JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

مضاعفات مخفضة بعد إعادة الاتصال الشرياني في نموذج الجرذ من زرع الكبد العظام

Published: November 07, 2020
doi:
10.3791/60628
, , , , , , , , , , , ,
1Multi-Organ Transplant Program,University Health Network, 2Department of Immunology,University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology,University of Toronto

Summary

الهدف من هذه الدراسة هو تعديل نموذج زرع الكبد العظام الفئران لتمثيل أفضل زرع الكبد البشري وتحسين البقاء على قيد الحياة المتلقي. تعيد الطريقة المعروضة إعادة تأسيس تدفق الشرايين الكبدية عن طريق ربط الشريان الكبدي المشترك للكبد المتبرع بالشريان الكبدي السليم في الكبد.

Abstract

نموذج زراعة الكبد التقويمي للفئران (OLT) هو أداة قوية لدراسة الرفض الحاد والمزمن. ومع ذلك، فإنه ليس تمثيلا كاملا من زرع الكبد البشري بسبب عدم وجود إعادة الاتصال الشرياني. وتوصف هنا هي عملية زرع معدلة تشمل دمج إعادة ربط الشريان الكبدي (HA) مما يؤدي إلى تحسن ملحوظ في نتائج الزرع. مع متوسط الوقت anhepatic من 12 دقيقة و 14 ثانية، وHA إعادة الاتصال يؤدي إلى ضخ محسنة للكبد المزروع وزيادة في البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل المتلقي من 37.5٪ إلى 88.2٪. ويشمل هذا البروتوكول استخدام الأصفاد المطبوعة ثلاثية الأبعاد وأصحابها لربط الوريد المدخلي و الوريد السفلي الوريدي السفلي. ويمكن تنفيذها لدراسة جوانب متعددة من زرع الكبد، من الاستجابة المناعية والعدوى إلى الجوانب التقنية للعملية. من خلال دمج طريقة بسيطة وعملية لإعادة الاتصال الشرياني باستخدام تقنية الأوعية الدموية الدقيقة ، وهذا البروتوكول OLT الفئران المعدلة يحاكي عن كثب جوانب من زرع الكبد البشري ، وسوف تكون بمثابة نموذج البحوث القيمة ذات الصلة سريريا.

Introduction

ولا يزال العبء العالمي لأمراض الكبد في ازدياد، مع ارتفاع بنسبة 30 في المائة في الوفيات المرتبطة بأمراض الكبد من عام 2005 إلى عام 20131،2. غالبًا ما تكون زراعة الكبد هي الملاذ الوحيد للمرضى الذين يعانون من أمراض الكبد في المرحلة النهائية. الكبد هو ثاني أكثر الأعضاء الصلبة المزروعة في كثير من الأحيان، وعدد عمليات زرع الكبد التي أجريت على الصعيد العالمي بنسبة 7.25٪ من 2015 إلى 20161,2. على الرغم من انتشاره، أصبحت معدلات البقاء على قيد الحياة بعد زرع ركود3،4،5. 15 سنة معدل البقاء على قيد الحياة المريض هو 53٪، ومعدل البقاء على قيد الحياة 20 عاما قد يكون منخفضا كما 21٪3،5. في حين أن هناك مبادرات البيولوجيا المناعية الجديدة المثيرة التي قد تؤدي إلى علاجات جديدة وتحسين النتائج السريرية، لا يوجد حتى الآن نموذج حيواني صغير موثوق به لاختبارها.

وقد استخدمت على نطاق واسع نموذج الجرذان OLT في التحقيق في زراعة الكبد، بما في ذلك الرفض6،,7،,8،,9،,10، التسامح المناعي11، زرع 12- إصابة12، مناعة13، وإصابة شجرة الصفراوية14،15،16،17. ومع ذلك ، فإن عيب النموذج في شكله الحالي هو ارتفاع معدل الاعتلال والوفيات بعد الجراحة18،19. هذا هو العيب الخطير الذي يتعارض مع عملية الإنسان، وأنه يعرض للخطر القدرة على استخلاص استنتاجات ذات الصلة سريريا من نموذج20.

بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تعزى نسبة كبيرة من هذه المراضة إلى عدم وجود أو نقص في إعادة الاتصال الشريان الكبدي (HA)18. على الرغم من أن خطوة حاسمة في زرع الكبد البشري, الصعوبات التقنية تميل إلى تعريض إعادة الاتصال HA في نموذج OLT الفئران. ونتيجة لذلك، القناة الصفراوية (BD) anastomosis ضعيفة ويؤدي إلى معدلات عالية من تسرب الصفراء و BD نخر21. وراء ارتفاع نسبة المضاعفات الصفراوية22, غياب تدفق الشرايين يغير فسيولوجيا الكبد الكسب غير المشروع بعد زرع23, مع نقص الأكسجة في الكسب غير المشروع الكبد المانح24 وتلف الكبد لوحظ في الفصوص الملتهبة19,25,26. الفئران OLT دون إعادة الاتصال الشرياني يميل أيضا إلى تعزيز التليف27. الجرذان OLT البروتوكول الموصوفة أدناه يعالج هذه القضايا من خلال دمج خطوة إعادة الإعمار ها بسيطة مع الفئران التي نشرت سابقا OLT طريقة28, مما أدى إلى الحفاظ على parenchyma الكبد وتحسين معدلات البقاء على قيد الحياة.

زرع الكبد له ثلاث مراحل: (1) استخراج الكسب غير المشروع للكبد من المتبرع، (2) إعداد الكسب غير المشروع الكبد المانح، و (3) استبدال الكبد المتلقي مع الكسب غير المشروع الكبد. يتضمن الإجراء التلاعب بخمسة هياكل تشريحية: الوريد السفلي فوق الوهني (SHVC) ، الوريد البوّالي (PV) ، الوريد السفلي الوريدي السفلي (IHVC) ، الشريان الكبدي (HA) ، والقناة الصفراوية (BD).

OLT في الفئران تم عرضه لأول مرة من قبل لي وآخرون باستخدام اغراس microsuture من SHVC، الكهروضوئية و IHVC، وتقنية سحب من خلال لBD29. تم تحسين هذا النموذج في وقت لاحق من خلال استخدام تقنية اثنين الكفة في 197930. ومنذ ذلك الحين، تم اقتراح العديد من التقنيات البديلة، مع التركيز على معظمها على مرض الاستئصال الوريدي واستخدام تقنية ثنائية الكفة مع بعض التعديلات31. على الرغم من أن ها anastomosis قد وصفت سابقا في نموذج OLT الفئران باستخدام تقنيات مثل microsuture، الكفة، والأكمام داخل الأرصاد26،31،32،33،34، وغالبا ما تتطلب هذه التقنيات مهارات الجرخ المدربة تدريبا عاليا ، وتغيير كبير في فسيولوجيا الفئران ، ويعوقها تجلط و / أو مضاعفات الصفراوية27،35.

وعلاوة على ذلك، فإن اختيار الإجراء الجراحي يمكن أن يؤثر أيضا على الوقت الكبدي (الوقت من لقط PV إلى إعادة ضخ الكسب غير المشروع من خلال الكهروضوئية المعاد تشكيلها)، وهو أمر بالغ الأهمية لنجاح زرع كبد الفئران. على وجه التحديد، ويلاحظ معدلات البقاء على قيد الحياة مع أوقات anhepatic من 15-20 دقيقة36، و 30 دقيقة هو الحد الأعلى للنجاح37،38. ولذلك، فإن الهدف من هذه الطريقة هو تنفيذ أقل الغازية وأكثر سهولة اعتماد فئران جراحية OLT النموذج الذي هو قادر على إعادة الاتصال الشريان الكبدي، وتعزيز ضخ كفاءة الكبد المزروعة، والحفاظ على تدفق إلى القناة الصفراوية المتلقي، والحفاظ على حالة المريض الفسيولوجية.

مفصلة هنا هي جميع الخطوات من هذا البروتوكول المنقحة، بما في ذلك التلاعب في جذع الاضطرابات الهضمية للكبد المانحة، فضلا عن استخدام 1) 1.5 مم الدعامة لأداء اتصال الأكمام خارج البلوم مع المتلقي HA السليم، 2) خياطة تشغيل لإعادة الإعمار SHVC، 3) اثنين من الأصفاد البلاستيكية المطبوعة 3D ل PV وإعادة الإعمار IHVC39،,40،4) إعادة توصيل الأكمام microvascular لH HA18،,27،,41 و 5) وهو سبق وصفها تقنية الدعامات BD28. كما تم تضمين خطوتين إضافيتين: تدفق بارد عبر PV، ونظام مضاد حيوي يستند إلى النتائج السابقة17. هذا البروتوكول OLT الأمثل يقلل من المضاعفات والأمراض في فترة ما حول العملية، ونماذج أكثر عن كثب إجراء العمليات الجراحية المستخدمة في زرع الكبد البشري.

