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Neuroscience

Sistema di microinietatra per l'infusione combinata di farmaci e l'elettrofisiologia

Published: November 13, 2019
doi:
10.3791/60365
, , ,
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences,University of Utah, 2Department of Biomedical Engineering,University of Utah, 3Department of Electrical Engineering and Computer Science,University of California, Irvine, 4Department of Biomedical Engineering,University of California, Irvine

Summary

Vi presentiamo un sistema di microinierode progettato per l’elettrofisiologia e la somministrazione assistita di sonde sperimentali (ad esempio, nanosensori, microelettrodi), con infusione di farmaci opzionali. I componenti microfluidici ampiamente disponibili sono accoppiati a una cannula contenente la sonda. È incluso un protocollo passo-passo per la costruzione di microinierode, con risultati durante l’infusione di muscimolo nella corteccia macaca.

Abstract

Questo sistema di microinierode è progettato per l’infusione di farmaci, l’elettrofisiologia e la consegna e il recupero di sonde sperimentali, come microelettrodi e nanosensori, ottimizzate per l’uso ripetuto in animali svegli e che si comportano. Il sistema di microinierode può essere configurato per molteplici scopi: (1) semplice disposizione della cannula per il posizionamento di una sonda sperimentale che altrimenti sarebbe troppo fragile per penetrare la dura mater, (2) infusione microfluidica di un farmaco, sia indipendentemente o accoppiato a una cannula contenente una sonda sperimentale (ad esempio, microelettrodo, nanosensore). In questo protocollo spieghiamo la costruzione passo dopo passo del microiniere, il suo accoppiamento ai componenti microfluidici e il protocollo per l’uso del sistema in vivo. I componenti microfluidici di questo sistema consentono la consegna di volumi sulla scala nanolitera, con un minimo danno penetrazione. L’infusione di farmaci può essere eseguita in modo indipendente o simultaneo con sonde sperimentali come microelettrodi o nanosensori in un animale sveglio e che si comporta. Le applicazioni di questo sistema vanno dalla misurazione degli effetti di un farmaco sull’attività e sul comportamento elettrico corticale, alla comprensione della funzione di una regione specifica della corteccia nel contesto delle prestazioni comportamentali basate su misurazioni della sonda o dei nanosensori. Per dimostrare alcune delle capacità di questo sistema, presentiamo un esempio di infusione di muscimolo per l’inattivazione reversibile del campo oculare frontale (FEF) nel macaco rhesus durante un’attività di memoria di lavoro.

Introduction

Elettrofisiologia e metodi di iniezione di droga sono ampiamente utilizzati nelle neuroscienze per studiare l’attività neuronale e il comportamento, in vivo, in roditori e primati. Nel corso degli ultimi tre decenni, i miglioramenti dei modelli early injectrode hanno permesso una tecnica più precisa e meno invasiva, e la registrazione simultanea e l’iniezione di droga in specifici siti cerebrali1,2,3. Per i primati in particolare, la capacità di fornire con precisione piccoli volumi con un danno tissutale minimo è fondamentale se la tecnica deve essere utilizzata per lo studio di funzioni cognitive avanzate che richiedono animali altamente addestrati. I recenti progressi includono misurazioni elettrofisiologiche e chimiche croniche in combinazione con la stimolazione mediante sonde impiantate4, e la registrazione combinata e la somministrazione di farmaci microfluidici è stata recentemente pilotata nei roditori5. Il sistema di iniettatura qui descritto consente la registrazione elettrofisiologica, la stimolazione e la consegna precisa dei farmaci, ed è già stato implementato con successo in più laboratori primati6,7,8.

La crescente disponibilità di sensori delicati e specializzati, come i nanosensori9,10 con applicazioni neuroscientifiche, richiede un metodo affidabile per far passare la sonda attraverso la dura mater senza danneggiare i fragili dispositivi su nanoscala o le punte dei microelettrodi.

Abbiamo progettato un sistema di microiniezione che supera le sfide tecniche della combinazione di questi metodi utilizzando componenti prontamente disponibili e a basso costo e facilita due funzioni principali: (i) La capacità di posizionare una sonda sperimentale fragile, come microelettrodi o nanosensori, attraverso la dura mater e il tessuto neurale, protetti da eventuali danni. Questa funzionalità consente il posizionamento della sonda sperimentale in luoghi mirati, consegnati utilizzando la cannula come guida attraverso il tessuto neurale. (ii) La capacità di utilizzare un microelettrodo per eseguire esperimenti che combinano registrazioni elettrofisiologiche e stimolazione elettrica con iniezione di droga.

