакии ствола, левой желудочной артерии, и splenic артерии. Стент может быть вставлен через широкое отверстие, которое является менее трудным, чем пытаться вставить стент в ствол целиакии в одиночку. Было установлено, что 24 G является идеальным размером для использования для стента HA. Длина стента должна быть 1,0-1,5 мм в длину, потому что он действует как открытые ворота, чтобы позволить реципиента надлежащего HA быть легко вытащил в общий HA донора. При внимательном внимании к местам, где находится 10-0 этилоновый шов, кровь, протекающая через эту связь, никогда не коснется стента напрямую, и надлежащий HA получателя оградит его изнутри, снижая риск осложнений. Важно отметить, что HA донора никогда не зажимается, чтобы избежать вазоспазма. Успех артериальной реконструкции оценивается путем оставляя донора GDA открытым. Успешный анатомоз приводит к хорошему притоку крови от донора GDA после завершения реконструкции.

В этом протоколе, как и в других, повторное подключение SHVC является самым медленным шагом и в конечном итоге диктует продолжительность анхепатической фазы. По мере увеличения продолжительности анхепатической времени риск ишемической травмы и дисфункции печени увеличивается на45. Другим важным компонентом OLT крысы модели размеров трансплантата, стенты и манжеты. Если трансплантат слишком мал, трансплантат может крутиться или переворачиваться, препятствуя сосудистым соединениям. Размер стентов и манжет может потребовать корректировки в зависимости от возраста, пола, веса и деформации крысы. Размер манжеты, используемые здесь был выбран, как ранееописано 28, и один размер манжеты, которые контролируются для крыс размер был использован. Не было никаких признаков бедствия или осложнений (т.е. перегрузки печени, отеки, асциты или splenomegaly) в течение последующего периода (на сегодняшний день: средний 133 дней после операции, минимум 115 дней после операции, максимум 161 дней после операции). Необходимы дальнейшие исследования для определения подходящего размера PV и IHVC для различных штаммов крыс, учитывая как возраст, так и пол.

Этот модифицированный протокол крысы OLT использует 3D-печатные манжеты для PV и IHVC, какописано ранее 39,40. Существующие методы подключения PV и IHVC включают в себя техникумикросутуры 32,манжеты техники 46, и микросутуры временнойтехники шины 47. 3D-печать манжеты техника была выбрана, так как она позволяет размер манжеты, чтобы быть стандартизированы в зависимости от штамма крысы и легко подготовить и использовать. Большое количество манжет с одинаковыми размерами можно распечатать сразу. Внешняя поверхность манжеты имеет два канавки, чтобы помочь с обеспечением связей и предотвращения скольжения. Хвост также включен в конструкцию манжеты, чтобы облегчить манипуляцию манжетой. В целом, считается, что включение 3D-печатных манжет приводит к высоким показателям успеха и воспроизводимости процедуры OLT за счет сокращения времени анхепатики. Установлено, что этот метод также сокращает хирургическую кривую обучения.

В заключение, описанный протокол установил модель, которая больше похожа на трансплантацию печени человека путем включения артериального шага воссоединения. Этот протокол может быть адаптирован для изучения многих иммунологических и хирургических аспектов трансплантации печени и может служить моделью для тестирования новых терапевтических вмешательств, имеющих отношение к трансплантации.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование финансировалось за счет средств от программы пересадки нескольких органов в UHN и поддержки со стороны Торонто Генеральный и Торонто Западный фонд.