Protocol

وقد أجريت الدراسة وفقا للمبادئ التوجيهية للتعامل مع القوارض والجراحة، وتمت الموافقة على بروتوكول الدراسة من قبل لجنة رعاية الحيوان في الشبكة الصحية الجامعية (UHN AUP # : 5840.3) ويتبع المبادئ التوجيهية للمجلس الكندي لرعاية الحيوان. تستخدم الدراسة ذكور الفئران لويس (سلالة LEW / SsNHsd), 12-14 أسابيع من العمر, وزنها بين 250-300 ز. 1- إعداد المعدات عقد طرف حاد 31 G مع حامل إبرة وخلق حاقن على شكل حرف L حادة عن طريق ثني طرف مرارا وتكرارا ذهابا وإيابا حتى يستقر قبالة تلميح. باستخدام ملف معدني مسطح ، حاد وسلس نهاية حاقن. قطع الوريد المدخل (PV) و الافكاء السفلي السفلية الوريدية (IHVC) الأصفاد من قاعدة 3D المطبوعة مع مشرط (المواد التكميلية 1، المواد التكميلية 2، الشكل 1، الشكل التكميلي 1).ملاحظة: يتم استخدام برنامج تصميم ثلاثي الأبعاد لتصميم الأصفاد وحاملي الأصفاد، والتي يتم طباعتها على طابعة ثلاثية الأبعاد(جدول المواد)باستخدام الراتنج القابل للتكlavable39،40 (مواصفات لجميع المواد المطبوعة ثلاثية الأبعاد المدرجة في المواد التكميلية 1-10). استخدم مشرطًا جديدًا لقطع القسطرة التي 22 G إلى أنبوب مائل من جانبين (3.5 مم في الطول). باستخدام مشرط، بلطف حفر خطوط على سطح القناة الصفراوية (BD) الدعامة (لا تقطع من خلال جدار الأنبوب). هذه النقوش تمنع العلاقات من الانزلاق أثناء الإجراء. استخدم مشرطًا جديدًا لقطع القسطرة 24 G إلى أنبوب مائل من جانب واحد (طول 2.0 مم)، واخلق عدة خدوش على سطح الدعامة الشريانية الجديدة.ملاحظة: منع تضييق أو انسداد من تجويف الدعامة BD عن طريق تجنب تطبيق الضغط على الدعامة. إذا تم تضييق الدعامة أو انسدادها، فإن بقاء المتلقي سيتأثر بانسداد الصفراوية. 2 – عملية المانحين تعيين وسادة الحرارة إلى 37 درجة مئوية ووضعها تحت منصة الجراحية. قم بتشغيل شاشة درجة الحرارة بحيث يمكن رصد درجة حرارة الفئران الأساسية عن طريق مسبار المستقيم. إعداد جهاز التخدير isoflurane.ملاحظة: أثناء الجراحة، مراقبة عمق التخدير عن طريق ملاحظة معدل التنفس، ومعدل ضربات القلب، تلوين الأعضاء / الأغشية المخاطية، ووجود أي ردود فعل سحب دواسة. ترتيب مساحة العمل جراحية مع جميع الأدوات والمواد اللازمة (أي، مقص، ملقط، الشاش، الهيبارين، الواصفات، وسادة القسم الأوسط، نصائح القطن، 4-0 الحرير، 7-0 الحرير، 8-0 غير امتصاص خياطة معقمة، و 10-0 غير امتصاص خياطة أحادية) وضعت مريح في الجانبين من منصة الجراحية. ترتيب محطة العمل مع جميع الحلول، بما في ذلك الحل ringer’s اللاكتات و 300 وحدة دولية من الهيبارين الصوديوم (انظر جدول المواد). وزن الحيوان. تخدير الجرذ المانح عن طريق وضعه في غرفة التخدير مع isoflurane 5٪ ، 5 L / min تدفق الهواء ، و 70 ٪ FiO2 لالتحريض. عندما يفقد الجرذ وعيه، تقليل التخدير إلى 3٪ isoflurane، 0.5 L/min تدفق الهواء، و 70٪ فيو2. تحقق من عدم وجود استجابة دواسة عن طريق قرص إصبع القار. إعداد جلد البطن. باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية، قم بإزالة الفراء من الجانب البطني. مراقبة بانتباه معدل التنفس المانح حتى يبلغ معدل مستقر وعميق. وضع الجرذ المتدلي جراحيا بحيث الجانب البطني تواجه السقف. وضع الأنف في الكاسح التخدير مع 3٪ isoflurane، 0.5 L/min تدفق الهواء، و 70٪ فيو2. إعداد جدار البطن مع بوديوني اليود، والعمل من خط الوسط إلى الخارج، تليها 70٪ الإيثانول. إجراء شق من عملية xiphoid إلى التكافل العانة باستخدام مقص الجراحية ذات الرؤوس المستديرة، ثم تحسين التعرض مع شق عرضية ثنائية. وقف أي نزيف من جدار البطن باستخدام وحدة ثنائية القطب الكهربائية لcautery. بعد شق، وانخفاض الصيانة isoflurane إلى 2٪، 0.5 لتر / دقيقة تدفق الهواء، و 70٪ فيو2.ملاحظة: ضبط مرذاذ متساوي الفلوران لتحقيق معدل التنفس من نفس واحد تقريبا في الثانية وتذكر لتقييم بانتظام عمق التخدير طوال العملية. وضع غرزة الحرير 4-0 في عملية xiphoid واستخدام خياطة لسحب cephalad جدار الصدر. الشريط خيط الحرير إلى أعلى الهيكل الذي يحمل الكاسح التخدير في المكان. عقد تجويف جسم الجرذ المانحة مفتوحة مع 3D المطبوعة الدائن (انظر المواد التكميلية 3) وضعت على جانبي البطن (يتم عقد الداخرات في مكان مع الأربطة المطاطية تعلق على المغناطيس على منصة جراحية).ملاحظة: يمكن أيضا أن تستخدم ملقط البعوض لفهم عملية xiphoid والتراجع عن cephalad. إصلاح ملقط البعوض في مكان باستخدام الشريط. استخدم إسفنجة شاش غير منسججة (4 سم × 4 سم) مبللة بمحلول اللاكتات من Ringer لإحاطة الأمعاء الصغيرة والكبيرة. استخدم إسفنجة شاش صغيرة مبللة وغير منسوجة (2 سم × 4 سم) لتغطية الكبد بلطف. ضع شاشًا صغيرًا منسّفًا تحت القسم الوسطي لرفع البطن وتحسين التعرض للسفاح السفلي فوق الكبدي (SHVC). قطع الرباط falciform. فصل الوريد الحاجز الحاجز الأيسر عن SHVC باستخدام الوَقْل الصغرى. Ligate الوريد الحاجز الحاجز الأيسر مع 7-0 الحرير، والبقاء على مقربة من SHVC.ملاحظة: استخدام صغيرة، الرطب، الإسفنج الشاش غير المنسوجة، خففت مع لاكتات رينجر ووضعها على الكبد، لسحب بلطف الكبد بعيدا عن عملية xiphoid وفضح الوريد الحجاب الحاجز الأيسر. قطع الثلاثي الأيسر والأربطة الكبدية المعدة مع مقص مستدير الرؤوس. فضح الفص caudate عن طريق سحب بعناية إلى الوراء الفصوص اليسرى والوسطى نحو عملية xiphoid باستخدام صغيرة، الرطب، الإسفنج الشاش المنسوجة. حرر الرباط الذي يفصل الفص عن باقي الكبد بمقص مستدير الرؤوس. اقسم وافصل الرباط الكبدي-المريء باستخدام وحدة كهربية ثنائية القطب قريبة من المريء.