Summary

遺伝性痙性対麻痺におけるヒト人工多能性幹細胞由来ニューロンにおけるミトコンドリア輸送と形態学の解析

Published: February 09, 2020
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Summary

ミトコンドリアの輸送および形態の障害は、様々な神経変性疾患に関与している。提示されたプロトコルは、遺伝性痙攣対麻痺におけるミトコンドリア輸送および形態を評価するために、誘導多能性幹細胞由来前脳ニューロンを使用する。このプロトコルは、軸索に沿ったミトコンドリア人身売買の特徴付けとその形態の分析を可能にし、神経変性疾患の研究を容易にする。

Abstract

ニューロンは、その機能をサポートするために高エネルギーのための強い要求を持っています。.軸索に沿ったミトコンドリアの輸送がヒトのニューロンで観察され、様々な疾患状態で神経変性に寄与する可能性がある。生きている人間の神経におけるミトコンドリアのダイナミクスを調べることは困難であるが、そのようなパラダイムは神経変性におけるミトコンドリアの役割を研究するために重要である。ここで説明する、ヒト人工多能性幹細胞(iPSC)に由来する前脳神経軸索におけるミトコンドリア輸送およびミトコンドリア形態を解析するためのプロトコルである。iPSCは、確立された方法を使用して、テレンスファリックグルタミン酸作動性ニューロンに分化される。ニューロンのミトコンドリアはMitoTracker CMXRosで染色され、軸索内のミトコンドリア運動は細胞培養用インキュベーターを備えた生細胞イメージング顕微鏡を用いて捕捉される。タイムラプス画像は、「マルチキモグラフ」、「バイオフォーマットインポーター」、「マクロ」プラグインを使用してソフトウェアを使用して分析されます。ミトコンドリア輸送のカイモグラフが生成され、前向きおよび逆行方向における平均ミトコンドリア速度がキモグラフから読み取られる。ミトコンドリア形態解析に関しては、ミトコンドリアの長さ、面積、およびアスペクト比がImageJを用いて得られます。要約すると、このプロトコルは、軸索に沿ったミトコンドリア人身売買の特徴付けとそれらの形態の分析を可能にし、神経変性疾患の研究を容易にする。

Introduction

ミトコンドリアの運動性と分布は、偏光ニューロンにおける可変および特殊なエネルギッシュな要求を満たす上で重要な役割を果たします。ニューロンは、Ca2+バッファリングとイオン電流に高レベルのエネルギーを必要とするシナプスの形成を通じてターゲットと接続するために非常に長い軸索を拡張することができます。ソマから軸索へのミトコンドリアの輸送は、ニューロンの軸索およびシナプス機能をサポートするために重要です。空間的および時間的に動的なミトコンドリア運動は、毎秒マイクロメートルの速度で速い軸索輸送によって1.

具体的には、キネシンやダイネインなどのモーターまたはアダプタータンパク質は、ミトコンドリア2,3の動きを制御するために微小管に沿って速いオルガネラ輸送に関与する。正常な神経活動は、新たに組み立てられたミトコンドリアを神経細胞の体から遠位軸(前向き軸索輸送)に適切に輸送し、遠位軸から細胞体に戻ってミトコンドリアを逆輸送する必要があります。.最近の研究では、不適切なミトコンドリアの割り当てが神経細胞欠損および運動ニューロン変性疾患4、5と強く関連することが示されている。したがって、神経変性におけるミトコンドリアの役割を解剖するためには、生きた培養における軸索に沿ったミトコンドリアの動きを調べる方法を確立することが重要である。

ミトコンドリアの追跡を調べて分析する際には、(1)すべてのフレームの背景からミトコンドリアを特定すること、(2)すべてのフレーム間の接続を分析して生成するという2つの主な課題があります。第1の課題を解決する際に、ミトトラッカー色素や蛍光融合ミトコンドリアターゲティングタンパク質(例えば、mito-GFP)6,7,8などのミトコンドリアを背景から区別するために蛍光標識アプローチが広く用いられている。フレーム間の関連性を分析するために、いくつかのアルゴリズムとソフトウェアツールが、以前の研究9で説明されました。最近の論文では、研究者は4つの異なる自動化ツール(例えば、Volocity、イマリス、wrMTrck、および差トラッカー)をミトコンドリア輸送を定量化するために比較しました。その結果、トラック長、ミトコンドリア変位、運動継続時間、および速度の不一致にもかかわらず、これらの自動化ツールは、処理10後の輸送差を評価するのに適していることを示した。これらのツールに加えて、ImageJ用の統合プラグイン「マクロ」(リートドルフとザイツによって書かれた)は、ミトコンドリア輸送11の分析に広く使用されています。この方法は、前向きと逆行方向の両方の速度を含むミトコンドリアの動きを分析するために使用できるキモグラフを生成します。

ミトコンドリアは、生理学的および病理学的状態の両方に応答して、数と形態の絶えず変化する非常にダイナミックなオルガネラです。ミトコンドリアの核分裂と融合は、ミトコンドリアの形態とホメオスタシスをしっかりと調節します。ミトコンドリア核分裂と融合の不均衡は、ミトコンドリアの機能を損ない、神経活動や神経変性の異常をもたらす可能性がある、非常に短いまたは長いミトコンドリアネットワークを誘導することができます。ミトコンドリアの輸送や形態の障害は、アルツハイマー病、パーキンソン病、ハンチントン病、遺伝性痙攣対麻痺(HSP)12、13、14、15などの様々な神経変性疾患に関与している。HSPは、下肢筋16、17を制御するコルチコ脊柱およびそれに続く障害の変性を特徴とする遺伝性神経障害の異種群である。本研究では、iPSC由来前脳ニューロンを用いて、HSPにおけるミトコンドリアの輸送および形態を評価する。この方法は、生きた培養における神経軸索のミトコンドリアダイナミクスを調べるためのユニークなパラダイムを提供する。

Protocol

1. iPSCからのテランサレンスグルタミン酸作動性ニューロンの生成 注: iPSCを維持するための詳細なプロトコルと、それらの分化を脳細胞のグルタミン酸作動性ニューロンに分ける方法は、前述の18と同様です。ここで、ヒト多能性幹細胞の分化中の重要なプロセスが導入され、強調表示される。 ヒト胚性幹細胞(hESC)培地中のマウス胚性線維芽細胞…

Representative Results

ここで、ヒトiPSCは、Tbr1およびβIIIチューブリンマーカーによる免疫染色によって特徴付けられたテレンスファリックグルタミン酸作動性ニューロンに分化した(図1A)。ミトコンドリアの軸索輸送を調べるために、これらの細胞を赤色蛍光色素で染色し、タイムラプスイメージングを行った。ImageJは容易に入手でき、入手しやすいので、ミトコンドリア輸送は…

Discussion

本稿では、赤蛍光色素とImageJソフトウェアを用いて神経軸索におけるミトコンドリア輸送と形態を解析する方法について説明し、いずれも神経変性疾患における軸索変性とミトコンドリア形態を研究するユニークなプラットフォームを提供する。プロトコルには、ミトコンドリアの染色、生細胞イメージング、画像の分析など、いくつかの重要なステップがあります。この方法では、ミトコ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、痙性対麻痺財団、ブレイザー財団、NIH(R21NS109837)によって支援されました。

Materials

Accutase Cell Detachment Solution Innovative Cell Technologies AT104
Biosafety hood Thermo Scientific 1300 SERIES A2
Bovine serum albumin (BSA) Sigma A-7906
Brain derived neurotrophic factor (BDNF) Peprotech 450-02
Centrifuge Thermo Scientific Sorvall Legend X1R/ 75004261
Coverslips Chemiglass Life Sciences 1760-012
Cyclic AMP (cAMP) Sigma-Aldrich D0627
Dispase Gibco 17105-041
Dorsomorphin Selleckchem S7146
Dulbecco's modified eagle medium with F12 nutrient mixture (DMEM/F12) Corning 10-092-CV
FBS Gibco 16141-002
Fibroblast growth factor 2 (FGF2, bFGF) Peprotech 100-18B
Geltrex LDEV-Free Reduced Growth Factor Basement Membrane Matrix Gibco A1413201
Gem21 NeuroPlex Serum-Free Supplement Gemini 400-160
Glass Bottom Dishes MatTek P35G-0.170-14-C
9'' glass pipetes VWR 14673-043
Glial derived neurotrophic factor (BDNF) Sigma-Aldrich D0627
GlutaMAX-I Gibco 35050-061
Heparin Sigma H3149
Insulin growth factor 1 (IGF1) Invitrogen M7512
Knockout Serum Replacer Gibco A31815
Laminin Sigma L-6274
2-Mercaptoethanol Sigma M3148-100ML
MitoTracker CMXRos Invitrogen M7512
Neurobasal medium Gibco 21103-049
Non Essential Amino Acids Gibco 11140-050
N2 NeuroPle Serum-Free Supplement Gemini 400-163
Olympus microscope IX83 Olympus IX83-ZDC2
PBS Corning 21-031-CV
Phase contrast microscope Olympus CKX41/ IX2-SLP
6 well plates Corning 353046
24 well plates Corning 353047
Poly-L-ornithine hydrobromide (polyornithine)) Sigma-Aldrich P3655
SB431542 Stemgent 04-0010
Sterile 50ml Disposable Vacuum Filtration System 0.22 μm Millipore Express® Plus Membrane Millipore SCGP00525
Stericup 500/1000 ml Durapore 0.22 μM PVDF Millipore SCGVU10RE
Tbr1 antibody (1:2000) Chemicon AB9616
Trypsin inhibitor Gibco 17075029
50 ml tubes Phenix SS-PH50R
15 ml tubes Phenix SS-PH15R
T25 flasks (untreated) VWR 10861-572
Plugins for softwares
Bio-formats Package http://downloads.openmicroscopy.org/bio-formats/5.1.0/
Fiji software https://fiji.sc/
Kymograph Plugin https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html
MultipleKymograph.class https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html
MultipleOverlay.class https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html
WalkingAverage.class https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html
StackDifference.class https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html
Straighten_.jar https://imagej.nih.gov/ij/plugins/straighten.html
tsp050706.txt https://www.embl.de/eamnet/html/body_kymograph.html