Materials

10-0 Ethilon Ethicon 2830G 10-0 Ethilon Black 1X5" BV100-4 Taper
10mL Syringe BD B302995 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
1mL Syringe BD B309628 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
20mL Syringe BD B301031 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
3D Printed Cuff for IHVC Custom
3D Printed Cuff for PV Custom
3D Printed Holder for IHVC Custom
3D Printed Holder for PV Custom
3mL Syringe BD B309657 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
4-0 Sofsilk Coviden GS-835 Wx coded braided silk, 30", Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle
5-0 Monocryl Ethicon Y433H Undyed Monofilament 1X27" TF
5mL Syringe BD B309646 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
7-0 Silk Teleflex Medical 103-S Black
8-0 Prolene Ethicon 2775G 8-0 Prolene Blue 1X24" BV130-5 EVP Double Armed
Barraquer Micro Needle Holder Without Catch Aesculap Surgical Instruments FD231R Curved 120 mm, 4 3/4″
Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-025T Small Size, Titanium
Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-021T Small Size, Titanium
BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN BD Angiocath / Autoguard 382523 22 G x 1.00" (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min
BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel – Regular Wall. BD B305106 PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G
BD Precisionglide Syringe Needle 21G BD 305167 Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle
BD Precisionglide Syringe Needle 30G BD 305128 Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle
Betadine Solution by Purdue Products LP Purdue Products Lp 67618-150-17 10% povidone–iodine topical solution USP
Bupivacaine Injection BP 0.5% SteriMax Inc. DIN:02443694 0.5% (100mg/20mL)
Curved Tying Forceps Duckworth & Kent 2-501E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm
DC Temperature Controller FHC Inc. 40-90-8D
DK Iris Scissors (Curved) Duckworth & Kent 1-211B Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm
Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs Decon Labs, Inc. 2716 Dilute to 70% with d2H2O
Fine Adjustable Wire Retractor Fine Science Tools 17004-05 Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm
Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer Harvard Appartus Limited 34-1040SV
Heparin LEO(heparin sodium) LEO Pharma Inc. DIN:00453811 10,000 i.u./10 mL
Ice-Pak Cryopak FIP88016 4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch
Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9% Piramal Healthcare Limited DIN: 02231929 250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25
Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps Duckworth & Kent 2-502N 5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm
Lactate Ringer's Injected USP, 1000mL Baxter Co. DIN: 00061085 JB2324
McPherson Tying Forceps Duckworth & Kent 2-500E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm
Metzenbaum Scissors – 14.5 cm Fine Science Tools 14024-14 Straight Sharp/Blunt
Micro Kitzmiller Clamp Scanlan 3003-630 Jaw length 23mm, Length 11cm
Microscope-Leica M525 F20 Leica Microsystems No catalog number
Non-woven Gauze Sponges Fisherbrand 22-028-556
Olsen-Hegar with Suture Cutter Fine Science Tools 12002-14 15 mm cutting edge, 2mm jaw surface – 14cm
OptixCare Eye Lube, 25gm OptixCare ES-KE8O-69U1 Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant
Piperacillin sodium salt Sigma-Aldrich P8396 Penicillin analog
Puritan 3" Standard Cotton Swab w/Wooden Handle Puritan Medical Products Company LLC 803-WC Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle
Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock Fine Science Tools 12075-12 Round handles allow easy fingertip adjustments – 12.5cm
Shea Scissors Curved Blunt Fine Science Tools 14105-12 Transplant scissors with light and delicate pattern – 12cm
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 4mm Fine Science Tools 18055-06 Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 6mm Fine Science Tools 18055-05 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g
Stainless Steel Micro Serrefines Straight – 6mm Fine Science Tools 18055-03 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g
Surgical Platform Custom, magnetic
SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine General Anesthetic Services, Inc V7015
T/Pump Localized Therapy Stryker TP700 Series
Vacuum-Pressure Pump Barnant Co. 400-1901
Vannas Scissors with Microserrations Straight Fine Science Tools 15070-08 Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm – 8.5cm
Vetergesic Buprenorphine Ceva Animal Health Ltd NAC No.:12380352 0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats
Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit Summit Hill Laboratories No catalog number
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asrani, S. K., Devarbhavi, H., Eaton, J., Kamath, P. S. Burden of liver diseases in the world. Journal of Hepatology. 70 (1), 151-171 (2019).
  2. Dopazo, C., et al. Analysis of adult 20-year survivors after liver transplantation. Hepatology International. 9 (3), 461-470 (2015).
  3. Schoening, W. N., et al. Twenty-year longitudinal follow-up after orthotopic liver transplantation: a single-center experience of 313 consecutive cases. American Journal of Transplantation. 13 (9), 2384-2394 (2013).
  4. Pischke, S., et al. Factors associated with long-term survival after liver transplantation: A retrospective cohort study. World Journal of Hepatology. 9 (8), 427-435 (2017).
  5. Hamdani, S., et al. Delayed and short course of rapamycin prevents organ rejection after allogeneic liver transplantation in rats. World Journal of Gastroenterology. 23 (38), 6962-6972 (2017).
  6. Endo, K., et al. Pretransplant replacement of donor liver grafts with recipient Kupffer cells attenuates liver graft rejection in rats. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (5), 944-951 (2015).
  7. Zhao, Z., et al. IL-34 Inhibits Acute Rejection of Rat Liver Transplantation by Inducing Kupffer Cell M2 Polarization. Transplantation. 102 (6), e265-e274 (2018).
  8. Nagakawa, Y., et al. Over-expression of AIF-1 in liver allografts and peripheral blood correlates with acute rejection after transplantation in rats. American Journal of Transplantation. 4 (12), 1949-1957 (2004).