ملاحظة: قم بتحول الأمعاء الصغيرة والكبيرة بلطف إلى الجانب الأيسر من تجويف البطن وغطّاها بالشاش الرطب غير المنسوج. تشريح الصفاق الرجعي والدهون التي تغطي IHVC. فضح وعزل IHVC وصولا الى الوريد الكلوي الأيسر. إزاحة قليلا IHVC مع مسحة القطن لفضح ثم الكي أي عروق صغيرة دمج في الجانب الأيمن من IHVC، وذلك باستخدام وحدة ثنائية القطب الكهربائية. أيضا الكي أي الأوردة القطنية دمج في IHVC. تقسيم الحق في الغدة الكظرية (الغدة الكظرية) بين اثنين من 7-0 خيوط الحرير، والبقاء على مقربة من IHVC. حرّر الكبد من أربطةه الخلفية عن طريق قطع هذه تحت الجر اللطيف. عزل الوريد الكلوي الأيمن عن الشريان الكلوي الأيمن ومن الأنسجة المجاورة باستخدام الكيوتي بالشرف الدقيق. ختم فتحة الوريد الكلوي الأيمن مع 8-0 غير قابل للامتصاص رباط معقمة. فصل الدهون التي تغطي PV لتحديد موقع الوريد البواسير (الوريد المعد الأيمن) والوريد الزلي في النقاط حيث دمج الكهروضوئية. Ligate هذه الأوردة مع الحرير 7-0، وتعزيز الجانب الأقرب إلى PV مع 8-0 غير قابلة للامتصاص غرزة خياطة معقمة. تقسيم الأوردة بين العلاقات.ملاحظة: فضح PV باستخدام الشاش الصغير الرطب لسحب مرة أخرى الاثنيج. إن إدخال الكفة أسهل إذا انفصلت الدهون عن الفلطاضوئية، مما يمنع أيضاً تضيق الكفة الكهروضوئية. حقن 300 وحدة دولية من الصوديوم الهيبارين في IHVC، مخففة إلى 1 مل من المالحة العادية، وذلك باستخدام حقنة 1 مل (31 غ إبرة). جعل شق 5 مم تحت تشعب BD وإدراج الدعامة BD في BD المشتركة. تأمين الدعامة مع 7-0 ربط الحرير 1 مم فوق الشق. ويمكن إجراء ربطة عنق إضافية تحت الشق، وهو 10 مم تحت التشعب. بمجرد تأمين الدعامة ، وقطع BD بين هذه العلاقات اثنين. لا تقص أبداً الشريان الكبدي (HA) أو الشريان الكبدي المناسب. ضع غرزة خياطة جراحية معقم 10-0 غير قابلة للامتصاص في وضع الساعة 3 في BD عند الشق كعلامة لمنع التواء بعد إعادة الاتصال. كشف HA المناسبة وتقسيم الشريان المعدية (GDA) بين اثنين من 7-0 خيوط الحرير. كشف الشريان الأيسر في المعدة، والشريان الزلي، والجذع البطني. ربط الشرايين الثلاثة على حد سواء distally وقريبة من الاقلاع. قطع الشريان الأيسر في المعدة، والشريان الزلي، والجذع البطني بين ربطات عنق الشريان. حقن ببطء 20 مل من الباردة (4 درجة مئوية) محلول اللاكتات رينجر في PV، وذلك باستخدام حقنة 20 مل مع إبرة 21.5 G. قطع فينا كافا تحت النقطة التي يندمج فيها الوريد الكلوي الأيسر مع IHVC للسماح تدفق التدفق.ملاحظة: يجب أن تبقى الإبرة قدر الإمكان من الهروم. وينبغي أن تدمُّر الكبد البارد المُتبرع ما بين 1-2 دقيقة. أثناء غسل الكبد، استخدم اليد الأخرى لبخ لاكتات رينجر الباردة على سطح الكبد. قطع جذع PV تحت الوريد الزلي بعد تدفق. قطع IHVC فقط فوق الوريد الكلوي الأيسر. قطع SHVC مباشرة المجاورة لغشاء الحجاب الحاجز. قطع الأربطة والأنسجة الضامة بين الكبد وperperitoneum.ملاحظة: تأكد من وجود أطوال كافية من جدران SHVC الأمامية والخلفية لتسهيل أنستموميسيس القذكي العلوي. ومن الأهمية بمكان لقطع مباشرة المتاخمة للغشاء الحاجز للاحتفاظ بطول أكبر قدر ممكن. بعد إزالة الكبد من البطن، بسرعة وضعه في طبق مملوءة بحل لاكتات 4 °C Ringer. ضع الطبق على قمة وسادة ثلج للحفاظ على درجة حرارة باردة. تخلص من بقايا الجرذ المانح، باتباع المبادئ التوجيهية المؤسسية. 3- إعداد كبد الفئران المانح (“المقعد الخلفي”) ملء طبق بيتري الباردة مع حجم كاف من 4 ° C الحل اللاكتات في رينجر لغمر كبد الفئران المانحة. تدوير بعناية الكبد المانحة العائمة في الطبق بعناية بحيث يواجه السطح السفلي إلى أعلى. وضع الأصفاد ل PV و IHVC(المواد التكميلية 1 والمواد التكميلية 2، على التوالي) في الطبق. سحب PV من خلال الكفة الكهروضوئية وأضعاف نهاية الوريد على الكفة. ربط الكهروضوئية بأمان حول الكفة باستخدام 7-0 الحرير. قم بتدفق الفلطاضوئية مع 10 مل من محلول لاكتات 4 °C Ringer. كرر الخطوة 3.2 مع IHVC بدون تدفق. إزالة الأنسجة الدهنية حول جذع الاضطرابات الهضمية. شكل أكبر كفة الأكمام الشريانية عن طريق قطع فتح تشعب الجذع الاضطرابات الهضمية، والشريان الزلي، والشريان الأيسر في المعدة (الشكل 2أ).ملاحظة: من الصعب إدخال الدعامة الشريانية في الـ HA الشائعة. تمدد الشريان وستقيمه مع ملقط عدة مرات قبل إدراج الدعامة. تأكد من أن شطبة من الدعامات يواجه إلى أعلى وأن الشريان غير ملتوية (الشكل 2B). وضع 1.5 مم طول 24 G الدعامة الشريانية في هه المشتركة المانحة عبر الكفة الشريانية. تأمين الدعامة مع 8-0 رابطة البولي بروبلين (الشكل 2C) و تدفق الدعامة مع حل اللاكتات من Ringer (الشكل 2D). ضع المشبك الصغير (4-6 مم في الطول) على IHVC القريب ، والذي يهدف إلى منع فقدان الدم بعد إعادة ضخ البوابة وتجنب انسداد الهواء. تدوير الكبد وفضح الجانب متفوقة. إدراج اثنين 8-0 البولي بروبلين تاغر نقطة الغرز على الحواف الجانبي ووسيلي من SHVC. الحفاظ على الكبد عند 4 درجة مئوية حتى تكون جاهزة للزرع في المتبرع. 4. عملية المتلقي راجع قسم عملية المانحين أعلاه وكرر الخطوات 2.1-2.4.