Wir skizzieren ein 9-Tage-Protokoll für die Transduktion und Expansion von rhesus-makaken peripheren Mononuklezellen im Blut, das Zellen mit hervorragender Koexpression der Gene von Interesse in ausreichender Anzahl für Infusionsstudien zur Zellwirksamkeit ergibt.
Neue Immuntherapien zur Behandlung von Infektionskrankheiten und Krebsarten beinhalten häufig die Transduktion von Zellpopulationen mit Genen, die krankheitsorientierte Proteine kodieren. Zum Beispiel, chimeric Antigen-Rezeptor (CAR)-T-Zellen zur Behandlung von Krebs und Virusinfektionen beinhalten die Transduktion von T-Zellen mit synthetischen Genen, die CAR-Moleküle kodieren. Die CAR-Moleküle lassen die T-Zellen Krebs oder viral infizierte Zellen gezielt erkennen und abtöten. Zellen können auch mit anderen Genen von Interesse kodukiert werden. Beispielsweise können Zellen mit Genen kodukiert werden, die Proteine kodieren, die Zellen an bestimmte Orte zielen. Hier stellen wir ein Protokoll zur Transduce primärperipherer peripherer mononukleärer Blutzellen (PBMCs) mit Genen vor, die für ein virusspezifisches CAR und das B-Zellfollikel-Homingmolekül Chemokin-Rezeptor Typ 5 (CXCR5) kodieren. Dieses Verfahren dauert neun Tage und führt zu transduzierten T-Zellpopulationen, die einen zentralen Speicher-Phänotyp beibehalten. Die Aufrechterhaltung eines zentralen Gedächtnisses oder eines weniger differenzierten Phänotyps hat sich nach der Infusion mit der Persistenz von Zellen in Verbindung gebracht. Darüber hinaus weisen Zellen, die mit dieser Methode hergestellt werden, ein hohes Maß an Lebensfähigkeit, ein hohes Maß an Koexpression der beiden transduzierten Gene und genügend Zellen für eine immuntherapeutische Infusion auf. Dieses neuntägige Protokoll kann allgemein für CAR-T-Zellen und andere T-Zell-Immuntherapie-Ansätze verwendet werden. Die hier beschriebenen Methoden basieren auf Studien, die in unseren früheren Publikationen vorgestellt wurden.
Zelluläre Immuntherapien entwickeln sich zu einem neuen Mittel zur Behandlung von Krankheiten wie Krebs und Infektionskrankheiten. Diese Immuntherapie-Methoden beinhalten oft genetisch manipulierende therapeutische Zellen, um bestimmte Moleküle auszudrücken. Zum Beispiel, chimeric Antigen-Rezeptor (CAR) T-Zellen sind entwickelt, um ein CAR-Molekül auszudrücken, die eine extrazelluläre Domäne hat, die speziell Moleküle auf erkrankte Zellen bindet und eine Signaldomäne, die die Immunzellen auslöst, um die erkrankte Zelle zu töten. CAR-T-Zellen werden erfolgreich in Krebsimmuntherapien eingesetzt und sind besonders wirksam bei der Behandlung von B-Zell-Leukämien1,2,3. CAR-T-Zellen werden auch entwickelt, um virale Infektionen wie HIV zu behandeln. HIV-spezifische CARs zielen auf die Hüllkurvenproteine auf der Oberfläche von viral infizierten Zellen4ab. Immuntherapeutische Zellen können auch entwickelt werden, um homing Moleküle auszudrücken, um therapeutische Zellen auf bestimmte Gewebestandorte zu zielen. Wir haben Vektoren entwickelt, die sowohl ein virusspezifisches CAR als auch das lymphoide Follikel-Homingmolekül CXCR55transduzieren.
