La culture halenique à l’échelle du banc facilite la caractérisation microalgale et l’optimisation de la productivité avant l’intensification des processus ultérieurs. Les photobioréacteurs fournissent le contrôle nécessaire pour des expériences microalgal fiables et reproductibles et peuvent être adaptés pour cultiver en toute sécurité des microalgues avec les gaz corrosifs (CO2, SO2, NO2) à partir d’émissions de combustion municipales ou industrielles.
Les photobioréacteurs sont des systèmes de culture illuminés pour des expériences sur les micro-organismes phototrophes. Ces systèmes fournissent un environnement stérile pour la culture microalgale avec la température, le pH, et la composition de gaz et le contrôle du débit. À l’échelle du banc, les photobioréacteurs sont avantageux pour les chercheurs qui étudient les propriétés microalgues, la productivité et l’optimisation de la croissance. À l’échelle industrielle, les photobioréacteurs peuvent maintenir la pureté du produit et améliorer l’efficacité de la production. La vidéo décrit la préparation et l’utilisation d’un photobioréacteur à l’échelle du banc pour la culture de microalgues, y compris l’utilisation sécuritaire d’intrants de gaz corrosifs, et détaille les mesures pertinentes de la biomasse et les calculs de productivité de la biomasse. Plus précisément, la vidéo illustre le stockage et la préparation de la culture microalgale pour l’inoculation, l’assemblage et la stérilisation des photobioréacteurs, les mesures de la concentration de biomasse et un modèle logistique pour la productivité de la biomasse microalgale à taux les produits de biomasse maximaux et globaux. De plus, comme les expériences visant à cultiver des microalgues à l’aide d’émissions de gaz à déchets simulées ou réelles couvrent les adaptations nécessaires à l’équipement de photobioréacteur pour travailler avec des gaz corrosifs et discuter de l’échantillonnage en toute sécurité dans tels scénarios.
Les photobioréacteurs sont utiles pour les expériences contrôlées et la culture de produits microalgues plus purs que ce qui peut être réalisé par des étangs ouverts. La culture de microalgues dans les photobioréacteurs à l’échelle du banc soutient le développement de connaissances fondamentales qui peuvent être utilisées pour l’intensification des procédés. De légères modifications des conditions environnementales peuvent modifier considérablement les expériences microbiologiques et confondre les résultats1. Un processus stérile avec la température, le pH, et le contrôle de sparging de gaz est avantageux pour étudier des propriétés et des performances microalgal escopiques dans des conditions variées. En outre, le contrôle des concentrations de gaz d’entrée, de la température, de la force de cisaillement provenant du mélange et du pH moyen peut soutenir diverses espèces qui sont autrement difficiles à cultiver. Les photobioréacteurs peuvent être exécutés comme un processus de lot avec l’alimentation et la sparging continues de gaz, ou comme système d’écoulement de chemostat avec l’alimentation continue de gaz et sparging plus les entrées influentes et d’effluent sépulration d’eau usées nutritives. Ici, nous démontrons le processus de lot avec l’alimentation continue de gaz et de sparging.
L’utilisation de photobioréacteurs répond à plusieurs défis de culture et de production microalgues. Le champ est généralement aux prises avec des préoccupations de contamination par d’autres micro-organismes, l’utilisation efficace du substrat (ce qui est particulièrement important dans le cas de l’atténuation du CO2 ou le traitement des eaux usées)2, la lutte contre le pH, la variabilité de l’éclairage, et la productivité de la biomasse3. Les photobioréacteurs permettent aux chercheurs d’étudier un large éventail de phototrophes dans des systèmes de lots étroitement contrôlés, où même les espèces à croissance lente sont protégées contre les prédateurs ou les micro-organismes concurrents4. Ces systèmes de lots facilitent également mieux les taux d’utilisation du CO2 et la productivité de la biomasse parce qu’il s’agit de systèmes fermés qui sont plus susceptibles d’être en équilibre avec les gaz fournis. La technologie des photobioréacteurs offre également un contrôle du pH, dont l’absence a entravé la productivité élevée de la biomasse dans les études antérieures5. À l’échelle du banc, le niveau de contrôle offert par les photobioréacteurs est avantageux pour les chercheurs. À de plus grandes échelles industrielles, les photobioréacteurs peuvent être utilisés pour maintenir la pureté des bioproduits commerciaux et améliorer l’efficacité de la production pour les applications nutraceutiques, cosmétiques, alimentaires ou alimentaires6.
Les microalgues sont d’un grand intérêt pour la bioséquestration du CO2, car elles peuvent rapidement fixer le CO2 sous forme de carbone de biomasse. Cependant, la plupart des sources anthropiques de CO2 sont contaminées par d’autres gaz ou contaminants corrosifs et toxiques (NOx, SOx, CO, Hg), selon la source de carburant du processus de combustion. L’intérêt croissant pour la séquestration durable du CO2 a incité le développement de technologies de photobioréacteur pour traiter les émissions riches enCO2,comme celles des centrales au charbon (tableau 1). Malheureusement, il existe un risque inhérent d’exposition humaine et environnementale aux contaminants corrosifs et toxiques au cours des processus de recherche et d’intensification. En tant que tel, la description de l’assemblage et de l’exploitation sécuritaires des bioréacteurs à l’aide de gaz corrosifs est nécessaire et instructive.