ملاحظة: تستخدم الفئران لويس الذكور الذين تتراوح أعمارهم بين 12-14 أسبوعا من العمر هنا، وزنها 5-20 غرام أثقل من الجهات المانحة. خلال الجراحة ، مراقبة عمق التخدير من خلال الإشارة إلى معدل التنفس ، ومعدل ضربات القلب ، وتلوين الأعضاء / الأغشية المخاطية ، ووجود أي ردود فعل سحب دواسة. وضع الفئران رايات جراحيا مع الجانب البطني التي تواجه صعودا. وضع الأنف في الكاسح التخدير لاستنشاق ايزوفلوران. ترطيب العينين مع مواد التشحيم opthalamic. إعداد جدار البطن مع بروفيدون اليود أولا، ثم مع 70٪ الإيثانول. حقن 5 مل من الحل اللاكتات Ringer تحت الجلد على كلا الجانبين السفلي من جدار البطن البطني. استخدام مساعد جراحي مساعد لحقن 0.5 مل من 200 ملغ / كغ piperacillin الصوديوم العضلي داخل جدار البطن الأيسر قبل البطن. وبالإضافة إلى ذلك، إدارة 0.5 مل من 10 ملغ/ مل bupivacaine تحت الجلد في جدار البطن الأيمن.ملاحظة: إدارة نفس الجرعة من الصوديوم piperacillin 1x / يوم لمدة 3 أيام بعد العملية. تحضير جدار البطن مرة أخرى مع توفير اليود أولا ثم مع الإيثانول 70٪. جعل شق خط الوسط من xiphoid القص إلى 1 سم فوق التكافل العانة. انخفاض ايزوفلوران إلى 2٪، 0.5 لتر / دقيقة تدفق الهواء، وFiO2 70٪ للحفاظ على التخدير بعد إجراء شق.ملاحظة: يمكن استخدام ملقط البعوض لفهم عملية xiphoid والتراجع عن cephalad. إصلاح ملقط البعوض في مكان باستخدام الشريط. يتم الاحتفاظ تجويف الجسم مفتوحة من قبل 3D المطبوعة الداخر (انظر المواد التكميلية 3) على كلا الجانبين مع عصابات مطاطية عقدت مغناطيسيا إلى منصة الجراحية. لف الأمعاء الصغيرة والكبيرة مع إسفنجة شاش مبللة وغير منسوجة (4 سم × 4 سم) مبللة بمحلول اللاكتات من Ringer. استخدام صغيرة (2 سم × 4 سم)، الرطب، الإسفنج الشاش غير المنسوجة مبللة مع محلول اللاكتات رينجر لتغطية الكبد بلطف. وضع لوحة دعم صغيرة مطبوعة ثلاثية الأبعاد (حامل الظهر؛ انظر المواد التكميلية 4) تحت القسم الوسطي للفئران لزيادة التعرض للSHVC عن طريق ثني الدوران. ويمكن إجراء ذلك بأمان في الفئران ويتم تنفيذه من قبل مساعد جراح. قطع الرباط falciform واستخدام صغيرة، الرطب الإسفنج الشاش غير المنسوجة لسحب بلطف الكبد بعيدا عملية xiphoid وفضح الوريد الحجاب الحاجز الأيسر. فصل الوريد الحاجز الحاجز الأيسر عن SHVC باستخدام الوَقْل الصغرى. Ligate الوريد الحاجز الحاجز الأيسر مع 7-0 الحرير على مقربة من الحجاب الحاجز. قطع الثلاثي الأيسر والأربطة الكبدية المعدة مع مقص مستدير الرؤوس. سحب فصوص اليسار والوسط بدقة نحو عملية xiphoid مع إسفنج شاش صغير الرطب غير المنسوجة للكشف عن الفص caudate. قطع الرباط الذي يفصل الفص caudate من بقية الكبد. تقسيم الرباط المريء الكبدي وتخثر أي نقاط النزيف مع وحدة ثنائية القطب electrosurgical, البقاء على مقربة من الكبد. قطع الأربطة في الجانب الخلفي للكبد. سحب الأمعاء الصغيرة والكبيرة بعناية إلى الجانب الأيسر من تجويف البطن وتغطيتها بالشاش الرطب وغير المنسوجة. تشريح الصفاق الرجعي والدهون على IHVC لفضح وعزل IHVC وصولا الى الوريد الكلوي الأيمن. إزاحة قليلا IHVC مع مسحة القطن وتكويد أي عروق صغيرة دمج في الجانب الأيمن من IHVC، وذلك باستخدام وحدة ثنائية القطب electrosurgical. وبالمثل، الكي أي الأوردة القطنية دخول IHVC. تقسيم الحق فوق الغدة الكظرية (الغدة الكظرية) بين اثنين من 7-0 خيوط الحرير. حرّر الكبد من أربطةه الخلفية عن طريق قطعها تحت جر لطيف. استخدام صغيرة، الشاش الرطب مبللة مع محلول اللاكتات رينجر لسحب الاثنيج وفضح الكهروضوئية. فصل الدهون من تشعب من الوريد الكهروضوئية والوريد البوارج. قم بتقسيم BD 0.5 سم تحت تشعبه السفلي وأدخل دعامة BD في BD المشترك. قم بتأمين الدعامة في وضعية مع ربط 7-0 حوالي 0.2 مم تحت الشق. يمكن وضع ربطة عنق إضافية فوق الشق ، بالقرب من التشعب. قطع BD قريبة من الكبد ولكن قفر إلى التعادل. فصل BD مع ملقط وتجنب قص BD أو HA المناسبة. ضع غرزة أحادية الليفية غير قابلة للامتصاص 10-0 (مثل الإيثيلون) في موضع الساعة 3 في BD كعلامة لمنع التواء بعد إعادة الاتصال. فضح HA المناسبة وتشعب من ها المشتركة وGDA. كشف ها اليسار، ها الأوسط، والحق ها. ربط الشرايين الثلاثة تَقطيع إلى التشعب CHA وقطع الشرايين القريبة من الكبد، فوق العلاقات. وضع قطعة رقيقة طويلة من الشاش وراء SHVC. وضع حامل IHVC المطبوعة 3D أو “مقبض” (كافا 150g 2.1؛ انظر المواد التكميلية 5) خلف IHVC، وخياطة نهايات “مقبض” المطبوعة 3D معا باستخدام 10-0 غير امتصاص خياطة أحادية المدى(الشكل 3A). وضع حامل PV المطبوعة 3D أو “مقبض” (بورتا 1.4.1-see المواد التكميلية 6) خلف PV، أدنى مباشرة من الكبد، وخياطة نهايات “مقبض” المطبوعة 3D معا باستخدام 10-0 غير امتصاص خياطة أحادية. ربط فضفاضة 7-0 ربط الحرير أدناه كل من أصحاب 3D المطبوعة (IHVC و PV) (الشكل 3A). المشبك IHVC فقط فوق الوريد الكلوي الأيمن، والتي ينبغي أن تكون لا تزال أقل من حامل 3D المطبوعة كافال. المشبك PV فوق الوريد البواقل، والتي ينبغي أن تكون تحت حامل PV المطبوعة 3D. تسجيل الوقت anhepatic، الذي يبدأ عند هذه النقطة. انخفاض إلى 0.5٪ isoflurane، 0.5 L/min تدفق الهواء، و 70٪ فيو2 للحفاظ على التخدير. اغسل 2 مل من 37 درجة مئوية حل لاكتات رينجر عن طريق تشعب من PV باستخدام حقنة 3 مل مع إبرة 27 G المرفقة. المشبك SHVC فوق الكبد مع المشبك Kitzmiller. قطع تحت نفس المشبك, البقاء على مقربة من الكبد قدر الإمكان. قطع فوق أصحاب 3D المطبوعة لكل من PV و IHVC (الشكل 3A). إزالة كبد المستلم. توجيه بعناية الكبد المانحة ووضعها في تجويف الجسم المتلقي في مثل هذه الطريقة التي يمكن إنشاء osistomosis الظهر العلوي. استخدام 8-0 البولي بروبلين تشغيل خياطة للانضمام SHVC المانح مع SHVC المتلقي بالقرب من الحجاب الحاجز. أولا، مكان خياطة الإقامة من 8-0 البولي بروبلين إلى الجوانب اليسرى واليسرى للمتبرع والمتلقي SHVC. ثم، ربط هذه أسفل على السطح الخارجي للجدار الوريد. استخدام اليسار 8-0 البولي بروبلين لخياطة الجدار الخلفي من SHVC من اليسار إلى اليمين وربطة عنق إلى اليمين 8-0 روبلين. استخدام اليسار 8-0 البولي بروبلين لخياطة الجدار الأمامي من anastomosis SHVC من اليسار إلى اليمين، وترك الثلثين الأخيرين من خط خياطة فضفاضة. تدفق باستخدام 20 مل من اللاكتات رينجر في ما بين غرز فضفاضة مع التأكد من استخراج أي فقاعات الهواء. شد غرز فضفاضة وجعل التعادل على السطح الخارجي للSHVC. قطع المتبقية 8-0 خياطة البولي بروبلين.