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Medicine

Complications réduites après reconnexion artérielle dans un modèle de rat de transplantation orthotopique de foie

Published: November 07, 2020
doi:
10.3791/60628
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1Multi-Organ Transplant Program,University Health Network, 2Department of Immunology,University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology,University of Toronto

Summary

Le but de cette étude est de modifier le modèle de greffe du foie orthotopique de rat pour mieux représenter la transplantation de foie humain et améliorer la survie des receveurs. La méthode présentée rétablit l’afflux artériel hépatique en reliant l’artère hépatique commune du foie de donneur à l’artère hépatique appropriée du foie de destinataire.

Abstract

Le modèle de transplantation orthotopique de foie de rat (OLT) est un outil puissant pour étudier le rejet aigu et chronique. Cependant, il ne s’agit pas d’une représentation complète de la transplantation humaine du foie en raison de l’absence de reconnexion artérielle. Décrit ici est une procédure de transplantation modifiée qui inclut l’incorporation de l’artère hépatique (HA) reconnexion, conduisant à une amélioration marquée des résultats de greffe. Avec un temps anhépatique moyen de 12 min et 14 s, la reconnexion d’HA entraîne une perfusion améliorée du foie transplanté et une augmentation de la survie à long terme de receveur de 37,5% à 88.2%. Ce protocole comprend l’utilisation de poignets imprimés en 3D et de supports pour connecter la veine du portail et le vena cava inférieur infrahepatique. Il peut être mis en œuvre pour l’étude de multiples aspects de la transplantation hépatique, de la réponse immunitaire et l’infection aux aspects techniques de la procédure. En incorporant une méthode simple et pratique pour la reconnexion artérielle à l’aide d’une technique microvasculaire, ce protocole olt de rat modifié imite étroitement les aspects de la transplantation hépatique humaine et servira de modèle de recherche précieux et cliniquement pertinent.

Introduction

Le fardeau mondial des maladies du foie continue d’augmenter, avec une augmentation de 30% des décès liés aux maladies du foie de 2005 à 20131,2. La transplantation hépatique est souvent le seul recours pour les patients atteints d’une maladie du foie en phase terminale. Le foie est le deuxième organe solide le plus fréquemment transplanté, et le nombre de greffes de foie effectuées dans le monde a augmenté de 7,25% de 2015 à 20161,2. Malgré sa prévalence, les taux de survie post-transplantation ont stagné3,4,5. Le taux de survie des patients à 15 ans serait de 53 %, et le taux de survie des patients à 20 ans pourrait être aussi bas que 21 %3,,5. Bien qu’il existe de nouvelles initiatives d’immunobiologie passionnantes qui peuvent mener à de nouveaux traitements et à l’amélioration des résultats cliniques, il n’existe pas encore de modèle fiable pour les petits animaux pour les tester.

Le modèle OLT de rat a été largement employé dans l’étude de la transplantation de foie, y compris le rejet6,7,8,9,10, tolérance immunisée11, greffe ischémie-reperfusion blessure12, immunosuppression13, et blessure d’arbre biliaire14,15,16,17. Cependant, un inconvénient du modèle dans sa forme actuelle est sa morbidité et sa mortalité postopératoires élevées18,19. Il s’agit d’un inconvénient sérieux qui est en contradiction avec l’opération humaine, et il compromet la capacité de tirer des conclusions cliniquement pertinentes à partir du modèle20.

En outre, une grande proportion de cette morbidité peut être attribuée à une reconnexion18de l’artère hépatique absente ou imparfaite (HA). Bien qu’une étape critique dans la transplantation humaine de foie, les difficultés techniques tendent à compromettre la reconnexion d’HA dans le modèle olt de rat. En conséquence, l’anastomose des canaux biliaires (BD) est ténue et entraîne des taux élevés de fuite de bile et de nécrose BD21. Au-delà de l’incidence élevée des complications biliaires22, une absence d’afflux artériel altère la physiologie du foie de greffe post-transplantation23, avec l’hypoxie dans la greffe du foie du donneur24 et les dommages au foie observés dans les lobes enflammés19,25,26. Rat OLT sans reconnexion artérielle tend également à promouvoir la fibrose27. Le protocole OLT de rat décrit ci-dessous aborde ces issues en incorporant une étape simple de reconstruction d’HA avec une méthode d’OLT de rat précédemment éditée,ayant pour résultat la conservation du parenchyme de foie et les taux améliorés de survie.

La transplantation hépatique comporte trois phases : (1) extraction de la greffe de foie du donneur, (2) préparation de la greffe de foie de donneur, et (3) remplacement du foie de destinataire avec la greffe de foie. La procédure implique la manipulation de cinq structures anatomiques : la vena cava inférieure suprahépatique (SHVC), la veine de portail (PV), la vena cava inférieure infrahépatique (IHVC), l’artère hépatique (HA) et le canal biliaire (BD).

OLT dans le rat a d’abord été introduit par Lee et al. en utilisant l’anastomose microsuture de la SHVC, PV et IHVC, et une technique de traction pour le BD29. Ce modèle a ensuite été amélioré grâce à l’utilisation de la technique à deux poignets en 197930. Depuis lors, plusieurs techniques alternatives ont été proposées, la majorité se concentrant sur l’anastomose veineuse et l’utilisation d’une technique à deux poignets avec quelques modifications31. Bien que l’anastomose HA ait été décrite précédemment dans le modèle OLT de rat utilisant des techniques telles que la microsuture, la manchette, et les manches intraluminales26,31,32,33,34, ces techniques exigent souvent des qualifications microchirurgicales fortement formées, modifient sensiblement la physiologie de rat, et sont entravées par la thrombose et/ou les complications biliaires27,35.,

En outre, le choix de la procédure chirurgicale peut également influencer le temps anhépatique (temps de serrage PV à la reperfusion de greffe par le PV reconstitué), qui est critique pour le succès de la transplantation hépatique de rat. Plus précisément, des taux de survie élevés sont observés avec des temps anhépatiques de 15-20 min36, et 30 min est la limite supérieure pour le succès37,38. Par conséquent, le but de cette méthode est de mettre en œuvre un modèle de rat chirurgical moins invasif et plus facilement adoptable OLT qui est en mesure de reconnecter l’artère hépatique, promouvoir la perfusion efficace du foie transplanté, maintenir le flux vers le canal biliaire receveur, et de préserver l’état physiologique du receveur.