Die Virusreplikation einiger Viren, einschließlich des humanen Immundefizienzvirus (HIV) und des Simian-Immundefizienzvirus (SIV), konzentriert sich innerhalb der B-Zellfollikel in sekundären Lymphgeweben6. B-Zellfollikel sind etwas immunprivilegierte Stellen, an denen niedrige Mengen an virusspezifischer CTL eine laufende Virusreplikation ermöglichen7,8. Aus diesen Gründen ist die Ausrichtung von HIV/SIV-spezifischen T-Zellen auf den Follikel durch Expression von CXCR5 eine Strategie zur Eliminierung des Follikelreservoirs von viral infizierten Zellen9,10. Insbesondere zielen wir auf SIV-spezifische CAR-T-Zellen auf B-Zellfollikel über CXCR5-Co-Expression.
In diesem Protokoll beschreiben wir eine Methode zur Transduce von CAR/CXCR5 und zur Erweiterung von PBMCs, um CAR/CXCR5 T-Zellen in ausreichender Menge für die therapeutische Infusion zu produzieren. Zellen, die mit diesen Methoden transduziert werden, erhalten einen zentralen Memory-Phänotyp. Studien haben gezeigt, dass Zellen mit einem weniger differenzierten Phänotyp, wie zentrale Gedächtnis-T-Zellen und T-Speicherstammzellen besser bestehen als differenziertere Zellen11,12. Darüber hinaus haben viele Protokolle zur Produktion von adoptiv übertragenen Zellen relativ lange Kulturzeiten, die zu Zellen führen, die einen differenzierteren Phänotyp und eine reduzierte Persistenz haben13. Darüber hinaus, Adoptiv übertragene Zellen mit langen Kulturzeiten in der Lunge statt Ziel-Lymphgewebe in Rhesus makaken14,15angesammelt. In den Methoden, die wir hier beschreiben und demonstrieren, transduzieren und erweitern wir rhesus-makake PBMCs schnell, um transduzierte T-Zellen zu produzieren, die einen zentralen Speicherphänotyp beibehalten.
Sowohl CD4- als auch CD8-T-Zellen sind in unserem Immuntherapie-Ansatz enthalten. Diese gemischte Zellpopulation wurde gewählt, weil in klinischen Studien das Fehlen von CD4+ T-Zellen im CD8+ T-Zellprodukt mit einem Versagen infundierter CD8-T-Zellen korreliert wurde, um 16zu persistieren. Die hier beschriebenen Methoden beginnen mit der Aktivierung von PBMCs mit Anti-CD3- und Anti-CD28-Antikörpern, die den T-Zellrezeptor stark stimulieren und ein kostimulierendes Signal liefern, um klonale Anergie zu vermeiden17,18.
Nach der Aktivierung werden die Zellen mit einem gammaretroviralen Vektor transduziert, der ein virusspezifisches CAR und das lymphoide Homingmolekül CXCR5 kodiert. Die transduzierten Zellen werden dann mit Platten erweitert, die für die nicht haftende Zellvermehrung ausgelegt sind und an der Basis eine gasdurchlässige Membran haben. Diese Membran ermöglicht den Gasaustausch am Boden des Brunnens, was zu einem verbesserten Zellüberleben und einer verbesserten Nährstoffverfügbarkeit19führt. Mit diesen Methoden können in einem 9-Tage-Zeitrahmen für In-vivo-Infusionsstudien ausreichend funktionelle Zellen produziert werden. Während dieses Protokoll für die Transducing und Erweiterung von Rhesus-Makaken-T-Zellen mit leichter Modifikation der artspezifischen aktivierenden Antikörper konzipiert ist, kann es mit Zellen anderer Arten verwendet werden. Diese Methoden basieren auf unseren zuvor veröffentlichten Studien9,20.
Dieses Protokoll skizziert eine Produktionsstrategie für T-Zellen-Immuntherapie, die einen gammaretroviralen Vektor nutzt, um Rhesus-Makaken-PBMC zu transdutieren, was zu einer T-Zellpopulation führt, die eine antivirale CAR sowie den follikulären Homing-Rezeptor CXCR5 ausdrückt. Mit insgesamt 8 Tagen Ex-vivo-Kulturzeit werden lebensfähige, funktionelle CAR-T-Zellen in einer Menge produziert, die innerhalb des veröffentlichten Bereichs10,21,22 für die Infusion in nichtmenschliche Primaten für präklinische Wirksamkeitstests verwendet wird.