ملاحظة: مقطع يحمل SHVC المستلم في مكان، مما يجعل من السهل لخياطة المانحة والمتلقي SHVC معا. تسجيل مدة تنام الاستئصال SHVC. عند هذه النقطة، يتم إرفاق مقابض بورتا إلى الجهاز ذراع حامل (حامل الذراع مكجيل + حامل الذراع مصغرة LAB + حامل الذراع الجزء لينة 1.3؛ انظر المواد التكميلية 7، المواد التكميلية 8،والمواد التكميلية 9،على التوالي)، أدنى مباشرة من الكبد. ويدعم هذا الجهاز من قبل قاعدة حامل مطبوعة ثلاثية الأبعاد (قاعدة حامل 3.1؛ انظر المواد التكميلية 10). إدراج الكفة الكهروضوئية(المواد التكميلية 1) من المتبرع إلى PV المتلقي وتشديد التعادل الحرير 7-0. دافق PV من المانح والمتلقي مع الحل ringer اللاكتات ارتفعت درجة حرارة إلى 37 درجة مئوية قبل الاتصال. إزالة المشبك الاتراوماتيك من SHVC (الأولى)، ثم مقطع microvascular ل الكهروضوئية (الثانية). إعادة اثقب الكبد بالدم الدافئ; عند هذه النقطة، انتهت وقت المرحلة anhepatic. سجل هذه المرة. صب 10 مل من محلول اللاكتات Ringer الدافئة على قمة الكبد لتدفئة. إزالة أصحاب 3D المطبوعة مع مقص مستدير الرؤوس (قطع غرزة تأمين). أدخل الكفة IHVC المانحة(المواد التكميلية 2)في IHVC المتلقي وآمن مع ربطة عنق حريري 7-0. إزالة مقطع IHVC المانحة أولاً، ثم مقطع المستلم (الشكل 3B). يتم إرفاق الكافا إلى الجهاز حامل وقاعدة حامل كما هو موضح أعلاه، إزالة أصحاب الطابعة 3D (بورتا والكافا) مع مقص ذات الرؤوس المستديرة (قطع غرزة تأمين؛ الشكل 3C)، مما أدى إلى IHVC متصلة (الشكل 3D). فحص بعناية المنطقة المحيطة بالكبد لأي نزيف. غرس 3 مل من 37 درجة مئوية حل اللاكتات في داخل تجويف الجسم. مرض الاستئصال الشرياني: قطع جزء من جذع الاضطرابات الهضمية من المتبرع الذي يمتد إلى ما وراء الدعامة. المشبك ها المتلقي المناسبة وقطع ربطة العنق في نهاية المطاف. قطع أي نسيج إضافي يحيط بالسفينة (الشكل 4أ). مع حل لاكتات رينجر، تدفق التجويف من كل من المانحة والمتلقية السفينة ينتهي. سحب المتلقي HA السليم في كم من الدعامة ها المانحة لإنجاز anastomosis HA. ضع 10-0 الإيثيليون من خلال الجانب الأيسر من ه (المانحة)، 2.5 مم فوق الفوهة القزحية من الدعامة (من الخارج إلى الداخل)، ثم من خلال نهاية الدعامة، مع 10-0 ethilon (4 سم طول) تسترشد بإبرة منحنية(الشكل 4B). قم بـتصحيح 0.5 مم من نوع HA للمتلقي تحت فتحة الوعاء، ووضع الغرزة أولاً (من الداخل إلى الخارج) إلى الجانب الأيسر من الوعاء، ثم (من الخارج إلى الداخل) إلى الجانب الأيمن من الشريان. ضع الغرزة من خلال الجدار الأيمن للـ HA (المانح) من الداخل إلى الخارج ، على مسافة من فتحة الدعامات المتطابقة مع الغرزة الأصلية. سحب ما يصل على طرفي 10-0 monofilament غير قابلة للامتصاص، والتي سوف تنزلق المتلقي HA السليم حتى وإلى الدعامة HA(الشكل 4C).ملاحظة: مراقبة لضخ الدم. أحد الخيارات هو خفض GDA المانحة للتأكد من أن الدم يضخ من خلال مرض الاستئصال. تأكد من إعادة ربط الشريان قبل الانتقال إلى الخطوة التالية من الإجراء إذا تم قطع GDA. التعادل 10-0 monofilament غير قابلة للامتصاص مع نفسها، على المانحة HA(الشكل 4دال). اكتمل الانمصال الشرياني الان استووميوس الصفراوية: وضع التعادل فضفاضة حول BD المتلقي والدعامات(الشكل 5A),ثم إزالة الدعامة BD. مسح BD من كل من المستلم والمتبرع قبل اكتمال الاتصال الصفراوية. أدخل دعامة BD للمتبرع في القناة الصفراوية للمستلم (الشكل 5B) وشد ربطة العنق التي كانت موضوعة في السابق حول المتلقي BD (الشكل 5C). إعادة الأمعاء إلى تجويف الجسم. غرس 2 مل من 37 درجة مئوية الحل اللاكتات في تجويف لطرده. نقع بعض من الحل مع الشاش. تأكد من أن الأمعاء هي العودة في وضعها الأصلي قبل خياطة حتى الصفاق الجداري والجلد مع 5-0 monocryl. إغلاق شق في طبقتين مع 5-0 monocryl. حقن 0.5 مل من 0.5٪ bupivacain حول الصفاق الجداري مخيط وكرر هذا مرة واحدة يتم مخيط الجلد معا. تخبط بلطف الجرذ المتلقي في منشفة ورقية عند نقلها إلى القفص. السماح للحيوانات حرية الوصول إلى الماء والغذاء من وقت الصحوة. الحفاظ على بطانية المياه الدافئة المتداولة تحت نصف القفص لمدة 24-38 ساعة. تم تعيين فأر واحد إلى قفص واحد خلال فترة ما بعد الجراحة مباشرة. 5- الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية نقع الكريات الغذائية في الماء ووضعها في طبق بيتري على أرضية القفص. مراقبة معدل ضربات القلب، ومعدل التنفس، ولون الجلد من الفئران. إدارة piperacillin في الأيام بعد العملية 1 و 2 و 3. إدارة buprenorphine تحت الجلد ورصد أي علامات الألم مثل أي تغييرات سلوكية، الخمول، الفراء ungroomed، والاكتئاب، والتشويه، أو فقدان الشهية لأول 72 ح.ملاحظة: يتم تقييم الألم على الأقل 2x يومياً لمدة 3 أيام بعد الزرع، ثم 1x يومياً على الأقل.