Voici toutes les étapes de ce protocole révisé, y compris la manipulation du tronc coeliaque du foie donneur ainsi que l’utilisation de 1) un stent de 1,5 mm pour effectuer une connexion extraluminale manche avec le destinataire HA approprié, 2) une suture en cours d’exécution pour la reconstruction SHVC, 3) deux manchettes en plastique imprimées en 3D pour pv et IHVC reconstruction39,40, 4) une reconnexion de manche microvasculaire pour le HA18,27,41 et 5) une technique de stenting BD précédemment décrite28. Deux étapes supplémentaires sont également incluses: une chasse d’eau froide via le PV, et un régime antibiotique qui est basé sur les résultats précédents17. Ce protocole optimisé d’OLT minimise les complications et la morbidité périopératoires et modèle plus étroitement la procédure chirurgicale d’opération employée dans la transplantation humaine de foie.

Protocol

L’étude a été réalisée conformément aux lignes directrices sur la manipulation et la chirurgie des rongeurs, et le protocole d’étude a été approuvé par le Comité des soins aux animaux du Réseau universitaire de santé (UHN AUP #: 5840.3) et suit les lignes directrices du Conseil canadien des soins aux animaux. L’étude utilise des rats mâles Lewis (souche LEW/SsNHsd), âgés de 12 à 14 semaines, pesant entre 250 et 300 g. 1. Configuration de l’équipement Tenez une pointe pointue de 31 G avec un support d’aiguille et créez un injecteur en forme de L émoussé en fléchissant la pointe à plusieurs reprises d’avant en arrière jusqu’à ce que la pointe s’enclenche. À l’aide d’un fichier métallique plat, émousser et lisser l’extrémité de l’injecteur. Couper les poignets de vena cava (IHVC) de la veine du portail (PV) et des poignets infrahépatiques inférieurs de vena cava (IHVC) de la base imprimée en 3D avec un scalpel (Matériel supplémentaire 1, Matériel supplémentaire 2, Figure 1, Figure supplémentaire 1).REMARQUE : Un logiciel de conception 3D est utilisé pour concevoir les poignets et les supports, qui sont imprimés sur une imprimante 3D (Table des Matériaux) à l’aide de résine autoclavable39,40 (spécifications pour tous les matériaux imprimés en 3D inclus dans le matériel supplémentaire 1-10). Utilisez un nouveau scalpel pour couper le cathéter de 22 G dans un tube incliné à double face (3,5 mm de longueur). À l’aide du scalpel, les lignes doucement etch sur la surface du canal biliaire (BD) stent (ne pas couper à travers la paroi du tube). Ces gravures empêcheront les traverses de glisser pendant la procédure. Utilisez un nouveau scalpel pour couper le cathéter de 24 G en un tube incliné à sens unique (2,0 mm de longueur) et créer plusieurs égratignures sur la surface du nouveau stent artériel.REMARQUE : Empêchez le rétrécissement ou l’occlusion des lumens de l’endoprothèse BD en évitant l’application de la pression sur l’endoprothèse. Si l’endoprothèse est rétrécie ou occluse, la survie du receveur sera compromise par une obstruction biliaire. 2. Opération du donneur Placez un bloc thermique à 37 °C et placez-le sous la plate-forme chirurgicale. Allumez le moniteur de température de sorte que la température centrale du rat puisse être surveillée par sonde rectale. Installez l’appareil d’anesthésie isoflurane.REMARQUE : Pendant la chirurgie, surveillez la profondeur de l’anesthésie en notant la fréquence respiratoire, la fréquence cardiaque, la coloration des organes/muqueuses, et la présence de tout réflexe de retrait de pédale. Disposer l’espace de travail drapé chirurgicalement avec tous les instruments et matériaux nécessaires (c.-à-d. ciseaux, forceps, gaze, héparine, rétracteurs, pad de section médiane, pointes de coton, soie 4-0, soie 7-0, 8-0 suture stérile non absorbable, et 10-0 suture monofilament non absorbable) placée commodément sur les côtés de la plate-forme chirurgicale. Disposez le poste de travail avec toutes les solutions, y compris la solution de lactate de Ringer et 300 UI d’héparine de sodium (voir tableau des matériaux). Peser l’animal. Anesthésiez le rat donneur en le plaçant dans la chambre anesthésique avec 5% d’isoflurane, 5 L/min de flux d’air et 70% de FiO2 pour l’induction. Lorsque le rat perd connaissance, diminuer l’anesthésie à 3% isoflurane, 0,5 L/min flux d’air, et 70% FiO2. Vérifiez l’absence de réponse à la pédale en pinçant l’orteil. Préparer la peau de l’abdomen. À l’aide d’un rasoir électrique, retirer la fourrure du côté ventral. Observez attentivement le taux de respiration du donneur jusqu’à ce qu’il atteigne un taux stable et profond. Posez le rat drapé chirurgicalement de sorte que son côté ventral est face au plafond. Placez le nez dans un charognard d’anesthésie avec 3% d’isoflurane, 0,5 L/min de flux d’air et 70% de FiO2. Préparer la paroi abdominale avec de l’iode povidone, en travaillant à partir de la ligne médiane vers l’extérieur, suivie de 70% d’éthanol. Faites une incision du processus xiphoide à la symphyse pubienne à l’aide d’un ciseaux chirurgical à pointe ronde, puis améliorez l’exposition avec une incision transversale bilatérale. Arrêter tout saignement de la paroi abdominale à l’aide d’une unité électrochirurgicale bipolaire pour la cautérise. Après l’incision, diminuer l’isoflurane d’entretien à 2%, 0,5 L/min débit d’air, et 70% FiO2.REMARQUE : Ajustez le vaporisateur isoflurane pour atteindre un taux de respiration d’environ un souffle par seconde et n’oubliez pas d’évaluer régulièrement la profondeur de l’anesthésie tout au long de l’opération. Placez un point de soie 4-0 dans le processus xiphoide et utilisez la suture pour rétracter la céphalade de la paroi thoracique. Collez le fil de soie jusqu’au sommet de la structure qui maintient le charognard d’anesthésie en place. Tenez la cavité du corps du rat donneur ouverte avec des rétracteurs imprimés en 3D (voir matériel supplémentaire 3)placés de chaque côté de l’abdomen (les rétracteurs sont maintenus en place avec des élastiques fixés aux aimants sur la plate-forme chirurgicale).REMARQUE : Les forceps de moustique peuvent également être utilisés pour saisir le processus de xiphoide et rétracter la céphalade. Fixer les forceps de moustiques en place à l’aide de ruban adhésif. Utilisez une éponge de gaze non tissée (4 cm x 4 cm) amortie par la solution de lactate de Ringer pour enfermer les petits et gros intestins. Utilisez une petite éponge de gaze humide et non tissée (2 cm x 4 cm) pour couvrir délicatement le foie. Placez une petite gaze roulée sous la section médiane pour soulever l’abdomen et améliorer l’exposition