Il nostro sistema utilizza un tubo guida per penetrare la dura, insieme a una cannula che funziona sia per la somministrazione di farmaci (quando si utilizza il sistema per la microinfusione) e fornisce una protezione aggiuntiva per il microelettrodo o nanosensore (sia quando si passa attraverso la durata e tessuto neurale). Questo sistema può essere facilmente costruito con componenti ampiamente disponibili in commercio, che sono economici e facili da trovare. Riduciamo al minimo i danni da penetrazione utilizzando una cannula di piccolo diametro (diametro esterno OD – 235 m, ID di diametro interno – 108 m).

Qui presentiamo istruzioni passo-passo per la costruzione e la configurazione del microiniezione del sistema microfluidico. Spieghiamo i passaggi necessari per l’uso del microinierode, indipendentemente o accoppiato al sistema microfluidico per l’iniezione di droga. Un approccio simile può essere applicato con qualsiasi sonda sperimentale fragile, come un nanosensore9,10. La sonda può essere caricata frontale o indietro nella cannula (a seconda del design) e sarà protetta dai danni quando penetra la dura e il tessuto neurale. Forniamo dati di esempio da un esperimento in vivo con primati non umani, in cui abbiamo usato un microelettrodo di tungsteno per eseguire la stimolazione elettrica, e successivamente iniettato muscimol nel campo oculare frontale (FEF) mentre l’animale eseguiva un compito di memoria guidata saccade (MGS).