Representative Results

أثناء إنشاء نموذج OLT الفئران 11 1 فئران غير ها باستخدام بروتوكول28الموصوف سابقًا ، لاحظ فريقنا معدلات بقاء 50٪ و 37.5٪ في 21 يومًا و 60 يومًا بعد العملية ، على التوالي. على الرغم من أن معدلات عالية من البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل دون ه قد تم الإبلاغ عن anastomosis من قبل بعض المجموعات28, هذه النتائج المبكرة تسليط الضوء على عيوب عدم وجود تدفق الشرايين. وعلى النقيض من ذلك، فإن إجراء إعادة الاتصال الأمثل من الها زاد بشكل كبير من البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل من 37.5٪ إلى 88.2٪ (p = 0.015) (الشكل 6). تحليل النسيج من مجموعة فرعية تمثيلية من الحيوانات المزروعة دون إعادة الاتصال HA (في أيام 6 و 13 بعد العملية) أظهرت علامات إصابة الكبد نقص الأكسجة مع نخر ه (الشكل 7). ارتبط نخر الكبد واسعة النطاق مع مستويات مرتفعة للغاية من أميناترانفيراز ألانين (ALT) وaspartate aminotransferase (AST) في هذه الحيوانات(الشكل 7). في المقابل، الفئران المزروعة مع إعادة الاتصال HA أظهرت أي علامات على إصابة الكبد، وكشف تحليل النسيجية بنية الكبد البارينشيما طبيعية مع acini المنظمة، والفص (على سبيل المثال، الوريد المركزي وبوابة ثالوث مع الوريد الكبدي)، والشرايين، والقناة الصفراوية(الشكل 7). وعلى الرغم من أن متوسط الوقت الواهي على مدى 23 عملية منفصلة كان مقبولاً (12 دقيقة و14 s [± 78 s])، إلا أنه لا يزال من الممكن أن البقاء في نموذج إعادة الاتصال غير HA يمكن تحسينه في نهاية المطاف مع زيادة الممارسة. ومع ذلك ، تجدر الإشارة إلى أن ثلاثة من الحيوانات الأربعة المزروعة دون إعادة توصيل HA (والتي كانت تتبع للبقاء على قيد الحياة على المدى الطويل) تم قتلها بسبب الضيق في الأيام 56 و 96 و 111 بعد العملية. بالإضافة إلى ذلك، كشف التحليل النسيجي للكبد عن تغيرات تفاعلية بعد إصابة الكبد المهووسة بما في ذلك انتشار القناة الصفراوية الملحوظة، والتليف البيربورتالي والالتهاب، وتسمية الكبد المشوهة(الشكل التكميلي 2). وجود ملامح مورفولوجية من إصابة الكبد نقص الأكسجة تؤكد النتائج التي إعادة الاتصال HA مهم لضخ الكبد كفاءة والوظائف العادية. الشكل 1: التمثيل التخطيطي لتصميم الكفة المطبوعة ثلاثية الأبعاد للوريد المدخلي و الوريد السفلي السفلي الوريدي الوريدي. يتم شد ربطة العنق الأولى في الأخدود (الثاني) الأقرب إلى المقبض (الثالث)، ويتم شد التعادل الثاني في الأخدود (i) الأبعد عن المقبض. أما القطر الخارجي فهي (4) 2.38 مم للوريد المدخلي (PV) و2.15 مم لفرهيدباغية الوريد السفلية (IHVC). أما القطران الداخليان فتكونان (v) 1.74 مم بالنسبة لـ PV و1.38 مم بالنسبة للـ IHVC. أطوال هي (6) 2.60 ملم ل PV و 2.15 ملم لـ IHVC (يمكن العثور على المواصفات الدقيقة لجميع المواد المطبوعة ثلاثية الأبعاد في المواد التكميلية). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 2: الشريان الكبدي الدعامة الإدراج في الكسب غير المشروع. (أ) يتم توسيع النهاية الافتتاحية للشنع الاضطرابات الهضمية (i) عن طريق قطع الشريان الزبليني إلى الشريان المعد الأيسر ، مما يعرض تشعب الـ HA المشترك. ‘2’ ربط الدعامة BD قبل استخراج كبد الفئران المتبرع. ‘3’ تُدرج الكفة الكهروضوئية و (4) كفة IHVC وتُربط عن طريق طي أطراف الأوعية فوق الكفة. (B)(ط) لإدراج الدعامة HA، يتم تمديد HA المشتركة المكشوفة عدة مرات مع ملقط. (C)(ط) يتم وضع الدعامة HA بشكل آمن في HA المشتركة وتعادل مع 8-0 برولين. (D)(i) يتم مسح الدعامة ها مع (2) حل اللاكتات Ringer (BD = القناة الصفراوية، IHVC = الوريد السفلي الوريدي السفلي، HA = الشريان الكبدي). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 3: اتصال الوريد السفلي الوريدي السفلي باستخدام حامل مطبوع 3D. (A) يتم توصيل (i) PV باستخدام نفس تقنية اتصال IHVC. الكسب غير المشروع هو (2) فرضت فوق (3) IHVC الكفة. فتح IHVC المتلقي هو (4) خياطة على جانبي الفتحة إلى حامل مطبوع ثلاثي الأبعاد لإبقائه مفتوحًا. وتعادل فضفاضة (v) 7-0 الحرير حول المتلقي IHVC. (ب) يتم إدراج الكفة من الطعم غير المشروع IHVC (i) داخل IHVC المتلقي. التعادل الفضفاض أصبح الآن مُحكماً (C) تتم إزالة المشبك ، و (i) يتم فصل حامل المطبوعة ثلاثية الأبعاد مع مقص. (D) يتم ربط حرير إضافي (i) 7-0 حول الاتصال إن لم يكن آمنًا ، ولكن عادةً ما يكون التعادل واحدًا كافيًا (PV = Vein portal ، IHVC = الوريد السفلي الوريدي السفلي). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 4: اتصال الأكمام الدقيقة الوعائية للشريان الكبدي. (أ) (i) الدعامة BD غير متصلة بالمستلم. ‘2’ توضع دعامة الـ HA في الكسب غير المشروع، الذي يرتبط بـ (4) الـ HA المناسبة للمتلقي. ‘3’ تكون الطاقة الكهروضوئية متصلة. (B) 10-0 ethilon مع (ط) يتم رسم إبرة منحنية من خلال الدعامة HA إلى جانبي الطرف فتح HA المتلقي. (C) يتم سحب ethilon 10-0 مرة أخرى من خلال الدعامة HA؛ لذلك ، يتم سحب HA المناسبة للمستلم من خلال الدعامة مثل الأكمام. (D)(ط) يتم التعادل مع 10-0 ethilon مرة واحدة يتم سحب HA المتلقي السليم في الدعامة إلى الجزء الذي يعمل لأول مرة من خلال الدعامة HA. (E) هو موضح هنا هو مخطط من anastomosis HA الموصوفة في (B)، (C) ، و (D) (BD = القناة الصفراوية ، HA = الشريان الكبدي ، PV = الوريد المدخلي). * يتم توسيع نهاية افتتاح الجذع الاضطرابات الهضمية عن طريق قطع الشريان الزلي إلى الشريان المعدي الأيسر. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 5: اتصال القناة الصفراوية باستخدام اثنين من الدعامات. (أ)(ط) يتم إدراج دعامات BD Graft في BD المتلقي بمساعدة (ii) الدعامات المربوطة بشكل فضفاض عند افتتاح BD الخاص بالمستلم. (3) ترتبط PV قبل اتصال BD، الذي يقع خلف BD. (B)تتم إزالة الدعامة في نهاية BD الخاص بالمستلم واستخدامها كفتحة موسعة لـ (i) إدراج دعامة BD المربوطة بالكسب غير المشروع. (C) يتم الآن استخدام ربطة العنق التي تضمن بشكل فضفاض دعامات المتلقي لربط الاتصال ، و (ط) آخر 7-0 الحرير يستخدم للحفاظ بحزم على الدعامة في مكان لتجنب الانزلاق أو التواء من الدعامة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 6: نسبة الزرع في البقاء على قيد الحياة. زرع كبد الفئران العظام دون إعادة توصيل HA (n = 8) ومع إعادة الاتصال HA (n = 17). تتم متابعة الحيوانات عن كثب بعد زرع لعلامات فشل الكبد و / أو العدوى لمدة 60 يوما على الأقل. الفئران التي لم تظهر أي مضاعفات بعد الجراحة اعتبرت الناجين (* ع = 0.015، كما حسبت تقدير كابلان ماير [اختبار الرتبة الطويلة]). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 7: التقييم الهستوولوجي للكبد. ممثل الهيماتوكسيلين والأيوسين الملون أقسام في الحيوانات (A) بدون و (B) مع إعادة الاتصال الشريان الكبدي (HA) في أيام 6 و 13 بعد زرع الكبد (LTx). (C) الكبد العادي parenchyma تظهر البوابة ثالوث (الوريد المدخل, الشريان, والقناة الصفراوية), الفصيصات بما في ذلك الوريد المركزي, و acini. خلايا الكبد بجوار ثالوث المدخل هي منطقة 1 خلايا الكبد; خلايا الكبد بجوار الوريد المركزي داخل الفص هي المنطقة 3 خلايا الكبد؛ و هي خلايا الكبد بين المناطق 1 و 3 هي منطقة 2 خلايا الكبد (ALT = ألانين أمينوترانترفيراز، AST = أمينباترينفيراز الأسبارتات، CV = الوريد المركزي). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل التكميلي 1: أبعاد الدعامة والكفة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل التكميلي 2: التقييم الهستوولوجي للكبد يظهر اضطراباً في الورم الكبدي. ممثل الهيماتوكسيلين والأيوسين الملون في أقسام الحيوانات دون إعادة الاتصال HA في أيام 54 و 96 و 111 بعد LTx. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. المواد التكميلية 1: بورتا الكفة 200g – دعم 2.0. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 2: كافا الكفة 200g – دعم 2.0. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 3: 200g ناص الكبد. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 4: حامل الظهر – 1.2. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 5: كافا 150g – 2.1. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 6: بورتا 1.4.1. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 7: حامل الذراع McGil. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 8: حامل الذراع المصغرة LAB. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). مادة تكميلية 9: حامل وذراع الجزء لينة 1.3. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل). المواد التكميلية 10: قاعدة حامل – 3.1. الرجاء الضغط هنا لعرض هذا الملف (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل).

Discussion

نماذج زراعة الكبد الحيوانية الصغيرة مهمة لفهم مناعة الزراعة وتحديد الاستراتيجيات العلاجية الجديدة32. نموذج زراعة الكبد الحيوانية الصغيرة المثالية يكرر جميع خطوات الإجراء البشري، بما في ذلك التهاب الأوعية الشريانية. يمكن أن يكون تحديا لتفسير النتائج من نموذج OLT الفئران، كما أن معظم الإصدارات لا تتضمن خطوة هات الانتمائي، مما يؤدي إلى ارتفاع معدلات المضاعفات والمراضة42. وقد استخدمت بعض إجراءات إعادة الإعمار الشريان الكلوي، الأمر الذي يتطلب إزالة الكلى27. هذا البروتوكول يتجنب إزالة الأعضاء ، لأنها تتجاوز ما يحدث في الإجراء البشري.

يمكن أيضا أن تتم إعادة بناء الشرايين عن طريق التلاعب في الشريان الأورطي الفئران31. ومع ذلك، تتطلب هذه الطرق تشريح وقط واسعة النطاق من الشريان الأورطي. إذا طال وقت المشبك ، فسيكون لدى الجرذ المتلقي نتائج سيئة تتعلق بـ ischemia43. في البشر، تقنية جراحية LT ينطوي على ربط وتقسيم الشريان المعدية المعوية المتلقي (GDA). ومع ذلك، فإن السمات الفسيولوجية والتشريحية للقوارض تجعل الزرع باستخدام هذه التقنية أكثر صعوبة من الناحية الفسيولوجية وقد يؤدي إلى مضاعفات (أي نخر البنكرياس والقناة الصفراوية35 وتسرب الصفراء44). ويهدف إعادة الاتصال الشرياني في هذا البروتوكول إلى التحايل على هذا التحدي، والحفاظ على تدفق الدم في القناة، وتحسين نتائج المتلقي.