du vena cava inférieur suprahépatique (SHVC). Coupez le ligament falciforme. Séparez la veine diaphragmatique gauche du SHVC à l’aide de micro-forceps. Lier la veine diaphragmatique gauche avec 7-0 de soie, en restant proche de la SHVC.REMARQUE : Utilisez la petite éponge de gaze humide et non tissée, amortie avec le lactate de Ringer et placée sur le foie, pour rétracter doucement le foie loin du processus xiphoïde et exposer la veine diaphragmatique gauche. Coupez les ligaments triangulaires gauches et gastro-hépatiques avec des ciseaux à pointe ronde. Exposez le lobe caudé en tirant soigneusement les lobes gauche et moyen vers le processus xiphoide à l’aide d’une petite éponge de gaze humide et non tissée. Relâchez le ligament séparant le lobe caudé du reste du foie à l’aide d’un ciseau à pointe ronde. Diviser et séparer le ligament hépato-oesophagien à l’aide d’une unité électrochirurgicale bipolaire proche de l’œsophage.REMARQUE : Déplacez doucement les petits et gros intestins vers le côté gauche de la cavité abdominale et couvrez-les de gaze humide et non tissée. Disséquer le rétropéritoneum et la graisse couvrant l’IHVC. Exposer et isoler l’IHVC jusqu’à la veine rénale gauche. Déplacez légèrement l’IHVC avec un coton-tige pour exposer puis cautériser toutes les petites veines qui fusionnent sur le côté droit de l’IHVC, à l’aide de l’unité électrosurgique bipolaire. Aussi cautérisez toutes les veines lombaires fusionnant dans l’IHVC. Divisez la veine suprarénale (surrénale) droite entre deux ligatures de soie 7-0, en restant près de l’IHVC. Libérez le foie de ses ligaments postérieurs en les coupant sous traction douce. Isoler la veine rénale droite de l’artère rénale droite et du tissu voisin à l’aide d’une cautérie fine pointe. Sceller l’orifice de la veine rénale droite avec un 8-0 ligature stérile non absorbable. Détacher la graisse couvrant le PV pour localiser la veine pylorique (veine gastrique droite) et la veine splénique aux points où ils fusionnent le PV. Lier ces veines avec de la soie 7-0, renforçant le côté le plus proche du PV avec un 8-0 point de suture stérile non absorbable. Divisez les veines entre les liens.REMARQUE : Exposez le PV à l’aide de petites gazes humides pour retirer le duodénum. L’insertion de la manchette est plus facile si la graisse est détachée du PV, ce qui empêche également la sténose de la manchette PV. Injecter 300 UI de sodium d’héparine dans l’IHVC, dilué à 1 mL de solution saline normale, à l’aide d’une seringue de 1 mL (aiguille de 31 G). Faire une incision 5 mm en dessous de la bifurcation BD et insérer le stent BD dans le BD commun. Fixer l’endoprothèse avec une ligature de soie 7-0 1 mm au-dessus de l’incision. Une cravate supplémentaire peut être faite en dessous de l’incision, qui est de 10 mm en dessous de la bifurcation. Une fois que le stent est fixé, couper la BD entre ces deux liens. Ne jamais couper la BD ou l’artère hépatique appropriée (HA). Placez un point de suture chirurgical stérile non absorbable de 10-0 à la position de 3 heures dans la BD à l’incision comme marqueur pour éviter la torsion après reconnexion. Exposer la bonne HA et diviser l’artère gastro-duodénale (GDA) entre deux ligatures de soie 7-0. Exposer l’artère gastrique gauche, l’artère splénique, et le tronc coeliaque. Attachez les trois artères à la fois distally et près de leurs décollages. Couper l’artère gastrique gauche, l’artère splénique, et le tronc coeliaque entre les liens de l’artère. Injecter lentement 20 mL de solution de lactate de Ringer dans le PV, à l’aide d’une seringue de 20 mL avec une aiguille de 21,5 G. Coupez le vena cava en dessous du point où la veine rénale gauche fusionne avec l’IHVC pour permettre la sortie de chasse d’eau.REMARQUE : L’aiguille doit être conservée aussi loin que possible du hilum. La perfusion froide du foie du donneur devrait durer entre 1-2 min. Tout en rinçant le foie, utilisez l’autre main pour gicler le lactate froid de Ringer sur la surface du foie. Couper le tronc PV sous la veine splénique après la chasse d’eau. Coupez l’IHVC juste au-dessus de la veine rénale gauche. Couper le SHVC directement à côté du diaphragme. Couper les ligaments et le tissu conjonctif entre le foie et le rétropéritoneum.REMARQUE : Assurez-vous qu’il y a suffisamment de longueurs des parois shvc antérieures et postérieures pour faciliter l’anastomose supérieure de caval. Il est crucial de couper immédiatement à côté du diaphragme pour conserver autant de longueur que possible. Une fois que le foie a été retiré de l’abdomen, placez-le rapidement dans un plat rempli de la solution de lactate de 4 °C Ringer. Placez le plat sur une plaque de glace pour maintenir une température froide. Jetez les restes du rat donneur, conformément aux directives institutionnelles. 3. Préparation du foie de rat de donneur (« banc arrière ») Remplissez la boîte froide petri d’un volume suffisant de 4 °C de la solution de lactate de Ringer pour submerger le foie de rat donneur. Faites pivoter soigneusement le foie du donneur flottant dans le plat de sorte que la surface inférieure fait face vers le haut. Mettez les poignets pour PV et IHVC(matériel supplémentaire 1 et matériel supplémentaire 2, respectivement) dans le plat. Tirez le PV à travers le brassard PV et pliez l’extrémité de la veine sur le brassard. Attachez le PV solidement autour du brassard à l’aide de soie 7-0. Rincer le PV avec 10 mL de 4 °C de la solution de lactate de Ringer. Répétez l’étape 3.2 avec l’IHVC, sans la chasse d’eau. Retirer le tissu adipeux autour du tronc coeliaque. Former un brassard à manches artérielles plus grand en coupant la bifurcation du tronc coeliaque, de l’artère splénique et del’artèregastrique gauche ( Figure 2A).REMARQUE : Il est difficile d’insérer l’endoprothèse artérielle dans l’HA commune. Étirez et redressez l’artère avec des forceps plusieurs fois avant d’insérer le stent. Assurez-vous que le biseau du stent fait face vers le haut et que l’artère n’est pas tordue (Figure 2B). Mettez le stent artériel de 1,5 mm de longueur 24 G dans le donneur hap commun par l’intermédiaire de la manchette artérielle. Sécurisez le stent avec un 8-0 ligature en polypropylène (figure 2C)et rincer l’endoprothèse avec la solution de lactate de Ringer (figure 2D). Placer une micro-pince (4-6 mm de longueur) sur l’IHVC proximal, qui est destiné à prévenir la perte de sang après la reperfusion du portail et d’éviter l’embolie de l’air. Faire pivoter le foie et exposer son côté supérieur. Insérer deux 8-0 sutures de point de cône de polypropylène sur les bords latéraux et médiaux du SHVC. Gardez le foie à 4 °C afin qu’il soit prêt pour la transplantation dans le donneur. 