Der Erfolg des Transduktionsprotokolls beruht sowohl auf gesunden, stimulierten PBMCs als auch auf Qualitätspräparaten des Gammaretrovirus. Um eine erfolgreiche Stimulation und Transduktion zu erreichen, ist es wichtig, dass beim Einfrieren und Transportieren der PBMCs nach der Entnahme die richtige Sorgfalt vornimmt. Im Idealfall, wenn die Zellen außerhalb des Standorts gesammelt werden, werden sie in flüssigem Stickstoff versendet und schnell in langfristige Flüssigstickstofflagerung gelegt. PBMCs müssen mitotisch aktiv sein, um erfolgreich durch ein Gammaretrovirus transduziert zu werden. Man sollte visuell für die Clustering der Zellen nach stimulation mit Anti-CD3/Anti-CD28 überwachen. Ein Nichtaktivieren der korrekten Aktivierung führt zu einem geringen Effizienzderwirkung der Transduktion. Es ist auch wichtig, die Lebensfähigkeit in den stimulierten Zellen zu überwachen. Schlechte Lebensfähigkeit nach dem Stimulationsschritt führt in der Regel zu einer weniger erfolgreichen Transduktion. Unabhängig davon, ob Viruspräparate im Labor hergestellt oder ausgelagert werden, sollten sie bei -80 °C in Einweg-Aliquots gelagert werden, um Tauwetterzyklen zu vermeiden, die das Virus schädigen und die Transduktionseffizienz beeinträchtigen können. Das Virus muss gezähnt werden, damit in jedem Experiment konsistente Mengen an Viren verwendet werden können. Wenn Sie das Virus zur Transduktion verwenden, tauen Sie das Virus schnell auf und speichern Sie es auf Eis, bis es nötig ist. Die Wahl von Promotor-, Enhancer- und Hüllproteinen kann sich auf die Transduktionseffizienz und die Expression von Transgen in Zielzellen auswirken. Daher muss ein MOI empirisch bestimmt werden. Darüber hinaus hat die Verwendung eines Mediums zur Unterstützung von T-Zellen und Platten mit gasdurchlässigen Bohrkörpern zur Expansion zu einer ausgezeichneten Ausdehnung der transduzierten Zellen geführt. Allerdings gibt es tier-tier-Variabilität in der Zellexpansionsrate. Wir empfehlen eine Studie, um die Fähigkeit eines bestimmten Zellpräparats zu bestimmen, transduced und erweitert zu werden. Die Expansionsstufen sind sowohl bei kleinen als auch in großen Transduktionen konsistent.
Mit diesem Protokoll haben wir bis zu 2,5 x 109 Zellen für die Infusion in Versuchstiere produziert. Obwohl wir es zu diesem Zeitpunkt für unnötig hielten, das Protokoll zu skalieren, ist die Verwendung von 6 Brunnenplatten eine Beschränkung der großflächigen Zellpräparation, und das Protokoll würde eine Änderung erfordern, um eine größere Anzahl von Zellen zu erzeugen. Beispiele für mögliche Modifikationen sind die Durchführung der Transduktion in einem fibronectinbeschichteten Kulturbeutel, um die Anzahl der transduzierten Zellen zu erhöhen und ein größeres gasdurchlässiges Kulturgefäß für den Expansionsschritt zu nutzen. Obwohl wir diese Änderungen noch nicht vorgenommen haben, verwenden sie kommerziell erhältliche Produkte und sind machbare Änderungen am aktuellen Protokoll.
Mit dieser Methode haben wir transduzierte Zellen aus PBMC hergestellt, isoliert von nicht infizierten Tieren, SIV-infizierten Tieren und von SIV-infizierten Tieren, die mit antiretroviraler Therapie (ART) behandelt wurden. Wir haben jedoch eine Verringerung der Transduktionseffizienz in den ART behandelten Zellen20festgestellt. Diese Reduktion ist vermutlich auf die Hemmung der Reverse-Transkriptase und/oder Integrase durch die Medikamente zurückzuführen. Transduktionen von Zellen von ART-behandelten Tieren erfordern Änderungen an diesem Protokoll, wie z. B. die Verringerung des intrazellulären Gehalts der ART-Medikamente durch stoppende ART für mehrere Tage vor dem Sammeln der PBMC oder durch die Verwendung eines alternativen Vektors, der nicht von den häufig verwendeten ART-Medikamenten beeinflusst wird.