وقد وصفت استخدام الأكمام وتقنية الدعامات لإعادة بناء ها الفئران سابقا27. في هذه التقنية، يتم استخدام الدعامة كدليل، ويتم إعادة بناء الشريان من جذع الاضطرابات الهضمية المانحة إلى ها المشترك المتلقي. ثم يتم تشريح ها المشترك المتلقي بها، ويتم ربط المتلقي GDA قبالة27. ونتيجة لذلك، قد يتعرض مصدر الدم إلى الجزء السفلي من BD المتلقي ورئيس البنكرياس للخطر. ويعتقد أن التداول الجانبية إلى هذه المنطقة غالبا ما يوفر تدفق الدم غير كافية إلى القناة الصفراوية. على سبيل المثال، هذا البروتوكول اختبار المشابك المتلقي GDA أولاً مع مقطع microvascular، ثم يقسم BD المتلقي. مع GDA فرضت، BD مقسمة لا تنزف. بعد إزالة المشبك GDA, ويلاحظ نزيف سريع من BD. هذا البروتوكول، الذي يحافظ على تدفق جيد إلى القناة الصفراوية المتلقي مقسمة، يحمي فسيولوجيا أنسجة الكبد المتلقي من خلال توفير كافية كبد الدم الضخ ومنع إصابة الكبد نقص الأكسجين ما بعد OLT.

على الجانب المانح، يتم إدراج الدعامة ها في جذع الاضطرابات الهضمية أثناء إعداد الكسب غير المشروع بكل سهولة عن طريق إنشاء التصحيح من جذع الاضطرابات الهضمية، الشريان المعدي الأيسر، والشريان الزلي. يمكن إدراج الدعامة من خلال الفتحة الواسعة ، وهي أقل صعوبة من محاولة إدخال الدعامة في جذع الاضطرابات الهضمية وحدها. وقد تبين أن 24 G هو الحجم المثالي لاستخدامها في الدعامة HA. يجب أن يكون طول الدعامة 1.0-1.5 ملم، لأنه يعمل بمثابة بوابة مفتوحة للسماح للمستلم HA المناسبة ليتم سحبها بسهولة إلى HA المشترك للمانحين. مع الاهتمام الدقيق حيث يتم وضع خياطة الإثين 10-0 ، فإن الدم المتدفق من خلال هذا الاتصال لن يمس الدعامة مباشرة ، وسوف يحميه HA المناسب للمتلقي من الداخل ، مما يقلل من خطر حدوث مضاعفات. الأهم من ذلك، لا يتم فرض HA المانحة من أجل تجنب vasospasm. يتم تقييم نجاح إعادة بناء الشرايين عن طريق ترك المانحة GDA مفتوحة. نتائج استومومي ناجحة في تدفق الدم جيدة من GDA المانحة بمجرد الانتهاء من إعادة الإعمار.

في هذا البروتوكول، مشابهة للآخرين، إعادة الاتصال SHVC هو أبطأ خطوة و أخيراً يفرض مدة المرحلة anhepatic. كما يزيد من مدة الوقت anhepatic، وإصابة نقص تروية خطر والخلل الكبد يزيد45. عنصر آخر حاسم من نماذج الفئران OLT هو أحجام الكسب غير المشروع والدعامات والأصفاد. إذا كان الكسب غير المشروع صغير جدا، قد تطور الكسب غير المشروع أو الوجه، وعرقلة اتصالات الأوعية الدموية. قد يتطلب حجم الدعامات والأصفاد تعديلات وفقا للعمر والجنس والوزن والضغط من الفئران. تم اختيار حجم الأصفاد المستخدمة هنا كما سبق وصفها28، وتم استخدام حجم واحد للصفة التي تسيطر عليها لحجم الفئران. لم تكن هناك أي علامات على الضائقة أو المضاعفات (أي احتقان الكبد، وذمة، استسقاء، أو splenomegaly) خلال فترة المتابعة (حتى الآن: متوسط = 133 يوما بعد العملية، الحد الأدنى = 115 يوما بعد العملية، الحد الأقصى = 161 يوما بعد العملية). وهناك ما يبرر إجراء دراسات أخرى لتحديد الحجم المناسب لـ PV و IHVC لمختلف سلالات الفئران التي تمثل العمر والجنس.

يستخدم هذا البروتوكول OLT الفئران المعدلة الأصفاد المطبوعة 3D ل PV و IHVC، كما هو موضح سابقا39،40. وتشمل الطرق الحالية لربط PV و IHVC تقنية microsuture32، وتقنية الكفة46، وتقنية جبيرة47microsuture مؤقت. تم اختيار تقنية الكفة المطبوعة ثلاثية الأبعاد ، لأنها تسمح بتوحيد حجم الكفة وفقًا لسلالة الفئران وسهلة التحضير والاستخدام. يمكن طباعة كميات كبيرة من الأصفاد ذات الأبعاد نفسها في وقت واحد. السطح الخارجي للكمة اثنين من الأخاصر للمساعدة في تأمين العلاقات ومنع الانزلاق. كما يتم دمج ذيل في تصميم الكفة للسماح للتلاعب أسهل من الكفة. عموما، ويعتقد أن دمج الأصفاد المطبوعة 3D يؤدي إلى معدلات نجاح عالية وإعادة إنتاج الإجراء OLT عن طريق تقصير الوقت anhepatic. ومن المقرر أن هذه التقنية أيضا تقصير منحنى التعلم الجراحية.

في الختام، أنشأ البروتوكول الموصوف نموذجًا أكثر تشابهًا مع زراعة الكبد البشري من خلال دمج خطوة إعادة توصيل الشرايين. ويمكن تكييف هذا البروتوكول لدراسة العديد من الجوانب المناعية والجراحية لزراعة الكبد ويمكن أن يكون بمثابة نموذج لاختبار التدخلات العلاجية الجديدة ذات الصلة بزرع.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم تمويل هذا البحث من خلال أموال من برنامج زرع الأعضاء المتعددة في UHN ودعم من مؤسسة تورونتو العامة والغربية تورونتو.