4. Opération bénéficiaire Reportez-vous à la section opération du donneur ci-dessus et répétez les étapes 2.1-2.4.NOTE: Les rats mâles Lewis âgés de 12-14 semaines sont utilisés ici, pesant 5-20 g plus lourd que les donneurs. Pendant la chirurgie, surveiller la profondeur de l’anesthésie en notant la fréquence respiratoire, la fréquence cardiaque, la coloration des organes / muqueuses, et la présence de tout réflexe de retrait de la pédale. Déposer le rat drapé chirurgicalement avec son côté ventral orienté vers le haut. Placez le nez dans le charognard d’anesthésie pour l’inhalation d’isoflurane. Humidifier les yeux avec du lubrifiant opthalamique. Préparer la paroi abdominale avec de l’iode providone d’abord, puis avec 70% d’éthanol. Injecter 5 mL de la solution de lactate de Ringer sous-cutanéement sur les deux côtés inférieurs de la paroi abdominale ventrale. Utilisez l’aide d’un assistant chirurgical pour injecter 0,5 mL de 200 mg/kg de sodium de piperacilline intramusculaires dans la paroi abdominale gauche avant la laparotomie. En outre, administrer 0,5 mL de 10 mg/mL bupivacaine sous-cutanéement dans la paroi abdominale droite.REMARQUE : Administrer la même dose de piperacilline sodium 1x/jour pendant 3 jours après l’opération. Préparer la paroi abdominale à nouveau avec providone–iode d’abord, puis avec 70% d’éthanol. Faire une incision médiane du xiphoïde sternal à 1 cm au-dessus de la symphyse pubienne. Diminuer l’isoflurane à 2%, 0,5 L/min débit d’air, et FiO2 70% pour le maintien de l’anesthésie après avoir fait l’incision.REMARQUE : Les forceps de moustiques peuvent être utilisés pour saisir le processus xiphoide et rétracter la céphalade. Fixer les forceps de moustiques en place à l’aide de ruban adhésif. La cavité du corps est maintenue ouverte par des rétracteurs imprimés en 3D (voir matériel supplémentaire 3)des deux côtés avec des élastiques maintenus magnétiquement à la plate-forme chirurgicale. Envelopper les petits et gros intestins d’une éponge de gaze humide et non tissée (4 cm x 4 cm) amortie avec la solution de lactate de Ringer. Utilisez une petite éponge de gaze (2 cm x 4 cm), humide et non tissée, amortie avec la solution de lactate de Ringer pour couvrir délicatement le foie. Placez un petit bloc de soutien imprimé en 3D (support arrière; voir Matériel supplémentaire 4)sous la section médiane du rat pour augmenter l’exposition du SHVC en fléchissant la rotation. Cela peut être effectué en toute sécurité chez les rats et est exécuté par un assistant chirurgien. Coupez le ligament falciforme et utilisez la petite éponge de gaze non tissée humide pour rétracter doucement le foie loin du processus xiphoide et exposer la veine diaphragmatique gauche. Séparez la veine diaphragmatique gauche du SHVC à l’aide de micro-forceps. Lier la veine diaphragmatique gauche avec 7-0 soie près du diaphragme. Coupez les ligaments triangulaires gauches et gastro-hépatiques avec des ciseaux à pointe ronde. Tirez délicatement les lobes gauche et milieu vers le processus xiphoide avec une petite éponge de gaze non tissée humide pour révéler le lobe caudé. Couper le ligament qui sépare le lobe caudé du reste du foie. Divisez le ligament hépato-oesophagien et coagulez les points de saignement avec l’unité électrochirurgicale bipolaire, en restant près du foie. Couper les ligaments à l’aspect postérieur du foie. Rétractez soigneusement les petits et gros intestins sur le côté gauche de la cavité abdominale et couvrez-les de gaze humide et non tissée. Disséquer le rétropéritoneum et la graisse sur l’IHVC pour exposer et isoler l’IHVC jusqu’à la veine rénale droite. Déplacez légèrement l’IHVC avec un coton-tige et cautérisez toutes les petites veines qui fusionnent sur le côté droit de l’IHVC, à l’aide de l’unité électrochirurgicale bipolaire. De même, cautérisez les veines lombaires entrant dans l’IHVC. Diviser la veine suprarénale (surrénale) droite entre deux ligatures de soie 7-0. Libérez le foie de ses ligaments postérieurs en les coupant sous une traction douce. Utilisez de la petite gaze humide amortie avec la solution de lactate de Ringer pour rétracter le duodénum et exposer le PV. Détacher la graisse de la bifurcation de la veine PV et pylorique. Diviser le BD à 0,5 cm sous sa bifurcation hilar et insérer un stent BD dans la bd commune distale. Fixer le stent en position avec une ligature de 7-0 à environ 0,2 mm sous l’incision. Une cravate supplémentaire peut être placée au-dessus de l’incision, près de la bifurcation. Couper la BD près du foie, mais distal à la cravate. Séparez le BD avec des forceps et évitez de couper le BD ou l’HA approprié. Placez un point de monofilament non absorbable (p. ex., ethilon) à la position de 3 heures dans la BD comme marqueur pour éviter la torsion après reconnexion. Exposer la bonne HA et la bifurcation de la HA commune et GDA. Exposez l’HA gauche, le ha moyen et l’HA droit. Attachez les trois artères distales à la bifurcation de CHA et coupez les artères près du foie, au-dessus des traverses. Mettez un long morceau de gaze mince derrière le SHVC. Placez un support IHVC imprimé en 3D ou un « manche » (Cava 150g 2.1; voir Matériel supplémentaire 5) derrière l’IHVC, et coudre les extrémités de la « poignée » imprimée en 3D à l’aide de la suture monofilament non absorbable 10-0 (Figure 3A). Placez un support PV imprimé en 3D ou « poignée » (Porta 1.4.1-see Matériel supplémentaire 6) derrière le PV, directement inférieur au foie, et coudre les extrémités de la « poignée » imprimée en 3D à l’aide de la suture monofilament non absorbable 10-0. Attachez lâchement une ligature de soie 7-0 en dessous des deux supports imprimés en 3D (IHVC et PV) (Figure 3A). Pincez l’IHVC juste au-dessus de la veine rénale droite, qui devrait encore être en dessous du porte-cavale imprimé en 3D. Pincez le PV juste au-dessus de la veine pylorique, qui devrait être en dessous du support PV imprimé en 3D. Enregistrez le temps anhépatique, qui commence à ce stade. Diminution à 0,5% isoflurane, 0,5 L/min débit d’air, et 70% FiO2 pour le maintien de l’anesthésie. Rincer 2 mL de la solution de lactate de 37 °C Ringer via la bifurcation du PV à l’aide d’une seringue de 3 mL avec une aiguille de 27 G attachée. Pincez le SHVC au-dessus du foie à l’aide d’une pince Kitzmiller. Couper sous la même pince, en restant