References

  1. Brown, A. Axonal transport of membranous and nonmembranous cargoes: a unified perspective. Journal of Cell Biology. 160 (6), 817-821 (2003).
  2. Morris, R. L., Hollenbeck, P. J. Axonal transport of mitochondria along microtubules and F-actin in living vertebrate neurons. The Journal of Cell Biology. 131 (5), 1315-1326 (1995).
  3. Schwarz, T. L. Mitochondrial trafficking in neurons. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 5 (6), (2013).
  4. Magrane, J., Cortez, C., Gan, W. B., Manfredi, G. Abnormal mitochondrial transport and morphology are common pathological denominators in SOD1 and TDP43 ALS mouse models. Human Molecular Genetics. 23 (6), 1413-1424 (2014).
  5. Alami, N. H., et al. Axonal transport of TDP-43 mRNA granules is impaired by ALS-causing mutations. Neuron. 81 (3), 536-543 (2014).
  6. Wang, X., Schwarz, T. L. Imaging axonal transport of mitochondria. Methods in Enzymology. 457, 319-333 (2009).
  7. Course, M. M., et al. Live Imaging Mitochondrial Transport in Neurons. Neuromethods. 123, 49-66 (2017).
  8. Chazotte, B. Labeling mitochondria with fluorescent dyes for imaging. Cold Spring Harbor Protocols. 2009 (6), 4948 (2009).
  9. Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I. Methods for cell and particle tracking. Methods in Enzymology. 504, 183-200 (2012).
  10. Bros, H., Hauser, A., Paul, F., Niesner, R., Infante-Duarte, C. Assessing Mitochondrial Movement Within Neurons: Manual Versus Automated Tracking Methods. Traffic. 16 (8), 906-917 (2015).
  11. Calkins, M. J., Manczak, M., Mao, P., Shirendeb, U., Reddy, P. H. Impaired mitochondrial biogenesis, defective axonal transport of mitochondria, abnormal mitochondrial dynamics and synaptic degeneration in a mouse model of Alzheimer’s disease. Human Molecular Genetics. 20 (23), 4515-4529 (2011).
  12. Denton, K., et al. Impaired mitochondrial dynamics underlie axonal defects in hereditary spastic paraplegias. Human Molecular Genetics. 27 (14), 2517-2530 (2018).
  13. Kim-Han, J. S., Antenor-Dorsey, J. A., O’Malley, K. L. The parkinsonian mimetic, MPP+, specifically impairs mitochondrial transport in dopamine axons. Journal of Neuroscience. 31 (19), 7212-7221 (2011).
  14. Shirendeb, U. P., et al. Mutant huntingtin’s interaction with mitochondrial protein Drp1 impairs mitochondrial biogenesis and causes defective axonal transport and synaptic degeneration in Huntington’s disease. Human Molecular Genetics. 21 (2), 406-420 (2012).
  15. Lo Giudice, T., Lombardi, F., Santorelli, F. M., Kawarai, T., Orlacchio, A. Hereditary spastic paraplegia: clinical-genetic characteristics and evolving molecular mechanisms. Experimental Neurology. 261, 518-539 (2014).
  16. Blackstone, C. Cellular pathways of hereditary spastic paraplegia. Annual Review of Neuroscience. 35, 25-47 (2012).
  17. Boisvert, E. M., Denton, K., Lei, L., Li, X. J. The specification of telencephalic glutamatergic neurons from human pluripotent stem cells. Journal of Visualized Experiments. (74), e50321 (2013).
  18. Zhu, P. P., Denton, K. R., Pierson, T. M., Li, X. J., Blackstone, C. Pharmacologic rescue of axon growth defects in a human iPSC model of hereditary spastic paraplegia SPG3A. Human Molecular Genetics. 23 (21), 5638-5648 (2014).
  19. Marra, M. H., Tobias, Z. J., Cohen, H. R., Glover, G., Weissman, T. A. In Vivo Time-Lapse Imaging in the Zebrafish Lateral Line: A Flexible, Open-Ended Research Project for an Undergraduate Neurobiology Laboratory Course. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 13 (3), 215-224 (2015).
  20. Kang, J. S., et al. Docking of axonal mitochondria by syntaphilin controls their mobility and affects short-term facilitation. Cell. 132 (1), 137-148 (2008).