Materials

10-0 Ethilon Ethicon 2830G 10-0 Ethilon Black 1X5" BV100-4 Taper
10mL Syringe BD B302995 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
1mL Syringe BD B309628 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
20mL Syringe BD B301031 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
3D Printed Cuff for IHVC Custom
3D Printed Cuff for PV Custom
3D Printed Holder for IHVC Custom
3D Printed Holder for PV Custom
3mL Syringe BD B309657 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
4-0 Sofsilk Coviden GS-835 Wx coded braided silk, 30", Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle
5-0 Monocryl Ethicon Y433H Undyed Monofilament 1X27" TF
5mL Syringe BD B309646 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
7-0 Silk Teleflex Medical 103-S Black
8-0 Prolene Ethicon 2775G 8-0 Prolene Blue 1X24" BV130-5 EVP Double Armed
Barraquer Micro Needle Holder Without Catch Aesculap Surgical Instruments FD231R Curved 120 mm, 4 3/4″
Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-025T Small Size, Titanium
Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-021T Small Size, Titanium
BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN BD Angiocath / Autoguard 382523 22 G x 1.00" (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min
BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel – Regular Wall. BD B305106 PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G
BD Precisionglide Syringe Needle 21G BD 305167 Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle
BD Precisionglide Syringe Needle 30G BD 305128 Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle
Betadine Solution by Purdue Products LP Purdue Products Lp 67618-150-17 10% povidone–iodine topical solution USP
Bupivacaine Injection BP 0.5% SteriMax Inc. DIN:02443694 0.5% (100mg/20mL)
Curved Tying Forceps Duckworth & Kent 2-501E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm
DC Temperature Controller FHC Inc. 40-90-8D
DK Iris Scissors (Curved) Duckworth & Kent 1-211B Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm
Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs Decon Labs, Inc. 2716 Dilute to 70% with d2H2O
Fine Adjustable Wire Retractor Fine Science Tools 17004-05 Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm
Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer Harvard Appartus Limited 34-1040SV
Heparin LEO(heparin sodium) LEO Pharma Inc. DIN:00453811 10,000 i.u./10 mL
Ice-Pak Cryopak FIP88016 4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch
Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9% Piramal Healthcare Limited DIN: 02231929 250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25
Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps Duckworth & Kent 2-502N 5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm
Lactate Ringer's Injected USP, 1000mL Baxter Co. DIN: 00061085 JB2324
McPherson Tying Forceps Duckworth & Kent 2-500E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm
Metzenbaum Scissors – 14.5 cm Fine Science Tools 14024-14 Straight Sharp/Blunt
Micro Kitzmiller Clamp Scanlan 3003-630 Jaw length 23mm, Length 11cm
Microscope-Leica M525 F20 Leica Microsystems No catalog number
Non-woven Gauze Sponges Fisherbrand 22-028-556
Olsen-Hegar with Suture Cutter Fine Science Tools 12002-14 15 mm cutting edge, 2mm jaw surface – 14cm
OptixCare Eye Lube, 25gm OptixCare ES-KE8O-69U1 Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant
Piperacillin sodium salt Sigma-Aldrich P8396 Penicillin analog
Puritan 3" Standard Cotton Swab w/Wooden Handle Puritan Medical Products Company LLC 803-WC Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle
Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock Fine Science Tools 12075-12 Round handles allow easy fingertip adjustments – 12.5cm
Shea Scissors Curved Blunt Fine Science Tools 14105-12 Transplant scissors with light and delicate pattern – 12cm
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 4mm Fine Science Tools 18055-06 Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g
Stainless Steel Micro Serrefines Curved – 6mm Fine Science Tools 18055-05 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g
Stainless Steel Micro Serrefines Straight – 6mm Fine Science Tools 18055-03 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g
Surgical Platform Custom, magnetic
SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine General Anesthetic Services, Inc V7015
T/Pump Localized Therapy Stryker TP700 Series
Vacuum-Pressure Pump Barnant Co. 400-1901
Vannas Scissors with Microserrations Straight Fine Science Tools 15070-08 Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm – 8.5cm
Vetergesic Buprenorphine Ceva Animal Health Ltd NAC No.:12380352 0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats
Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit Summit Hill Laboratories No catalog number
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asrani, S. K., Devarbhavi, H., Eaton, J., Kamath, P. S. Burden of liver diseases in the world. Journal of Hepatology. 70 (1), 151-171 (2019).
  2. Dopazo, C., et al. Analysis of adult 20-year survivors after liver transplantation. Hepatology International. 9 (3), 461-470 (2015).
  3. Schoening, W. N., et al. Twenty-year longitudinal follow-up after orthotopic liver transplantation: a single-center experience of 313 consecutive cases. American Journal of Transplantation. 13 (9), 2384-2394 (2013).
  4. Pischke, S., et al. Factors associated with long-term survival after liver transplantation: A retrospective cohort study. World Journal of Hepatology. 9 (8), 427-435 (2017).
  5. Hamdani, S., et al. Delayed and short course of rapamycin prevents organ rejection after allogeneic liver transplantation in rats. World Journal of Gastroenterology. 23 (38), 6962-6972 (2017).
  6. Endo, K., et al. Pretransplant replacement of donor liver grafts with recipient Kupffer cells attenuates liver graft rejection in rats. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (5), 944-951 (2015).
  7. Zhao, Z., et al. IL-34 Inhibits Acute Rejection of Rat Liver Transplantation by Inducing Kupffer Cell M2 Polarization. Transplantation. 102 (6), e265-e274 (2018).
  8. Nagakawa, Y., et al. Over-expression of AIF-1 in liver allografts and peripheral blood correlates with acute rejection after transplantation in rats. American Journal of Transplantation. 4 (12), 1949-1957 (2004).
  9. Gao, L. H., Zeng, L. X., Chen, H. M., Wan, R. H. Cytomegalovirus infection accelerates the process of chronic rejection in rat liver transplantation. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2536-2538 (2013).
  10. Wu, Y., et al. Effects of combined genes of CTLA4Ig and IDO in post-liver transplantation immune tolerance of rats. Annals of Hepatology. 15 (5), 729-737 (2016).
  11. He, X. S., et al. Influence of warm ischemia injury on hepatic functional status and survival of liver graft in rats. Hepatobiliary and Pancreatic Diseases International. 2 (4), 504-508 (2003).
  12. Tamura, A., et al. Combination effect of tacrolimus and FTY720 in liver transplantation in rats. Transplantation Proceedings. 31 (7), 2785-2786 (1999).
  13. Wang, Z., et al. RhGH attenuates ischemia injury of intrahepatic bile ducts relating to liver transplantation. Journal of Surgical Research. 171 (1), 300-310 (2011).
  14. Jiang, J. W., et al. Chronic bile duct hyperplasia is a chronic graft dysfunction following liver transplantation. World Journal of Gastroenterology. 18 (10), 1038-1047 (2012).
  15. Tang, Y., et al. S-Adenosylmethionine attenuates bile duct early warm ischemia reperfusion injury after rat liver transplantation. Molecular Immunology. 95, 83-90 (2018).
  16. Nosaka, T., Bowers, J. L., Cay, O., Clouse, M. E. Biliary complications after orthotopic liver transplantation in rats. Surgery Today. 29 (9), 963-965 (1999).
  17. Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation. Transplantation. 47 (3), 428-431 (1989).
  18. Post, S., et al. The impact of arterialization on hepatic microcirculation and leukocyte accumulation after liver transplantation in the rat. Transplantation. 54 (5), 789-794 (1992).
  19. Hori, T., et al. Impact of hepatic arterial reconstruction on orthotopic liver transplantation in the rat. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 242-252 (2012).
  20. Zhou, S., et al. New method of stent-facilitated arterial reconstruction for orthotopic mouse liver transplantation. Journal of Surgical Research. 187 (1), 297-301 (2014).
  21. Noack, K., Bronk, S. F., Kato, A., Gores, G. J. The greater vulnerability of bile duct cells to reoxygenation injury than to anoxia. Implications for the pathogenesis of biliary strictures after liver transplantation. Transplantation. 56 (3), 495-500 (1993).
  22. Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study. Hepatology. 26 (1), 198-205 (1997).
  23. Reck, T., et al. Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat. Transplantation. 62 (5), 582-587 (1996).
  24. Zhao, D., Wheatley, A. M. Orthotopic liver transplantation in the rat: comparison of models with and without rearterialization of the graft. European Surgical Research. 25 (5), 294-302 (1993).
  25. Chaland, P., et al. Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats. Transplantation. 49 (4), 675-678 (1990).
  26. Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat. PLoS One. 10 (12), e0145662 (2015).
  27. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  28. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16 (6), 664-669 (1973).
  29. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  30. Kashfi, A., et al. A review of various techniques of orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation Proceedings. 37 (1), 185-188 (2005).
  31. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), a015495 (2013).
  32. Hasuike, Y., et al. A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats. Transplantation. 45 (4), 830-832 (1988).
  33. Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. A technique for liver transplantation in the rat. Transplantation. 48 (6), 1080 (1989).
  34. Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery. Transplantation. 48 (1), 166-168 (1989).
  35. Shi, Y., et al. Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat. Transplant International. 28 (1), 89-94 (2015).
  36. Dippe, B. E., et al. An improved model for rat liver transplantation including arterial reconstruction and simplified microvascular suture techniques. Journal of Investigative Surgery. 5 (4), 361-373 (1992).
  37. Kobayashi, E., Kamada, N., Goto, S., Miyata, M. Protocol for the technique of orthotopic liver transplantation in the rat. Microsurgery. 14 (8), 541-546 (1993).
  38. Oldani, G., et al. Efficient nonarterialized mouse liver transplantation using 3-dimensional-printed instruments. Liver Transplation. 22 (12), 1688-1696 (2016).
  39. Oldani, G., et al. Manufacturing devices and instruments for easier rat liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (75), e50380 (2013).
  40. Li, J., et al. Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation. Microsurgery. 22 (2), 62-68 (2002).
  41. Li, G. L., et al. High incidence of biliary complications in rat liver transplantation: can we avoid it?. World Journal of Gastroenterology. 17 (26), 3140-3144 (2011).
  42. Zammert, M., Gelman, S. The pathophysiology of aortic cross-clamping. Best Practice and Research: Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 257-269 (2016).
  43. Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization. Transplantation. 56 (1), 19-24 (1993).
  44. Ijtsma, A. J., et al. The clinical relevance of the anhepatic phase during liver transplantation. Liver Transplation. 15 (9), 1050-1055 (2009).
  45. Miyata, M., Fischer, J. H., Fuhs, M., Isselhard, W., Kasai, Y. A simple method for orthotopic liver transplantation in the rat. Cuff technique for three vascular anastomoses. Transplantation. 30 (5), 335-338 (1980).
  46. Marni, A., Ferrero, M. E. A four-technique comparative study of orthotopic liver transplantation in the rat. American Journal of Surgery. 156 (3 Pt 1), 209-213 (1988).

Tags

Rat Orthotopic Liver TransplantationLiver Transplantation ModelArterial ReconnectionReduced ComplicationsMicrosurgeryBile Duct StentHepatic ArteryPortal VeinDonor LiverRecipient Survival

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Chen, X., Sekhon, M., Ma, X., Manuel, J., Chung, S., He, E., Bartczak, A., Fischer, S., Thoeni, C., Oldani, G., Perciani, C. T., MacParland, S., McGilvray, I. Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation. J. Vis. Exp. (165), e60628, doi:10.3791/60628 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image