Summary

Espressione, purificazione e rilegatura lipososo di eterodimeri SNX-BAR

Published: December 06, 2019
doi:

Summary

Qui, presentiamo un flusso di lavoro per l’espressione, purificazione e rilegatura lipososo di eterodimeri SNX-BAR in lievito.

Abstract

Le proteine SNX-BAR sono una classe evolutivamente conservata di proteine di rimodellamento della membrana che svolgono un ruolo chiave nella selezione e nel traffico di proteine e lipidi durante l’endocitosi, lo smistamento all’interno del sistema endosomico e l’autofagia. Fondamentale per la funzione della proteina SNX-BAR è la capacità di formare omodimeri o eterodimeri che legano le membrane utilizzando domini di fox-homologia (PX) e BAR (Bin/Amphiphysin/Rvs). Inoltre, l’oligomerizzazione dei dimeri SNX-BAR sulle membrane può suscitare la formazione di tubuli e vesciche di membrana e questa attività è pensata per riflettere le loro funzioni come proteine del mantello per i portatori di trasporto derivati dall’endosoma. I ricercatori hanno a lungo utilizzato studi di legame in vitro utilizzando proteine SNX-BAR ricombinanti su liposomi sintetici o vescicle unilamellar giganti (GUT) per rivelare la marcatura precisa dei lipidi necessari per guidare il rimodellamento della membrana, rivelando così il loro meccanismo di azione. Tuttavia, a causa di sfide tecniche con sistemi a doppia espressione, tossicità dell’espressione proteica SNX-BAR nei batteri e scarsa solubilità delle singole proteine SNX-BAR, la maggior parte degli studi finora hanno esaminato gli omodimeri SNX-BAR, compresi i dimeri non fisiologici che si formano durante l’espressione nei batteri. Recentemente, abbiamo ottimizzato un protocollo per superare le principali carenze di un tipico sistema di espressione batterica. Utilizzando questo flusso di lavoro, dimostriamo come esprimere e purificare con successo grandi quantità di eterodimeri SNX-BAR e come ricostituirli su liposomi sintetici per i saggi di rilegatura e tubazione.

Introduction

Gli organelli legati a membrane come la membrana plasmatica, il reticolo endoplasmico, l’apparato Golgi, il lisosoma (vacuolo di lievito) e l’endosoma costituiscono il sistema endomembrano della cellula eucabolica. La maggior parte degli organelli ha la capacità di comunicare e scambiare materiale con altri organelli attraverso vettori di trasporto vescicolo. Il modo in cui la cellula coordina l’imballaggio e la formazione di vettori di trasporto vescicolo all’interno del sistema endomembrana non è ben compreso. Tuttavia, le proteine e i lipidi che costituiscono gran parte del sistema dell’endomembrana sono noti per provenire dall’interiorizzazione delle vesciche endocitiche dalla membrana plasmatica (PM). L’endosoma è l’organello accettatore primario per queste vescicle ed è composto da più set interconnessi di organelli tubolari. La funzione principale dell’endosoma è quella di facilitare l’acquisizione di nutrienti, regolare il turnover di proteine e lipidi, proteggere dall’infezione patogena e fungere da fonte primaria di rifornimento di lipidi per la membrana plasmatica. Poiché l’endosoma riceve la maggior parte delle proteine del carico e dei lipidi dalla membrana plasmatica, agisce come un compartimento di smistamento isolando i carichi in vettori di trasporto endosomici tubolari (ETC). Tutte le proteine non sequestrate negli ETC vengono lasciate degradare attraverso il sistema endososomico. La disregolazione dello smistamento del carico negli ETC può portare alla perdita di assorbimento di nutrienti, turnover proteico o omeostasi lipidica, con conseguente numerosa disturbi metabolici, di sviluppo e neurologici1,2. Tuttavia, nonostante gli ETC ruolo centrale presso l’endosoma, il meccanismo sottostante di come l’endosoma può coordinare selettivamente l’imballaggio di una moltitudine di carichi eterogenei in vettori tubolari non è noto.

La famiglia di nexin a cinta (SNX) è una classe evolutivamente conservata di proteine che sono state trovate critiche per molte reazioni di trasporto vescicle nella cella3,4,5. Le nexine di smistamento vengono reclutate nella membrana endosomicosa e aiutano nella cattura del carico attraverso il loro caratteristico dominio di omologia fox (PX), che lega fosfatoylinostolo-3-monofosfato (PtdIns(3)P), un lipido arricchito sulla membrana endosoma. I mammiferi codificano trentatré proteine SNX, che possono essere ulteriormente suddivise in più sottofamiglie, in base alla presenza di altri domini1. In particolare, la sottofamiglia SNX-BAR è la più grande sottofamiglia composta da dodici in umani, mentre in lievito in erba, Saccharomyces cerevisiae, la sottofamiglia è ridotta a soli sette SNX-BAR. Le proteine SNX-BAR hanno sia un dominio PX che un dominio Bin-Amphiphysin-Rvs (BAR) che attiva serbatoi lipidici per legare membrane di curvatura positive. Di conseguenza, la famiglia SNX-BAR ha una naturale affinità per l’endosoma e può mediare la formazione etc attraverso le loro capacità di rimodellamento della membrana. In vitro, le proprietà di rimodellamento delle SNX-BAR possono essere indotte dall’aggiunta di SNX-BAR purificati ai liposomi sintetici e la successiva formazione di tubuli stretti e rivestiti può essere visualizzata mediante microscopia elettronica. Utilizzando questi metodi, i ricercatori hanno determinato che sia la concentrazione di oligomerizzazione che la forza di costrizione sembrano variare tra la famiglia SNX-BAR suggerendo che potrebbero aiutare sia nella formazione che nella scissione degli ETC.

Gli SNX-BAR possono essere ulteriormente classificati in base alle loro esclusive proprietà di dimerizzazione. I saggi e gli studi strutturali che legano in vitro che le proteine SNX-BAR possono formare solo omodimeri o eterodimeri specifici. Pertanto, in linea di principio, ogni potenziale dimero-oligomero SNX-BAR potrebbe fornire un rivestimento tubulo per un percorso di traffico specifico del carico e, allo stesso modo, l’oligomerizzazione limitata degli altri protomeri SNX-BAR, può anche definire percorsi di esportazione distinti. Tuttavia, a causa del gran numero di SNX-BAR e della diversità all’interno della famiglia SNX, una specifica che smista l’ipotesi del carico nexin-one è altamente improbabile. Invece uno sforzo coordinato utilizzando una moltitudine di fattori come SNX-BAR, carico, specificità lipidica e altre dipendenze è più probabile. Allo stesso modo, recenti studi della famiglia lievito SNX4 hanno rivelato prove di ulteriore specificità dei lipidi, oltre PtdIns(3)P, per potenziare i vettori di trasporto endosomi6. In questo studio, SNX-BAR homodimer Mvp1-Mvp1 è stato purificato da batteri e eterodimeri nativi Snx4-Atg20 e Vps5-Vps17 sono stati espressi e purificati in alta resa da lievito, mentre solo Snx4-Atg20 è stato trovato per legare preferibilmente phosphatidylserine (PS) e formare stretta-tubo come le strutture di legame6. Mentre altri nel campo hanno rivelato importanti proprietà delle SNX-BAR utilizzando omodimeri SNX-BAR ricombinanti purificati dai batteri, la tossicità associata all’espressione di eterodimeri SNX-BAR in sistemi simili hanno ostacolato la loro caratterizzazione nativa7,8,9,10. Pertanto, senza un sistema affidabile per ottenere eterodimeri nativi puramente espressi in modo ricombinante, i ricercatori devono rinunciare a queste linee di indagine. Nella Figura 1, presentiamo un flusso di lavoro in quattro parti a 1) costruire un ceppo di lievito sovraesprimendo eterodimeri SNX-BAR per la purificazione dell’affinità tandem, 2) esprimere e purificare gli eterodimeri nativi SNX-BAR, 3) preparare liposomi sintetici unilamellar, e 4) impostare un sussidio di tubulazione o sedimentazioni liposomiche, fornendo uno strumento vitale per i ricercatori per studiare il crescente catalogo di retissine di smistamento presenti in natura.

Protocol

1. Costruzione del ceppo di lievito Iniziare con TVY614 (pep4:::LEU2 prb1::hisG prc1 :::HIS3)11 come ceppo padre. Questo ceppo è carente per le proteasi vacuolare, che contribuiscono alla maggior parte della degradazione delle proteine dopo la lisi cellulare, e quindi consente una purificazione più pulita ed efficiente. Progetta primer12 e integra il tag TAP (TL) di affinità tandem al C-terminus di Atg20 (SNX-BAR ORF 1) util…

Representative Results

Questo protocollo descrive un metodo per la produzione riproducibile e robusta di complessi SNX-BAR di lievito endogeno che possono essere utilizzati per i saggi di rimodellamento della membrana a valle (Figura 1). La costruzione del ceppo di lievito utilizzato per la purificazione sfrutta l’efficienza della ricombinazione omologa nel lievito in erba, consentendo modifiche ai loci genomici della SNX-BAR mirata (Figura 2). Questo …

Discussion

Qui, dimostriamo un flusso di lavoro ottimizzato per purificare i dimeri SNX-BAR nel lievito e due saggi per valutare le loro proprietà biofisiche sui liposomi sintetici. Il vantaggio principale rispetto alla tipica espressione proteica ricombinante in Escherichia coli o in altri sistemi è la capacità di esprimere uniformemente le proteine SNX-BAR in un host nativo, evitando così i problemi di tossicità e insolubilità riscontrati nella purificazione delle SNX-BAR in altri sistemi. È anche da notare che il…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La ricerca riportata in questa pubblicazione è stata sostenuta dal National Institute of General Medical Sciences dei National Institutes of Health con il numero di premio GM060221 e in parte dall’Istituto Nazionale di Scienze Mediche Generali degli Istituti Nazionali di Salute sotto il numero premio T32GM007223. R.C. è stato sostenuto in parte dal PROGRAMMA UNC-Charlotte Faculty Research Grants.

Materials

0.2 micrometer PC Membranes Avanti 610006
10 mL Poly-Prep Chromatography column (Bio-Rad) Bio-Rad 731-1550
27 Gauge needle BD Biosciences 301629
Amicon Ultra Centrifugal Filter with 10K cutoff Amicon UFC501024
Avestin EmulsiFlex-C3 Homogenizer Avestin EF-C3
BCA assay Pierce 23225
Beckman Optima MAX-XP Ultracentrifuge Beckman Coulter 393315
cOmplete Protease Inhibitor Cocktail Roche 4693116001
DOPC Avanti 850375
DOPS Avanti 840035
ergosterol (Sigma) Sigma 47130-U
Extruder Set with Block 0.2 microlter/1mL Avanti 610000
FEI Tecnai F20 transmission electron microscope (200 kV)
Glass culture tubes VWR 47729-570
IgG sepharose beads (GE Healthcare) GE Healthcare 17-0969-01
Microlter glass syringes Hamilton 7637-01
New Brunswick Excella E25 Eppendorf M1353-0000 or equivalent shaking 30 C
Ni-NTA Magnetic Agarose Beads Pierce 78605
Optima XE-90 Ultracentrifuge Beckman Coulter A94516
Parafilm M VWR 52858-076
PI3P Echelon P-3016 or Echelon equivalent
Polycarbonate bottle assembly Beckman Coulter 355622
TLA-100 Fixed-Angle Rotor Beckman Coulter 343840
Type 45 Ti Rotor Beckman Coulter
Vacuum Desiccator, Bottom and Lid with Socket Valve VWR 75871-436
Vacuum Pump Alcatel (Pascal 2005 C1) A&J Vacuum PN07050
Vortex with foam holder VWR 10153-838
VWR KIT MICROTUBE VWR 12620-880

References

  1. Teasdale, R. D., Collins, B. M. Insights into the PX (phox-homology) domain and SNX (sorting nexin) protein families: structures, functions and roles in disease. The Biochemical Journal. 441 (1), 39-59 (2012).
  2. Zhang, H., et al. The Retromer Complex and Sorting Nexins in Neurodegenerative Diseases. Frontiers in Aging Neuroscience. 10, 79 (2018).
  3. Burd, C., Cullen, P. J. Retromer: a master conductor of endosome sorting. Cold Spring Harbor perspectives in Biology. 6 (2), (2014).
  4. Chi, R. J., Harrison, M. S., Burd, C. G. Biogenesis of endosome-derived transport carriers. Cellular and Molecular Life Sciences. 72 (18), 3441-3455 (2015).
  5. Wang, J., et al. Endosomal receptor trafficking: Retromer and beyond. Traffic (Copenhagen, Denmark). 19 (8), 578-590 (2018).
  6. Ma, M., et al. Lipid trafficking by yeast Snx4 family SNX-BAR proteins promotes autophagy and vacuole membrane fusion. Molecular Biology of the Cell. , (2018).
  7. van Weering, J. R., et al. Molecular basis for SNX-BAR-mediated assembly of distinct endosomal sorting tubules. The EMBO Journal. 31 (23), 4466-4480 (2012).
  8. Chi, R. J., et al. Fission of SNX-BAR-coated endosomal retrograde transport carriers is promoted by the dynamin-related protein Vps1. The Journal of Cell Biology. 204 (5), 793-806 (2014).
  9. Purushothaman, L. K., Arlt, H., Kuhlee, A., Raunser, S., Ungermann, C. Retromer-driven membrane tubulation separates endosomal recycling from Rab7/Ypt7-dependent fusion. Molecular Biology of the Cell. 28 (6), 783-791 (2017).
  10. Purushothaman, L. K., Ungermann, C. Cargo induces retromer-mediated membrane remodeling on membranes. Molecular Biology of the Cell. 29 (22), 2709-2719 (2018).
  11. Wurmser, A. E., Emr, S. D. Phosphoinositide signaling and turnover: PtdIns(3)P, a regulator of membrane traffic, is transported to the vacuole and degraded by a process that requires lumenal vacuolar hydrolase activities. The EMBO journal. 17 (17), 4930-4942 (1998).
  12. Puig, O., et al. The tandem affinity purification (TAP) method: a general procedure of protein complex purification. Methods. 24 (3), 218-229 (2001).
  13. Kushnirov, V. V. Rapid and reliable protein extraction from yeast. Yeast. 16 (9), 857-860 (2000).
  14. Longtine, M. S., et al. Additional modules for versatile and economical PCR-based gene deletion and modification in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 14 (10), 953-961 (1998).
  15. Tropea, J. E., Cherry, S., Waugh, D. S. Expression and purification of soluble His(6)-tagged TEV protease. Methods in Molecular Biology. 498, 297-307 (2009).
  16. Zhang, L., et al. Morphology and structure of lipoproteins revealed by an optimized negative-staining protocol of electron microscopy. Journal of Lipid Research. 52 (1), 175-184 (2011).
  17. Yong, X., et al. Expression and purification of the SNX1/SNX6 complex. Protein Expression and Purification. 151, 93-98 (2018).

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Cite This Article
Ma, M., Goyal, S., Burd, C. G., Chi, R. J. Expression, Purification, and Liposome Binding of Budding Yeast SNX-BAR Heterodimers. J. Vis. Exp. (154), e60413, doi:10.3791/60413 (2019).

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