aussi près que possible du foie. Coupez au-dessus des supports imprimés en 3D pour le PV et l’IHVC (Figure 3A). Retirer le foie du receveur. Orienter soigneusement le foie du donneur et le positionner dans la cavité du corps du receveur de manière à ce que l’anastomose de la caval supérieure puisse être créée. Utiliser un 8-0 le polypropylène exécutant la suture pour joindre le SHVC du donneur avec le SHVC du destinataire près du diaphragme. Tout d’abord, place séjour sutures de 8-0 polypropylène aux aspects gauche et droit du donneur et du receveur SHVC. Ensuite, attachez-les à l’extérieur du mur de veine. Utiliser la gauche 8-0 polypropylène pour coudre le mur postérieur du SHVC de gauche à droite et attacher à droite 8-0 Polypropylène. Utiliser la gauche 8-0 polypropylène pour coudre la paroi antérieure de l’anastomose SHVC de gauche à droite, laissant les deux derniers tiers de la ligne de suture lâche. Rincer à l’aide de 20 mL de lactate de Ringer entre les points de suture lâches tout en s’assurant d’extraire les bulles d’air. Serrez les points de suture lâches et faire une cravate à l’extérieur de la SHVC. Couper le reste 8-0 suture en polypropylène.REMARQUE : Le clip maintient le SHVC du receveur en place, ce qui facilite la couture du SHVC du donneur et du receveur. Enregistrez la durée de l’anastomose shvc. À ce stade, les poignées porta sont attachées à l’appareil de bras de support (bras de support McGil + support mini bras LAB + bras de support partie molle 1.3; voir Matériel supplémentaire 7, Matériel supplémentaire 8, et Matériel supplémentaire 9, respectivement), directement inférieur au foie. Cet appareil est soutenu par une base de support imprimée en 3D (base de support 3.1; voir Matériel supplémentaire 10). Insérez le brassard PV (Matériel supplémentaire 1) du donneur dans le PV receveur et serrez la cravate en soie 7-0. Rincer le PV du donneur et du receveur avec la solution de lactate de Ringer réchauffée à 37 °C avant la connexion. Retirez la pince atraumatique du SHVC (d’abord), puis le clip microvasculaire pour le PV (deuxième). Re-perfuse le foie avec du sang chaud; à ce stade, le temps de phase anhépatique est terminé. Enregistrez cette fois. Verser 10 mL de la solution de lactate chaude de Ringer sur le foie pour réchauffer. Retirez les supports imprimés en 3D avec des ciseaux à pointe ronde (coupez le point de fixation). Insérez le brassard IHVC du donneur (Matériel supplémentaire 2) dans le récepteur IHVC et fixez-le avec une cravate en soie 7-0. Retirez d’abord le clip IHVC du donneur, puis le clip du receveur (Figure 3B). Le cava est attaché à l’appareil titulaire et à la base du titulaire, comme décrit ci-dessus, Retirez les porte-imprimantes 3D (porta et cava) à l’aide de ciseaux à pointe ronde (coupez le point de fixation; Figure 3C), résultant en un IHVC connecté (Figure 3D). Examinez attentivement la zone autour du foie pour tout saignement. Instiller 3 mL de la solution lactate de 37 °C Ringer à l’intérieur de la cavité du corps. Anastomose artérielle : couper la partie du tronc coeliaque du donneur qui s’étend au-delà du stent. Pincez l’HA proprement dit du destinataire et coupez la cravate à la fin. Couper tout tissu supplémentaire entourant le navire (Figure 4A). Avec la solution de lactate de Ringer, rincer les lumens des extrémités du donneur et du récipient receveur. Tirez le receveur ha approprié dans la manche du stent HA donneur pour accomplir l’anastomose ha. Placez un éthilon 10-0 à travers l’aspect gauche de l’HA (donneur), 2,5 mm au-dessus de l’orifice distal de l’endoprothèse (de l’extérieur à l’intérieur), puis àl’extrémitédu stent, avec 10-0 éthilon (4 cm de longueur) guidé par une aiguille courbe ( Figure 4B). Transfixer le destinataire de HA approprié 0,5 mm sous l’orifice du navire, en plaçant le point d’abord (de l’intérieur à l’extérieur) sur le côté gauche du navire, puis (de l’extérieur à l’intérieur) sur le côté droit de l’artère. Placez la suture à travers le mur droit de l’HA (donneur) de l’intérieur à l’extérieur, à une distance de l’orifice de stent identique au point d’origine. Tirez vers le haut sur les deux extrémités du monofilament non absorbable 10-0, qui glissera le destinataire ha approprié vers le haut et dans le stent HA (figure 4C).REMARQUE : Observez le pompage du sang. Une option est de couper le donneur GDA pour confirmer que le sang pompe à travers l’anastomose. Assurez-vous de re-attacher l’artère avant de passer à l’étape suivante de la procédure si le GDA est sectionné. Lier le monofilament non absorbable 10-0 avec lui-même, sur le donneur HA (Figure 4D). L’anastomose artérielle est maintenant complète. Anastomose biliaire : placez une cravate lâchement autour du BD et du stent destinataire (Figure 5A),puis retirez le stent BD. Rincer la BD du receveur et du donneur avant que la connexion biliaire ne soit terminée. Insérez le stent BD du donneur dans le canal biliaire du receveur (figure 5B)et serrez la cravate qui était précédemment placée autour du BD receveur (figure 5C). Retournez les intestins dans la cavité du corps. Instiller 2 mL de la solution de lactate de 37 °C dans la cavité pour la rincer. Faire tremper une partie de la solution avec de la gaze. Assurez-vous que les intestins sont de retour dans leur position d’origine avant de coudre le péritoine pariétal et la peau avec 5-0 monocryl. Fermer l’incision en deux couches avec 5-0 monocryl. Injecter 0,5 mL de 0,5% de bupivacaine autour du péritoine pariétal cousu et répéter une fois que la peau est cousue ensemble. Emma a été la première à faire face à la « ersé » de la ville. Permettre à l’animal d’accéder librement à l’eau et à la nourriture dès l’éveil. Gardez une couverture chaude circulant sous la moitié de la cage pendant 24-38 h. Un rat est désigné dans une cage pendant la période postopératoire immédiate. 5. Soins postopératoires Tremper les granulés de nourriture dans l’eau et les placer dans une boîte de Pétri sur le sol de la cage. Surveillez la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire et la couleur de la peau du rat. Administrer la piperacilline les jours postopératoires 1, 2 et 3. Administrer la buprénorphine sous-cutanée et surveiller tout signe de douleur comme tout changement de comportement, léthargie, fourrure non-dambre, dépression, mutilation ou perte d’appétit pour les 72 premières heures.REMARQUE : La douleur est évaluée au moins 2 fois par jour pendant 3 jours après la transplantation, puis au moins 1 fois par jour.

Representative Results

Tout en établissant un modèle d’ANAstomosis rat OLT non-HA en utilisant un protocole précédemment décrit28, notre équipe a observé des taux de survie de 50% et 37,5% à 21 jours et 60 jours après l’opération, respectivement. Bien que des taux élevés de survie à long terme sans anastomose ha ont été rapportés par certains groupes28, ces premiers résultats mettent en évidence les inconvénients de ne pas avoir d’afflux artériel. En revanche, la procédure optimisée de reconnexion de l’HA a considérablement augmenté la survie à long terme de 37,5 % à 88,2 % (p = 0,015) (figure 6). L’analyse histologique d’un sous-ensemble représentatif d’animaux transplantés sans reconnexion d’HA (aux jours 6 et 13 après opération) a montré des signes de lésion hépatique hypoxique avec la nécrose centrilbulaire (figure 7). Une nécrose hépatique étendue a été associée à des niveaux extrêmement élevés d’alanine aminotransférase (ALT) et d’aspartate aminotransferase (AST) chez ces animaux (figure 7). En revanche, les rats transplantés avec la reconnexion d’HA n’ont montré aucun signe de dommages de foie, et l’analyse histologique a indiqué une structure normale de parenchyme de foie avec l’acini organisé, les lobules (par exemple, les triades centrales de veine et de portail avec la veine hépatique), les artères, et le canal biliaire (figure 7). Bien que le temps anhépatique moyen au cours de 23 opérations distinctes ait été acceptable (12 min et 14 s [± 78 s],il est toujours possible que la survie dans le modèle de reconnexion non-HA puisse éventuellement être améliorée avec une pratique accrue. Cependant, il convient de noter que trois des quatre animaux transplantés sans reconnexion ha (qui ont été suivis pour la survie à long terme) ont été euthanasiés en raison de la détresse les jours 56, 96, et 111 après l’opération. En outre, l’analyse histologique des foies a révélé des changements réactifs après une lésion du foie hypoxique, y compris la prolifération marquée des canaux biliaires, la fibrose périportale et l’inflammation, et le parenchyme hépatique déformé (Figure supplémentaire 2). La présence des dispositifs morphologiques des dommages hypoxiques de foie corroborent les résultats que la reconnexion d’HA est importante pour la perfusion efficace de foie et la fonction normale. Figure 1 : Représentation schématique de la conception de manchette imprimée en 3D pour la veine de portail et le vena cava inférieur infrahepatique. La première cravate est serrée dans la rainure (ii) la plus proche de la poignée (iii), et la deuxième cravate est serrée dans la rainure (i) la plus éloignée de la poignée. Les diamètres extérieurs sont (iv) 2,38 mm pour la veine du portail (PV) et 2,15 mm pour la vena cava inférieure infrahépatique (IHVC). Les diamètres intérieurs sont (v) 1,74 mm pour le PV et 1,38 mm pour l’IHVC. Les longueurs sont (vi) 2,60 mm pour le PV et 2,15 mm pour l’IHVC (spécifications exactes pour tous les matériaux imprimés en 3D peuvent être trouvés dans les matériaux supplémentaires). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 2 : Insertion de stent d’artère hépatique dans la greffe. (A) L’extrémité d’ouverture du tronc coeliaque (i) est élargie en coupant l’artère splénique à l’artère gastrique gauche, ce qui expose la bifurcation de l’HA commune. ii) L’endoprothèse BD est attaché avant l’extraction du foie de rat donneur. iii) Le brassard PV et (iv) le brassard IHVC sont insérés et attachés en pliant les extrémités des navires au-dessus du brassard. (B) (i) Pour insérer le stent HA, l’HA commune exposée est étirée plusieurs fois avec des forceps. (C) (i) Le stent HA est placé solidement dans l’HA commune et à égalité avec 8-0 prolene. (D) (i) Le stent HA est rincé avec (ii) la solution de lactate de Ringer (BD = canal biliaire, IHVC = infrahepatique inférieure vena cava, HA = artère hépatique). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 3 : Connexion de vena cava inférieure infrahépatique à l’aide d’un support imprimé en 3D. (A) Le (i) PV est connecté en utilisant la même technique que la connexion IHVC. La greffe est (ii) serrée au-dessus de la manchette (iii) IHVC. L’ouverture IHVC destinataire est (iv) suturée sur les côtés de l’ouverture à un support imprimé en 3D pour le garder tendu ouvert. Une soie lâche (v) 7-0 est attachée autour du destinataire IHVC. (B) Le brassard de la greffe IHVC est (i) inséré dans le récepteur IHVC. La cravate lâche est maintenant serrée. (C) La pince est enlevée, et (i) le support imprimé 3D est détaché avec des ciseaux. (D) Une soie supplémentaire (i) 7-0 est attachée autour de la connexion si elle n’est pas sécurisée, mais généralement une cravate est suffisante (PV = veine portail, IHVC = infrahepatic inférieure vena cava). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 4 : Connexion microvasculaire de l’artère hépatique. (A) (i) L’endoprothèse BD n’est pas connecté au destinataire. ii) Le stent HA est placé dans la greffe, qui est liée à l’HA approprié du receveur (iv). (iii) Le PV est connecté. (B) 10-0 ethilon avec une (i) aiguille incurvée est tiré à travers le stent HA sur les côtés de l’extrémité d’ouverture ha destinataire. (C) L’éthilon 10-0 est ramené par l’endoprothèse HA; par conséquent, l’HA approprié du destinataire est tiré à travers le stent comme une manche. (D) (i) Une égalité avec 10-0 ethilon est faite une fois que l’HA approprié du destinataire est tiré dans le stent à la partie qui passe d’abord par le stent HA. (E) Illustré ici est un schéma de l’anastomose HA décrit dans (B), (C), et (D) (BD = canal biliaire, HA = artère hépatique, PV = veine portail). *L’extrémité d’ouverture du tronc coeliaque est élargie en coupant l’artère splénique à l’artère gastrique gauche. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 5 : Connexion des canaux biliaires à l’aide de deux endoprothèses. (A) (i) Le stent de greffe BD est inséré dans le BD destinataire à l’aide du (ii) stent lâchement attaché à l’ouverture de la BD du destinataire. iii) Le PV est lié avant la connexion BD, qui est située derrière le BD. (B) Le stent à la fin de la BD du destinataire est enlevé et utilisé comme une ouverture élargie à (i) insérer le stent BD attaché à la greffe. (C) La cravate qui est lâchement sécurisant le stent destinataire est maintenant utilisé pour attacher la connexion, et (i) une autre soie 7-0 est utilisé pour garder fermement le stent en place pour éviter de glisser ou de torsion de l’endoprothèse. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 6 : Survie en pourcentage de transplantation. Transplantation orthotopique du foie de rat sans reconnexion d’HA (n = 8) et avec reconnexion d’HA (n = 17). Les animaux sont suivis de près après la transplantation pour des signes d’insuffisance hépatique et/ou d’infection pendant au moins 60 jours. Les rats qui n’ont montré aucune complication après la chirurgie ont été considérés comme des survivants (*p = 0,015, tel que calculé par l’estimation Kaplan-Meier [test de rang long]). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 7 : Évaluation histopathologique du foie. Les sections représentatives d’hématoxyline et d’éosine tachées chez les animaux (A) sans et (B) avec reconnexion d’artère hépatique (HA) aux jours 6 et 13 après greffe de foie (LTx). (C) Parenchyme normal de foie montrant la triade de portail (veine de portail, artère, et canal biliaire), lobules comprenant la veine centrale, et acini. Les hépatocytes à côté de la triade du portail sont des hépatocytes de zone 1; les hépatocytes à côté de la veine centrale dans les lobules sont des hépatocytes de zone 3; et les hépatocytes entre les zones 1 et 3 sont des hépatocytes de zone 2 (ALT = alanine aminotransférase, AST = aspartate aminotransferase, CV = veine centrale). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure supplémentaire 1 : Dimensions du stent et de la manchette. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure supplémentaire 2 : Évaluation histopathologique de foie montrant la perturbation du parenchyme de foie. Représentant hématoxyline et éosine-taché sections chez les animaux sans reconnexion HA aux jours 54, 96, et 111 après LTx. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Matériel supplémentaire 1: Porta manchette 200g – support 2.0. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 2: Cava manchette 200g – support 2.0. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 3 : Rétractateur de foie 200g. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 4: Support arrière – 1.2. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 5: Cava 150g – 2.1. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 6: Porta 1.4.1. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 7 : Bras de titulaire McGil. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 8: Support mini bras LAB. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 9 : Pièce souple de support et de bras 1.3. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger). Matériel supplémentaire 10: Base de titulaire – 3.1. Veuillez cliquer ici pour voir ce fichier (cliquez avec le bouton droit pour télécharger).