Cette méthode est destinée à l’utilisation d’un photobioréacteur à l’échelle du banc de 2 L pour la croissance des microalgues dans des conditions expérimentales soigneusement contrôlées. Le protocole décrit le stockage microalgal, la préparation d’inoculum, et la configuration et la stérilisation de photobioréacteur. Au-delà de l’exploitation de base, ce travail décrit les mesures de la biomasse microalgale et les calculs de productivité de la biomasse, et l’adaptation de l’équipement pour la culture des microalgues avec des gaz corrosifs. Le protocole décrit ci-dessous est approprié pour les chercheurs qui cherchent à exercer un plus grand contrôle expérimental, optimiser les conditions de croissance microalgal, ou la culture axénique d’une gamme de microbes phototrophes. Cette méthode ne décrit pas les matériaux appropriés pour la culture de microbes qui produisent ou consomment des gaz inflammables (p. ex. CH4, H2,etc.) 7.
Les expériences de photobioréacteur par lots et axeniques avec le pH réglementé, la température, le débit de gaz et la concentration de gaz favorisent des résultats significatifs en éliminant la contamination par les souches d’algues non ciblées et la variabilité des conditions de culture. La cinétique de croissance pure précise de culture peut être obtenue même en présence des gaz corrosifs (CO2, SO2, NO2), qui servent de nutriments, transformant les gaz résiduaires en un…
The authors have nothing to disclose.
Ce matériel est basé sur des travaux soutenus par la National Science Foundation Graduate Research Fellowship dans le cadre de la subvention no 1546595. Toute opinion, constatation, conclusions ou recommandations exprimées dans ce document sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement celles de la National Science Foundation. Le travail a également été soutenu par une subvention de recherche de l’Université de l’Iowa Graduate and Professional Student Government, et la Fondation de l’Université de l’Iowa, Allen S. Henry dotation. Des recherches ont été menées au Laboratoire de phytotechnologies W. M. Keck. Les auteurs tient à remercier le personnel de la centrale électrique de l’Université de l’Iowa, en particulier Mark Maxwell, pour son expertise et son soutien financier pour les gaz de combustion simulés. Les auteurs aimeraient également remercier Emily Moore pour son aide à l’échantillonnage et à l’analyse et Emily Greene pour son aide et sa participation à la vidéo du protocole.
Biostat A bioreactor | Sartorius Stedim | 2-liter bioreactor for microbial fermentation; designed to be autoclaved; pH, temperature, gas flow rate control | |
Bump test NO2 gas | Grainger | GAS34L-112-5 | Calibration gas for MultiRAE gas detector |
Bump test O2, CO, LEL gas | Grainger | GAS44ES-301A | Calibration gas for MultiRAE gas detector |
Bump test SO2 gas | Grainger | GAS34L-175-5 | Calibration gas for MultiRAE gas detector |
Corrosion resistant tubing for NO2 gas | Swagelok | SS-XT4TA4TA4-6 | PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement |
Corrosion resistant tubing for SO2 gas | QC Supply | 120325 | Reinforced Braided Natural EVA Tubing – 1/4" ID |
cozIR 100% CO2 meter | Gas Sensing Solutions Ltd. | CM-0121 at CO2meter.com | CO2 meter for concentrations up to 100% |
cozIR 20% CO2 meter | Gas Sensing Solutions Ltd. | CM-0123 at CO2meter.com | CO2 meter for concentrations up to 20% |
Durapore Membrane Filter, 0.45 μm | Millipore Sigma | HVLP04700 | Hydrophilic, plain white, 47 mm diameter, 0.45 μm pore size, PVFD membrane filters |
Gas cylinder regulators | Praxair | PRS 40221331-660 | Single-stage stainless steel regulator configured for 0-15 psi outlet assembly diaphragm valve with 1/4" MNPT threads, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx |
Gas cylinders | Praxair | Ulta-zero air, high purity CO2, or custom gas composition | Dependent on study objectives |
Gas monitoring and leak detection system | RAE Systems by Honeywell | MAB3000235E020 | Pumped model that detects O2, SO2, NO2, CO, and LEL |
GasLab software | GasLab | v2.0.8.14 | Software for CO2 meter measurements and data logging |
Hose barb | Grainger | Item # 3DTN3 | Used to adapt regulators to tubing, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx |
K30 1% CO2 meter | Senseair | CM-0024 at CO2meter.com | CO2 meter for concentrations less than 1% |
LED grow panels | Roleadro | HY-MD-D169-S | Red & blue LED light panels |
Memosens dissolved oxygen probe | Endress+ Hauser | COS22D-19M6/0 | Autoclavable (with precautions) dissolved oxygen probe for bioreactor |
Memosens pH probe | Endress+ Hauser | CPS71D-7TB41 | Autoclavable (with precautions) pH probe for bioreactor |
Oven, Isotemp 500 Series | Fisher Scientific | 13246516GAQ | Small oven for drying |
Prism GraphPad software | GraphPad Software | Version 7.03 or 8.0.1 | Graphing software for data organization, data analysis, and publication-quality graphs |
Stem to hose barb fitting | Swagelok | SS-4-HC-A-6MTA | Stainless Steel Hose Connector, 6 mm Tube Adapter, 1/4 in. Hose ID |
Tubing, dilute acid/base transfer | Allied Electronics and Automation | 6678441 | Silicone TP Process Tubing; 1.6mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade |
Tubing, gas transfer | Allied Electronics and Automation | 6678444 | Silicone TP Process Tubing; 3.2mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade |