Summary

Immunofluorescenza Colorazione utilizzando IBA1 e TMEM119 per densità microgliale, morfologia e infiltrazione delle cellule mieloidi periferiche nel cervello del mouse

Published: October 27, 2019
doi:

Summary

Questo protocollo descrive un flusso di lavoro passo-passo per la costaintura immunofluorescente di IBA1 e TMEM119, oltre all’analisi della densità microgliale, della distribuzione e della morfologia, nonché dell’infiltrazione delle cellule mieloidi periferiche nel tessuto cerebrale del topo.

Abstract

Questo è un protocollo per la doppia visualizzazione della microglia e l’infiltrazione di macrofagi nel tessuto cerebrale del topo. TMEM119 (che etichetta la microglia in modo selettivo), se combinato con IBA1 (che fornisce un’eccezionale visualizzazione della loro morfologia), consente di sforare i cambiamenti nella densità, nella distribuzione e nella morfologia. Quantificare questi parametri è importante per fornire informazioni sui ruoli esercitati dalla microglia, i macrofagi residenti del cervello. In condizioni fisiologiche normali, le microglie sono regolarmente distribuite in un modello a mosaico e presentano un piccolo soma con processi ramificati. Tuttavia, come risposta a fattori ambientali (ad esempio, traumi, infezioni, malattie o lesioni), la densità microgliale, la distribuzione e la morfologia vengono alterate in vari modi, a seconda dell’insulto. Inoltre, il metodo di doppia colorazione descritto consente la visualizzazione di macrofagi infiltrati nel cervello in base alla loro espressione di IBA1 e senza colocalizzazione con TMEM119. Questo approccio consente quindi la discriminazione tra microglia e infiltrazione di macrofagi, che è necessaria per fornire informazioni funzionali sul loro distinto coinvolgimento nell’omeostasi cerebrale in vari contesti di salute e malattia. Questo protocollo integra le ultime scoperte in neuroimmunologia relative all’identificazione di marcatori selettivi. Serve anche come strumento utile sia per i neuroimmunologi esperti che per i ricercatori che cercano di integrare la neuroimmunologia nei progetti.

Introduction

Che sia acuta o cronica, la neuroinfiammazione è strettamente influenzata dalla microglia, i macrofagi residenti del cervello. La visualizzazione della microglia attraverso l’immunostaining è preziosa per lo studio della neuroinfiammazione con l’uso della microscopia leggera, una tecnica altamente accessibile. In condizioni omeostatiche, la microglia è tipicamente distribuita in un modello non sovrapponi, simile a un mosaico. Essi esibiscono piccoli somas che estendono processi ramificati1, che a volte si contattanol’unl’altro 2 . I processi microgliali ramificati esaminano dinamicamente il parenchyma cerebrale, interagendo con neuroni, altre cellule gliali e vasi sanguigni durante le normali condizioni fisiologiche3. Le microglia sono dotate di un arsenale di recettori che consentono loro di eseguire compiti immunologici e rispondere ai cambiamenti nell’ambiente cerebrale, alla morte cellulare o ai danni ai tessuti. Inoltre, esercitano funzioni fisiologiche chiave, in particolare nella formazione sinaptica, manutenzione, ed eliminazione4,5.

Tra i marcatori disponibili utilizzati per studiare la microglia, l’adattatore legante di calcio ionizzato molecola 1 (IBA1) è uno dei più utilizzati. IBA1 è una proteina legante di calcio che fornisce una visualizzazione eccezionale della morfologia microgliale, compresi i processi distale fini, come confermato dalla microscopia elettronica6. Questo strumento è stato determinante nella caratterizzazione della trasformazione microgliale, precedentemente chiamata “attivazione”, in una vasta gamma di modelli di malattie animali7,8,9. In presenza di neuroinfiammazione, la risposta microgliale comprende: microgliosi che è definita come un aumento della densità cellulare, cambiamenti nella distribuzione che a volte si traducono in clustering, allargamento del corpo cellulare, così come ispessimento e ispessimento e accorciamento dei processi associati a più forme ameboide10,11,12,13.