Es ist wichtig, dass die für die Immuntherapie produzierten Zellen einen minimal differenzierten Phänotyp aufweisen, damit sie nach der Infusion fortbestehen12. Obwohl viele Protokolle für die Adoptivübertragung von Zellen lange Kulturzeiten erfordern, wurde eine reduzierte Ex-vivo-Kulturzeit sowohl mit einer Verringerung der Differenzierung als auch mit einer Verbesserung der CAR-T-Zellfunktionkorreliert 13. Der relativ schnelle Zeitrahmen dieses Transduktions- und Erweiterungsprotokolls ermöglicht die Aufrechterhaltung des gewünschten zentralen Speicherphäpnotyps und produziert gleichzeitig genügend Zellen für die Erprobung ihres immuntherapeutischen Potenzials20.
Das Ziel der Produktionsstrategie für dieses T-Zell-Immuntherapie-Produkt ist es, T-Zellen herzustellen, die SIV-infizierte Zellen erkennen, den Verkehr zum Ort der Virusreplikation im B-Zellfollikel verfolgen und im Tier verbleiben, was zu einer langfristigen funktionelle Heilung ohne antiretrovirale Medikamente. Für die Übersetzung in ein humanes Immuntherapieprodukt kann dieses Protokoll geändert werden, um menschliche T-Zellen durch den Einsatz von humanspezifischen Antikörpern und Zytokinen und die Umsetzung von GMP-Standards zu transduzieren, mit dem Endziel, eine funktionelle Heilung für Hiv.
The authors have nothing to disclose.
Diese Studie wurde durch die NIH-Stipendien 5R01AI096966-06S1 (PS, EC und EB), 1UM1AI26617 (PS, EC und EB), P51OD011106/P51RR000167 (ER), MN REACH Grant 5U01HL127479-03 (PS), 1R01A14 3380-01 (PS und EB), 1UM14126617 (PS und EG) sowie Mittel der NIAID Division of Intramural Research und des NIH Intramural AIDS Targeted Antiviral Program. Anti-CD3 und Anti-CD28, die in diesen Studien verwendet wurden, wurden von der NIH Nonhuman Primate Reagent Resource (R24 OD010976, U24 AI126683) bereitgestellt. IL-2, das in diesen Studien verwendet wurde, wurde vom NCI Preclinical Repository bereitgestellt. Wir danken unseren Mitarbeitern in diesem CD4-MBL CAR/CXCR5-Projekt, Dr. Elizabeth Connick an der University of Arizona, Dr. Edward A Berger an der NIAID, NIH, Dr. Eva G Rakasz am Wisconsin National Primate Research Center und Dr. Geoff Hart und Frau Preethi Haran an der University of Minnesota, Dr. Leslie Kean an der Harvard Medical School und Dr. Catherine Bollard am Children’ Research Institute. Wir danken auch Dr. Scott McIvor von der University of Minnesota, Dr. Christopher Peterson am Fred Hutchinson Cancer Center, Dr. Matthew Trivett am NIH, Dr. Agne Taraseviciute am Seattle Children es Hospital und Dr. Conrad Russell Cruz vom Children es Research Institute für ihre sehr hilfreiche Unterstützung bei der Optimierung dieses Protokolls. Wir danken auch Frau Chi Phan und Frau Jhomary Alegria-Berrocal an der University of Minnesota für die Gammaretroviralproduktion und Frau Kim Weisgrau von der University of Wisconsin-Madison für die Isolierung von Rhesus-Macaque PBMC.