  9. Gao, L. H., Zeng, L. X., Chen, H. M., Wan, R. H. Cytomegalovirus infection accelerates the process of chronic rejection in rat liver transplantation. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2536-2538 (2013).
  10. Wu, Y., et al. Effects of combined genes of CTLA4Ig and IDO in post-liver transplantation immune tolerance of rats. Annals of Hepatology. 15 (5), 729-737 (2016).
  11. He, X. S., et al. Influence of warm ischemia injury on hepatic functional status and survival of liver graft in rats. Hepatobiliary and Pancreatic Diseases International. 2 (4), 504-508 (2003).
  12. Tamura, A., et al. Combination effect of tacrolimus and FTY720 in liver transplantation in rats. Transplantation Proceedings. 31 (7), 2785-2786 (1999).
  13. Wang, Z., et al. RhGH attenuates ischemia injury of intrahepatic bile ducts relating to liver transplantation. Journal of Surgical Research. 171 (1), 300-310 (2011).
  14. Jiang, J. W., et al. Chronic bile duct hyperplasia is a chronic graft dysfunction following liver transplantation. World Journal of Gastroenterology. 18 (10), 1038-1047 (2012).
  15. Tang, Y., et al. S-Adenosylmethionine attenuates bile duct early warm ischemia reperfusion injury after rat liver transplantation. Molecular Immunology. 95, 83-90 (2018).
  16. Nosaka, T., Bowers, J. L., Cay, O., Clouse, M. E. Biliary complications after orthotopic liver transplantation in rats. Surgery Today. 29 (9), 963-965 (1999).
  17. Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation. Transplantation. 47 (3), 428-431 (1989).
  18. Post, S., et al. The impact of arterialization on hepatic microcirculation and leukocyte accumulation after liver transplantation in the rat. Transplantation. 54 (5), 789-794 (1992).
  19. Hori, T., et al. Impact of hepatic arterial reconstruction on orthotopic liver transplantation in the rat. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 242-252 (2012).
  20. Zhou, S., et al. New method of stent-facilitated arterial reconstruction for orthotopic mouse liver transplantation. Journal of Surgical Research. 187 (1), 297-301 (2014).
  21. Noack, K., Bronk, S. F., Kato, A., Gores, G. J. The greater vulnerability of bile duct cells to reoxygenation injury than to anoxia. Implications for the pathogenesis of biliary strictures after liver transplantation. Transplantation. 56 (3), 495-500 (1993).
  22. Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study. Hepatology. 26 (1), 198-205 (1997).
  23. Reck, T., et al. Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat. Transplantation. 62 (5), 582-587 (1996).
  24. Zhao, D., Wheatley, A. M. Orthotopic liver transplantation in the rat: comparison of models with and without rearterialization of the graft. European Surgical Research. 25 (5), 294-302 (1993).
  25. Chaland, P., et al. Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats. Transplantation. 49 (4), 675-678 (1990).
  26. Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat. PLoS One. 10 (12), e0145662 (2015).
  27. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  28. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16 (6), 664-669 (1973).
  29. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  30. Kashfi, A., et al. A review of various techniques of orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation Proceedings. 37 (1), 185-188 (2005).
  31. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), a015495 (2013).
  32. Hasuike, Y., et al. A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats. Transplantation. 45 (4), 830-832 (1988).
  33. Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. A technique for liver transplantation in the rat. Transplantation. 48 (6), 1080 (1989).
  34. Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery. Transplantation. 48 (1), 166-168 (1989).
  35. Shi, Y., et al. Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat. Transplant International. 28 (1), 89-94 (2015).
  36. Dippe, B. E., et al. An improved model for rat liver transplantation including arterial reconstruction and simplified microvascular suture techniques. Journal of Investigative Surgery. 5 (4), 361-373 (1992).
  37. Kobayashi, E., Kamada, N., Goto, S., Miyata, M. Protocol for the technique of orthotopic liver transplantation in the rat. Microsurgery. 14 (8), 541-546 (1993).
  38. Oldani, G., et al. Efficient nonarterialized mouse liver transplantation using 3-dimensional-printed instruments. Liver Transplation. 22 (12), 1688-1696 (2016).
  39. Oldani, G., et al. Manufacturing devices and instruments for easier rat liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (75), e50380 (2013).
  40. Li, J., et al. Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation. Microsurgery. 22 (2), 62-68 (2002).
  41. Li, G. L., et al. High incidence of biliary complications in rat liver transplantation: can we avoid it?. World Journal of Gastroenterology. 17 (26), 3140-3144 (2011).
  42. Zammert, M., Gelman, S. The pathophysiology of aortic cross-clamping. Best Practice and Research: Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 257-269 (2016).
  43. Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization. Transplantation. 56 (1), 19-24 (1993).
  44. Ijtsma, A. J., et al. The clinical relevance of the anhepatic phase during liver transplantation. Liver Transplation. 15 (9), 1050-1055 (2009).
  45. Miyata, M., Fischer, J. H., Fuhs, M., Isselhard, W., Kasai, Y. A simple method for orthotopic liver transplantation in the rat. Cuff technique for three vascular anastomoses. Transplantation. 30 (5), 335-338 (1980).
  46. Marni, A., Ferrero, M. E. A four-technique comparative study of orthotopic liver transplantation in the rat. American Journal of Surgery. 156 (3 Pt 1), 209-213 (1988).

Tags

Rat Orthotopic Liver TransplantationLiver Transplantation ModelArterial ReconnectionReduced ComplicationsMicrosurgeryBile Duct StentHepatic ArteryPortal VeinDonor LiverRecipient Survival

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Chen, X., Sekhon, M., Ma, X., Manuel, J., Chung, S., He, E., Bartczak, A., Fischer, S., Thoeni, C., Oldani, G., Perciani, C. T., MacParland, S., McGilvray, I. Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation. J. Vis. Exp. (165), e60628, doi:10.3791/60628 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image