Discussion

Les modèles de transplantation hépatique chez les petits animaux sont importants pour comprendre l’immunité de transplantation et identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques32. Le modèle idéal de transplantation de foie de petit animal reproduit toutes les étapes de la procédure humaine, y compris l’anastomose artérielle. Il peut être difficile d’interpréter les résultats du modèle OLT rat, comme la plupart des versions n’intègrent pas une étape d’anastomose HA, ce qui conduit à des taux plus élevés de complications et de morbidité42. Certaines procédures de reconstruction ont utilisé l’artère rénale, qui nécessite l’ablation du rein27. Ce protocole évite l’ablation des organes, car il est au-delà de ce qui se produit dans la procédure humaine.

Les reconstructions artérielles peuvent également être effectuées en manipulant l’aorte de rat31. Cependant, ces méthodes exigent la dissection étendue et le serrage de l’aorte. Si le temps de pince est prolongé, alors le rat receveur aura de mauvais résultats liés à l’ischémie distale43. Chez l’homme, une technique chirurgicale LT implique la ligature et la division de l’artère gastro-diodenale bénéficiaire (GDA). Cependant, les caractéristiques physiologiques et anatomiques des rongeurs rendent la transplantation utilisant cette technique plus difficile physiologiquement et peuvent conduire à des complications (c.-à-d. la nécrose du pancréas et du canal biliaire35 et la fuite de bile44). La reconnexion artérielle dans ce protocole est destinée à contourner ce défi, maintenir le flux sanguin des conduits, et d’améliorer les résultats du receveur.

L’utilisation d’une manche et d’une technique de stenting pour la reconstruction du rat HA a été décrite précédemment27. Dans cette technique, un stent est employé comme guide, et l’artère est reconstruite du tronc coeliaque de donneur au HA commun de destinataire. Le destinataire ha commun est ensuite disséqué, et le destinataire GDA est attaché27. En conséquence, l’approvisionnement en sang à la partie inférieure de la BD destinataire et la tête du pancréas peut devenir compromise. On croit que la circulation collatérale vers cette région fournit souvent un flux sanguin inadéquat vers le canal biliaire. Par exemple, ce protocole teste le GDA du destinataire d’abord avec un clip microvasculaire, puis divise le BD destinataire. Avec le GDA serré, le BD divisé ne saigne pas. Après avoir enlevé la pince GDA, on observe un saignement vif de la BD. Ce protocole, qui maintient un bon flux vers le canal biliaire du destinataire divisé, protège la physiologie du tissu hépatique receveur en fournissant la perfusion sanguine hépatique adéquate et en empêchant les lésions hépatiques hypoxiques post-OLT.

Du côté du donneur, le stent HA est inséré dans le tronc coeliaque pendant la préparation de greffe avec facilité en créant un patch du tronc coeliaque, de l’artère gastrique gauche, et de l’artère splénique. Le stent peut être inséré par l’ouverture large, ce qui est moins difficile que d’essayer d’insérer le stent dans le tronc coeliaque seul. Il a été constaté que 24 G est une taille idéale à utiliser pour le stent HA. La longueur du stent doit être de 1,0 à 1,5 mm de long, car elle agit comme une porte ouverte pour permettre à l’HA appropriée du receveur d’être facilement tirée dans l’HA commune du donneur. Avec une attention particulière à l’endroit où la suture 10-0 éthilon est placé, le sang qui coule à travers cette connexion ne touchera jamais le stent directement, et ha propre du destinataire le protégera de l’intérieur, réduisant le risque de complications. Fait important, l’HA du donneur n’est jamais serré afin d’éviter le vasospasme. Le succès de la reconstruction artérielle est évalué en laissant le donneur GDA ouvert. L’anastomose réussie a commet des résultats dans le bon flux sanguin du GDA de donneur une fois que la reconstruction est terminée.

Dans ce protocole, semblable à d’autres, la reconnexion SHVC est l’étape la plus lente et dicte finalement la durée de la phase anhépatique. Comme la durée du temps anhépatique augmente, le risque de lésions ischémiques et le dysfonctionnement du foie augmentede 45. Un autre composant critique des modèles de rat OLT est la taille de la greffe, stents, et les poignets. Si la greffe est trop petite, la greffe peut se tordre ou se retourner, obstruant les connexions vasculaires. La taille des stents et des poignets peut nécessiter des ajustements en fonction de l’âge, du sexe, du poids et de la souche du rat. La taille des poignets utilisés ici a été choisie comme précédemment décrit28, et une taille de manchette qui a contrôlé pour la taille de rat a été utilisé. Il n’y avait aucun signe de détresse ou de complications (c.-à-d. congestion hépatique, œdème, ascite, ou splénomégalie) au cours de la période de suivi (à ce jour: médiane = 133 jours après l’opération, minimum = 115 jours après l’opération, maximum = 161 jours après l’opération). D’autres études visant à déterminer la taille appropriée du PV et de l’IHVC pour diverses souches de rats tenant compte de l’âge et du sexe sont justifiées.

Ce protocole OLT de rat modifié utilise des poignets imprimés en 3D pour le PV et l’IHVC, comme décrit précédemment39,40. Les méthodes existantes pour connecter le PV et l’IHVC incluent une technique de microsuture32,la technique de manchette46,et la technique d’attelle microsuture-temporaire47. La technique de manchette imprimée en 3D a été choisie, car elle permet de standardiser la taille du brassard en fonction de la souche de rat et est facile à préparer et à utiliser. De grandes quantités de poignets avec les mêmes dimensions peuvent être imprimées à la fois. La surface extérieure de la manchette a deux rainures pour aider à fixer les liens et éviter le glissement. Une queue est également incorporée dans la conception de manchette pour permettre la manipulation plus facile de la manchette. Dans l’ensemble, on croit que l’incorporation de poignets imprimés en 3D entraîne des taux de réussite élevés et une reproductibilité de la procédure OLT en raccourcissant le temps anhépatique. Il est déterminé que cette technique raccourcit également la courbe d’apprentissage chirurgical.

En conclusion, le protocole décrit a établi un modèle qui est plus semblable à la transplantation humaine de foie en incorporant une étape de reconnexion artérielle. Ce protocole peut être adapté pour étudier de nombreux aspects immunologiques et chirurgicaux de la transplantation hépatique et peut servir de modèle pour tester de nouvelles interventions thérapeutiques pertinentes à la transplantation.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été financée par des fonds du programme de transplantation multiorganique de l’UHN et par le soutien de la Toronto General et de la Toronto Western Foundation.

Materials

10-0 Ethilon Ethicon 2830G 10-0 Ethilon Black 1X5" BV100-4 Taper
10mL Syringe BD B302995 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
1mL Syringe BD B309628 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
20mL Syringe BD B301031 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
3D Printed Cuff for IHVC Custom
3D Printed Cuff for PV Custom
3D Printed Holder for IHVC Custom
3D Printed Holder for PV Custom
3mL Syringe BD B309657 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
4-0 Sofsilk Coviden GS-835 Wx coded braided silk, 30", Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle
5-0 Monocryl Ethicon Y433H Undyed Monofilament 1X27" TF
5mL Syringe BD B309646 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
7-0 Silk Teleflex Medical 103-S Black
8-0 Prolene Ethicon 2775G 8-0 Prolene Blue 1X24" BV130-5 EVP Double Armed
Barraquer Micro Needle Holder Without Catch Aesculap Surgical Instruments FD231R Curved 120 mm, 4 3/4″
Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-025T Small Size, Titanium
Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-021T Small Size, Titanium
BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN BD Angiocath / Autoguard 382523 22 G x 1.00" (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min
BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel – Regular Wall. BD B305106 PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G
BD Precisionglide Syringe Needle 21G BD 305167 Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle
BD Precisionglide Syringe Needle 30G BD 305128 Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle
Betadine Solution by Purdue Products LP Purdue Products Lp 67618-150-17 10% povidone–iodine topical solution USP
Bupivacaine Injection BP 0.5% SteriMax Inc. DIN:02443694 0.5% (100mg/20mL)
Curved Tying Forceps Duckworth & Kent 2-501E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm
DC Temperature Controller FHC Inc. 40-90-8D
DK Iris Scissors (Curved) Duckworth & Kent 1-211B Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm
Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs Decon Labs, Inc. 2716 Dilute to 70% with d2H2O
Fine Adjustable Wire Retractor Fine Science Tools 17004-05 Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm
Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer Harvard Appartus Limited 34-1040SV
Heparin LEO(heparin sodium) LEO Pharma Inc. DIN:00453811 10,000 i.u./10 mL
Ice-Pak Cryopak FIP88016 4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch
Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9% Piramal Healthcare Limited DIN: 02231929 250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25
Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps Duckworth & Kent 2-502N 5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm
Lactate Ringer's Injected USP, 1000mL Baxter Co. DIN: 00061085 JB2324
McPherson Tying Forceps Duckworth & Kent 2-500E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm
Metzenbaum Scissors – 14.5 cm Fine Science Tools 14024-14 Straight Sharp/Blunt
Micro Kitzmiller Clamp Scanlan 3003-630 Jaw length 23mm, Length 11cm
Microscope-Leica M525 F20 Leica Microsystems No catalog number
Non-woven Gauze Sponges Fisherbrand 22-028-556
Olsen-Hegar with Suture Cutter Fine Science Tools 12002-14 15 mm cutting edge, 2mm jaw surface – 14cm
OptixCare Eye Lube, 25gm OptixCare ES-KE8O-69U1 Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant
Piperacillin sodium salt Sigma-Aldrich P8396 Penicillin analog
Puritan 3" Standard Cotton Swab w/Wooden Handle Puritan Medical Products Company LLC 803-WC Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle
Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock Fine Science Tools 12075-12 Round handles allow easy fingertip adjustments – 12.5cm
Shea Scissors Curved Blunt Fine Science Tools 14105-12 Transplant scissors with light and delicate pattern – 12cm
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 4mm Fine Science Tools 18055-06 Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 6mm Fine Science Tools 18055-05 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g
Stainless Steel Micro Serrefines Straight – 6mm Fine Science Tools 18055-03 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g
Surgical Platform Custom, magnetic
SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine General Anesthetic Services, Inc V7015
T/Pump Localized Therapy Stryker TP700 Series
Vacuum-Pressure Pump Barnant Co. 400-1901
Vannas Scissors with Microserrations Straight Fine Science Tools 15070-08 Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm – 8.5cm
Vetergesic Buprenorphine Ceva Animal Health Ltd NAC No.:12380352 0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats
Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit Summit Hill Laboratories No catalog number
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References

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Chen, X., Sekhon, M., Ma, X., Manuel, J., Chung, S., He, E., Bartczak, A., Fischer, S., Thoeni, C., Oldani, G., Perciani, C. T., MacParland, S., McGilvray, I. Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation. J. Vis. Exp. (165), e60628, doi:10.3791/60628 (2020).
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