Gammaretrovirus preparation | |||
0.025% Trypsin, 0.01% EDTA | Gibco | R-001-100 | |
293T cells | ATCC | CRL-3216 | |
6 well plates, treated | CytoOne | CC7682-7506 | |
DMEM | Gibco | 10569-010 | |
Heat-inactivated FBS | Hyclone | Sh30088.03 | |
Lipofectamine | Invitrogen | 11668019 | transfection reagent |
Opti-Mem | Invitrogen | 31985070 | reduced serum media |
pBS-CMV-gagpol | Addgene | 35614 | A gift from Dr. Patrick Salmon |
pMSGV1 containing CAR P2A CXCR5 | custom order from GenScript | ||
RD114 | A gift from Dr. Ed Berger | ||
T75 flasks | CytoOne | CC7682-4875 | |
VSV-G | pMD.G | A gift from Dr. Scott McIvor | |
T cell stimulation | |||
6 well plates, untreated | CytoOne | CC7672-7506 | |
Anti-CD28 | NHP Reagent Resource | Clone: CD28.2 | |
Anti-macaque CD3 | NHP Reagent Resource | Clone: FN18 | |
Phosphate buffered saline | Gibco | 14190-144 | |
Rhesus macaque PBMC or CD8 T cells | WNPRC | Primary cells | |
For Fibronectin coating | |||
6 well plates, untreated | CytoOne | CC7672-7506 | |
BSA (Fraction V) | HyClone | SH 30574.02 | |
RetroNectin (1 mg/ml) | TaKaRa | T100A | |
For T cell Expansion | |||
G-Rex 6 Well Plate | Wilson Wolf | P/N 80240M | Plates with gas permeable wells |
Media Components | |||
b mercaptoethanol | Gibco | 21985-023 | |
Heat-inactivated FBS | Hyclone | Sh30088.03 | |
IL-2 | NCI Preclinical Repository | ||
Penicillin/Streptomycin/Glutamine | Gibco | 10378-016 | |
X-Vivo-15 medium | Lonza | 04-418Q | |
Variations of Media used | |||
Basic medium: | X-Vivo 15 medium, 10% heat-inactivated FBS, 1 x Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine | ||
Expansion medium: | Growth medium + 50 mM b mercaptoethanol | ||
Growth medium: | Basic medium + 50 IU/ml IL-2 | Completion of media by addition of anti-CD28, IL-2 or b-mercaptoethanol should occur on the day of use. | |
Cell counting | |||
Countess cell counting chambers | Invitrogen | AMQAF1000 | |
Countess II FL Automated Cell Counter | Invitrogen | T10282 | |
Trypan blue, 0.4% solution | Invitrogen | T10282 | |
Flow Cytometry | |||
Alexa Fluor 647 Antibody Labeling Kit | Invitrogen | A20186 | for conjugation of MBL antibody |
anti-CD28-BV605 | BD Biosciences | 562976 | |
anti-CD3-AF700 | BD Biosciences | 557917 | |
anti-CD4-FITC | BD Biosciences | 556615 | |
anti-CD8-BV788 | BD Biosciences | 563824 | |
anti-CD95-PerCP Cy5.5 | BD Biosciences | 561655 | |
anti-CXCR5-PE | eBioscience | 12-1985-42 | |
anti-MBL | Invitrogen | MA1-40145-S6 | |
Flow Analysis software | FlowJo, LLC | FlowJo v10 | |
Flow Cytometer | Beckman | CytoFlex | |
Live/Dead Near IR | Invitrogen | L10119 | |
Other equipment | |||
Aerosolve canisters to contain aerosol leakage | Beckman | SX4750 | Safety equipment |
Beckman Allegra Centrifuge | Beckman | Sterilgard e3 | |
Cell culture incubator | Thermo Fisher | Everlast 247 | |
Class II Laminar flow hood | Baker | Heracell Vios 160i | |
Extra-Safe Disposable lab coat | Fisher Scientific | 359232 | Personal protective equipment |
Microplate carriers with biocertified covers | Beckman | SX4750A | Safety equipment |
Rocking platform | Benchmark | C10228 | |
Swinging bucket rotor | Beckman | X13-R | |
X-Gen Nitrile gloves | Genesee | Personal protective equipment |