  21. Mou, Y., Li, X. J. Rescue axonal defects by targeting mitochondrial dynamics in hereditary spastic paraplegias. Neural Regeneration Research. 14 (4), 574-577 (2019).
  22. Huang, S., et al. New photostable naphthalimide-based fluorescent probe for mitochondrial imaging and tracking. Biosensors & Bioelectronics. 71, 313-321 (2015).
  23. Carvalho, P. H., et al. Designed benzothiadiazole fluorophores for selective mitochondrial imaging and dynamics. Chemistry. 20 (47), 15360-15374 (2014).
  24. Yamakoshi, H., et al. A sensitive and specific Raman probe based on bisarylbutadiyne for live cell imaging of mitochondria. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 25 (3), 664-667 (2015).
  25. Neumann, S., Chassefeyre, R., Campbell, G. E., Encalada, S. E. KymoAnalyzer: a software tool for the quantitative analysis of intracellular transport in neurons. Traffic. 18 (1), 71-88 (2017).
  26. Chen, M., et al. A new method for quantifying mitochondrial axonal transport. Protein & Cell. 7 (11), 804-819 (2016).
  27. De Vos, K. J., Sheetz, M. P. Visualization and quantification of mitochondrial dynamics in living animal cells. Methods in Cell Biology. 80, 627-682 (2007).
  28. Denton, K. R., Xu, C. C., Li, X. J. Modeling Axonal Phenotypes with Human Pluripotent Stem Cells. Methods in Molecular Biology. 1353, 309-321 (2016).
  29. Andrews, S., Gilley, J., Coleman, M. P. Difference Tracker: ImageJ plugins for fully automated analysis of multiple axonal transport parameters. Journal of Neuroscience Methods. 193 (2), 281-287 (2010).
  30. Reis, G. F., et al. Molecular motor function in axonal transport in vivo probed by genetic and computational analysis in Drosophila. Molecular Biology of the Cell. 23 (9), 1700-1714 (2012).
  31. Broeke, J. H., et al. Automated quantification of cellular traffic in living cells. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 378-384 (2009).
  32. Welzel, O., Knorr, J., Stroebel, A. M., Kornhuber, J., Groemer, T. W. A fast and robust method for automated analysis of axonal transport. European Biophysics Journal : EBJ. 40 (9), 1061-1069 (2011).
  33. Mukherjee, A., et al. Automated kymograph analysis for profiling axonal transport of secretory granules. Medical Image Analysis. 15 (3), 354-367 (2011).
  34. Klionsky, D. J., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays monitoring autophagy. Autophagy. 12, 1 (2016).
  35. Metivier, D., et al. Cytofluorometric detection of mitochondrial alterations in early CD95/Fas/APO-1-triggered apoptosis of Jurkat T lymphoma cells. Comparison of seven mitochondrion-specific fluorochromes. Immunology Letters. 61 (2-3), 157-163 (1998).
  36. Scaduto, R. C., Grotyohann, L. W. Measurement of mitochondrial membrane potential using fluorescent rhodamine derivatives. Biophysical Journal. 76, 469-477 (1999).
  37. Liu, X., Yang, L., Long, Q., Weaver, D., Hajnoczky, G. Choosing proper fluorescent dyes, proteins, and imaging techniques to study mitochondrial dynamics in mammalian cells. Biophysics Reports. 3 (4), 64-72 (2017).
  38. Zhou, B., Lin, M. Y., Sun, T., Knight, A. L., Sheng, Z. H. Characterization of mitochondrial transport in neurons. Methods in Enzymology. 547, 75-96 (2014).

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Cite This Article
Mou, Y., Mukte, S., Chai, E., Dein, J., Li, X. Analyzing Mitochondrial Transport and Morphology in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neurons in Hereditary Spastic Paraplegia. J. Vis. Exp. (156), e60548, doi:10.3791/60548 (2020).

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