L’immunostaining è limitato dalla disponibilità di anticorpi diretti contro marcatori specifici. È importante sottolineare che IBA1 è espresso dalla microglia ma anche dai macrofagi periferici che si infiltrano nel cervello14. Mentre l’osservazione delle cellule iBA1 positive all’interno del cervello è diventata un marcatore di microglia in questo campo di ricerca, l’infiltrazione di macrofagi periferici è stata segnalata in varie condizioni, anche marginalmente nel cervello sano15,16 ,17,18. Di conseguenza, l’uso di IBA1 da solo non consente la visualizzazione selettiva della microglia. Inoltre, i macrofagi adottano caratteristiche molecolari e morfologiche della microglia residente una volta che si sono infiltrati nel cervello, ostacolando così la differenziazione19. Questo rappresenta una sfida quando si studia la funzione della microglia e dell’infiltrazione dei macrofagi.

Mentre le microglia e i macrofagi periferici hanno origini distinte (ad esempio, dal sacco del tuorlo embrionale e dal midollo osseo, rispettivamente20,21), vi è un numero crescente di rilievi che indicano che le due popolazioni di cellule esercitano diversi ruoli nel cervello19. È quindi fondamentale utilizzare metodi che discriminano tra queste due popolazioni senza manipolazioni invasive (cioè chimere di midollo osseo o parabiosi) che possono modularne la densità, la distribuzione, la morfologia e la funzione. Il TMEM119 è emerso come un marcatore specifico della microglia in tutte le condizioni di salute e malattia22. In combinazione con IBA1, questo marcatore diventa utile per differenziare queste cellule dall’infiltrazione di macrofagi, che sono TMEM119-negativi e IBA1-positivi. Mentre è regolamentato dal punto di vista dello sviluppo, TMEM119 è espresso già nei giorni postnatali 3 (P3) e 6 (P6), in costante aumento fino a raggiungere i livelli degli adulti tra P10 e P1422. IBA1 è espresso già come giorno embrionale 10.5 (E10.5)23. Il protocollo di doppia etichettatura proposto è quindi utile per studiare queste due popolazioni per tutta la vita postnatale.

Questo protocollo fornisce una procedura di immunostaining passo-passo che consente la discriminazione tra microglia e macrofagi periferici. Spiega anche come condurre un’analisi quantitativa della densità microgliale, della distribuzione e della morfologia, nonché un’analisi dell’infiltrazione dei macrofaghi periferici. Mentre lo studio di microglia e macrofagi periferici è utile da solo, questo protocollo consente ulteriormente la localizzazione di foyer neuroinfiammatori; quindi, serve anche come piattaforma per identificare aree specifiche da studiare, con l’uso di tecniche complementari (ancora, più dispendiose in termini di tempo e risorse).

Protocol

Tutte le procedure sperimentali sono state eseguite in accordo con le linee guida dei comitati istituzionali etici degli animali, in conformità con il Canadian Council on Animal Care e l’Animal Care Committee dell’Università Laval. 1. Immunostaining Selezionare tre sezioni del cervello del mouse contenenti la regione di interesse (ROI) (cioè l’ippocampo) con l’aiuto di un atlante cerebrale. Collocare le sezioni in una piastra multi-pozza di plastica e coprirle con 350 – L di salin…

Representative Results

La figura 1 mostra la co-etichettatura della microglia utilizzando IBA1 e TMEM119 in una sezione coronale dell’ippocampo dorsale immagine a 20x dalla microscopia a fluorescenza. Una colorazione di successo rivela i corpi cellulari microgliali e i loro processi fini (Figura 1A-C). Questa colorazione consente la determinazione della densità microgliale e la distribuzione e l’identificazione dei cluster microgliali…

Discussion

Questo protocollo può essere diviso in due parti critiche: la qualità della colorazione e l’analisi. Se la colorazione non è ottimale, non riuscirà a rappresentare adeguatamente le cellule microgliali, influenzando così la densità, la distribuzione e le misurazioni della morfologia. Inoltre, la percentuale di cellule mieloidi periferiche di infiltrazione può essere sottovalutata. Questa è una versione ottimizzata del protocollo di colorazione, ma ci sono diversi fattori che possono provocare immagini non ottimali…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Siamo grati a Nathalie Vernoux per la sua guida e assistenza con gli esperimenti. Vorremmo anche ringraziare i dottori Emmanuel Planel e Serge Rivest per l’uso della loro fluorescenza e microscopi confocali, rispettivamente. Questo lavoro è stato in parte finanziato da borse di studio del Consiglio messicano della scienza e della tecnologia (CONACYT; a F.G.I), Fondation Famille-Choquette e Centre thématique de recherche en neurosciences (CTRN; a K.P.), Fonds de Recherche du Québec – Santé (a M.B.), e Shastri Indo-Canadian Institute (a K.B.), così come una sovvenzione Discovery dal Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) al M.E.T.M.E.T. ha una cattedra di ricerca canadese (livello II) di plasticità neuroimmune in salute e terapia.

Materials

Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse Invitrogen/Thermofisher A21202
Alexa Fluor 568 goat anti-rabbit Invitrogen/Thermofisher A11011
Biolite 24 Well multidish Thermo Fisher 930186
Bovine serum albumin EMD Millipore Corporation 2930
Citric acid Sigma-Aldrich C0759-500G
DAPI Nuceleic acid stain Invitrogen/Thermofisher MP 01306
Fine Brush Art store
Fluoromount-G Southern Biotech 0100-01
Gelatin from coldwater fish skin Sigma-Aldrich G7765
Microscope coverglass Fisher Scientific 1254418
Microslides positively charged VWR 48311-703
Monoclonal mouse Anti-IBA1 Millipore MABN92
Na2H2PO4·H2O BioShop Canada Inc. SPM306, SPM400
Na2HPO4 BioShop Canada Inc. SPD307, SPD600
NaBH4 Sigma-Aldrich 480886
NaCl Fisher Scientific S642500
Normal donkey serum (NDS) Jackson ImmunoResearch laboratories Inc. 017-000-121
Normal goat serum (NGS) Jackson ImmunoResearch laboratories Inc. 005-000-121
Parafilm-M Parafilm PM-999
Rabbit monoclonal Anti-TMEM119 Abcam ab209064
Reciprocal Shaking bath model 25 Precision Scientific
Transfer pipette
Tris buffer hydrochloride BioShop Canada Inc. TRS002/TRS004
Triton-X-100 Sigma-Aldrich T8787
Tween 20 Sigma-Aldrich P7949-100ML

References

  1. Lawson, L. J., Perry, V. H., Dri, P., Gordon, S. Heterogeneity in the distribution and morphology of microglia in the normal adult mouse brain. Neuroscience. 39 (1), 151-170 (1990).
  2. Milior, G., et al. Fractalkine receptor deficiency impairs microglial and neuronal responsiveness to chronic stress. Brain, Behavior, and Immunity. 55, 114-125 (2016).
  3. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting Microglial Cells Are Highly Dynamic Surveillants of Brain Parenchyma in Vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
  4. Hickman, S., Izzy, S., Sen, P., Morsett, L., Khoury, J. E. Microglia in neurodegeneration. Nature Neuroscience. 21 (10), 1359 (2018).
  5. Tay, T. L., Savage, J. C., Hui, C. W., Bisht, K., Tremblay, M. &. #. 2. 0. 0. ;. Microglia across the lifespan: from origin to function in brain development, plasticity and cognition. The Journal of Physiology. 595 (6), 1929-1945 (2017).
  6. Tremblay, M. &. #. 2. 0. 0. ;., Lowery, R. L., Majewska, A. K. Microglial Interactions with Synapses Are Modulated by Visual Experience. PLoS Biology. 8 (11), (2010).
  7. Jakovljevic, M., et al. Induction of NTPDase1/CD39 by Reactive Microglia and Macrophages Is Associated With the Functional State During EAE. Frontiers in Neuroscience. 13, (2019).
  8. Taylor, A. M. W., et al. Microglia Disrupt Mesolimbic Reward Circuitry in Chronic Pain. The Journal of Neuroscience. 35 (22), 8442-8450 (2015).
  9. Poliani, P. L., et al. TREM2 sustains microglial expansion during aging and response to demyelination. The Journal of Clinical Investigation. 125 (5), 2161-2170 (2015).
  10. Lu, S. M., et al. HIV-1 Tat-Induced Microgliosis and Synaptic Damage via Interactions between Peripheral and Central Myeloid Cells. PLoS ONE. 6 (9), e23915 (2011).
  11. Rodríguez, J. J., et al. Increased densities of resting and activated microglia in the dentate gyrus follow senile plaque formation in the CA1 subfield of the hippocampus in the triple transgenic model of Alzheimer’s disease. Neuroscience Letters. 552, 129-134 (2013).
  12. Rasmussen, S., et al. Persistent activation of microglia is associated with neuronal dysfunction of callosal projecting pathways and multiple sclerosis-like lesions in relapsing-remitting experimental autoimmune encephalomyelitis. Brain. 130 (11), 2816-2829 (2007).
  13. Walker, F. R., et al. Dynamic structural remodelling of microglia in health and disease: a review of the models, the signals and the mechanisms. Brain, Behavior, and Immunity. 37, 1-14 (2014).
  14. Ohsawa, K., Imai, Y., Kanazawa, H., Sasaki, Y., Kohsaka, S. Involvement of Iba1 in membrane ruffling and phagocytosis of macrophages/microglia. Journal of Cell Science. 113 (17), 3073-3084 (2000).
  15. Yamasaki, R., et al. Differential roles of microglia and monocytes in the inflamed central nervous system. Journal of Experimental Medicine. 211 (8), 1533-1549 (2014).
  16. Wohleb, E. S., et al. Peripheral innate immune challenge exaggerated microglia activation, increased the number of inflammatory CNS macrophages, and prolonged social withdrawal in socially defeated mice. Psychoneuroendocrinology. 37 (9), 1491-1505 (2012).
  17. Shemer, A., et al. Engrafted parenchymal brain macrophages differ from microglia in transcriptome, chromatin landscape and response to challenge. Nature Communications. 9, (2018).
  18. Geissmann, F., et al. Development of monocytes, macrophages and dendritic cells. Science (New York, N.Y). 327 (5966), 656-661 (2010).
  19. Minogue, A. M. Role of infiltrating monocytes/macrophages in acute and chronic neuroinflammation: Effects on cognition, learning and affective behaviour. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 79, 15-18 (2017).
  20. Ginhoux, F., et al. Fate Mapping Analysis Reveals That Adult Microglia Derive from Primitive Macrophages. Science (New York, N.Y). 330 (6005), 841-845 (2010).
  21. Kierdorf, K., et al. Microglia emerge from erythromyeloid precursors via Pu.1- and Irf8-dependent pathways. Nature Neuroscience. 16 (3), 273-280 (2013).
  22. Bennett, M. L., et al. New tools for studying microglia in the mouse and human CNS. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (12), E1738-E1746 (2016).
  23. Mizutani, M., et al. The fractalkine receptor but not CCR2 is present on microglia from embryonic development throughout adulthood. Journal of Immunology. 188 (1), 29-36 (2012).

Play Video

Cite This Article
González Ibanez, F., Picard, K., Bordeleau, M., Sharma, K., Bisht, K., Tremblay, M. Immunofluorescence Staining Using IBA1 and TMEM119 for Microglial Density, Morphology and Peripheral Myeloid Cell Infiltration Analysis in Mouse Brain. J. Vis. Exp. (152), e60510, doi:10.3791/60510 (2019).

View Video