Protocol

Seguono le procedure sperimentali seguite dal National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals e dalla Society for Neuroscience Guidelines and Policies. I protocolli per le procedure sperimentali e comportamentali sono stati approvati dal Comitato istituzionale per la cura e l’uso degli animali dell’Università dello Utah. 1. Costruzione del Microinjectrode per la stimolazione e la registrazione (Figura 1a) Misurare la lunghezza della cannula e della sonda (in questo esempio un nanosensore). La sonda deve essere più lunga della cannula per la lunghezza che deve sporgere dalla punta della cannula (a seconda del design della sonda) più circa 2 cm. Sotto una lente di ingrandimento o un microscopio (ingrandimento di 10 x), caricare la sonda nella cannula; se possibile, è preferibile un back-loading per proteggere la punta della sonda. NOT:</ Questo passaggio, eseguito manualmente, è impegnativo. Si raccomanda di praticare con un microelettrodo sotto una lente di ingrandimento prima di tentare con una sonda sperimentale reale. Passare la cannula (contenente la sonda) attraverso il ferrule superiore, la giunzione a T e il ferrule inferiore. Se la sonda è solo un singolo filo senza alcun attacco, caricarlo di nuovo nella canula e inserire l’assieme nella giunzione a T dal ferrule inferiore. La parte superiore della cannula (lato di estremità piatta) deve essere posizionata al centro della giunzione a T, all’interno del fondo ma non del ferrule superiore. La sonda sperimentale o il biosensore dovrebbe sporgere sopra la parte superiore del ferrule superiore. NOT:</ Le ferrules su misura possono essere fatte anche forando un foro nei tappi ferrule utilizzando micro punte di perforazione, la dimensione del foro è basata sul diametro necessario per stringere la cannula alla giunzione a T. Utilizzare la chiave ferrule per stringere le ferrules sulla parte superiore e inferiore della giunzione a T. Non stringere eccessivamente. Un piccolo pezzo di tubo può essere aggiunto per rafforzare il supporto dell’elettrodo all’interno del ferrule superiore. Perni dorati di saldatura per ciascuno dei terminali della sonda (segnale, terreno, ecc.), secondo le specifiche della sonda. Regolare la posizione relativa di sonda e cannula. Misurare la distanza che la sonda sporge dalla cannula sotto ingrandimento e regolare manualmente dall’estremità superiore (sonda può scivolare liberamente all’interno delle ferregole). Aggiungere la colla epossidica tra i perni d’oro e il ferrule superiore per attaccare la sonda al ferrule. Svitare il ferrule superiore per ritrarre la sonda all’interno della cannula. Verificare visivamente che la sonda sia completamente all’interno della cannula sotto ingrandimento. Collegare l’iniettato resio nel microdrive. 2. Costruzione del microiniere per l’infusione di droghe (Figura 1b) Fissare la “non svelata” o l’estremità piatta della cannula sul fondo della giunzione a T utilizzando un ferrule. Utilizzare la chiave ferrule per stringere il ferrule. Fissare un piccolo pezzo di tubo capillare (1,5 cm) alla parte superiore della giunzione a T passando attraverso il ferrule standard. Stringere con una chiave ferrule. Eseguire il back-load del microelettrodo attraverso il tubo capillare, la giunzione a T, la cannula e le ferregole corrispondenti. Assicurarsi che la parte posteriore dell’elettrodo sporge a meno di 1 cm dalla parte posteriore del tubo capillare, e la punta dell’elettrodo sporge dalla cannula alla distanza desiderata sul lato inferiore. La posizione dell’elettrodo può essere regolata manualmente dall’estremità superiore. Solder un perno d’oro al terminale microelettrodo. Aggiungere la colla epossidica tra il perno d’oro e il ferrule superiore per attaccare il microelettrodo al ferrule. Svitare il ferrule superiore per ritrarre la sonda all’interno della cannula. Verificare visivamente che il microelettrodo sia completamente retratto nella cannula. 3. Costruzione del circuito microfluidico (Figura 2) Posizionare una tavola da pane su una superficie stabile. Posizionare le due valvole a tre vie parallele ai lati più lunghi della breadboard, circa 6 in distanti con una porta (quella sempre aperta) di fronte all’altra. Utilizzare le viti per fissare le valvole alla breadboard. Posizionare un righello accanto alle valvole (per misurare e monitorare il movimento dei fluidi all’interno del tubo capillare). Caricare una miscela di 1:1 olio a bassa viscosità e colorazione alimentare (marcatore) nella siringa a gas e posizionare nella pompa Marker. Tagliare un pezzo di tubi capillari e utilizzare ferrules standard e connettori Luer-lock per collegare la siringa a una delle porte sulla valvola di ingresso. Questa è la “linea di marcatore”. Tagliare un breve pezzo di tubi capillari per la “linea del righello”. Utilizzare ferregole standard per stringere alle porte di fronte delle valvole. Tagliare due pezzi più lunghi di tubi capillari per collegare la valvola di uscita al microinierode e per collegare la pompa del farmaco alla valvola di ingresso (utilizzare fattorie standard). NOT:</ La lunghezza di queste due linee dipende dalla configurazione sperimentale, una deve essere abbastanza lunga da raggiungere dall’apparato di infusione all’animale, e l’altra dalla pompa del farmaco alla valvola di ingresso. Utilizzare una pietra fessura per tagliare il tubo capillare. 4. Montaggio del Microinjectrode al Microdrive (Figura 3) Assicurarsi che il microelettrodo/sonda sperimentale sia retratto nella cannula prima del montaggio. NOT:</ Il tubo guida deve essere in posizione in microdrive. Attaccare un adattatore su misura al microinierode. Caricare al top il microinierode attraverso il tubo guida e fissarlo all’adattatore utilizzando viti. Misurare la posizione del microdrive (profondità) in cui il microiniere sporge dal tubo guida, quindi ritrarlo a 1 cm per prepararsi per l’inserimento. Per gli esperimenti di microinfusione, collegare la “linea cerebrale” all’apertura inutilizzata della giunzione A T del microinirode. Utilizzare un ferrule standard e stringere con la chiave del ferrule. 5. Lavaggio e preparazione del sistema microfluidico Posizionare il microdrive con il microinierode su un becher di scarto. Caricare la cloreradina (ad esempio, nolvasan; sciolta a 20 g/L) nella siringa a gas da 1 mL e posizionarla nella pompa della droga. Ruotare la direzione di flusso delle valvole in modo che il fluido vada dalla pompa del farmaco attraverso la valvola alla linea della valvola e fuori la “linea del cervello”. Scovare il circuito con clorairdina utilizzando una bassa portata (50-200 l/min) per un minimo di 10 min. Ripetere i passaggi da 5.2 a 5.3 con salina sterile e poi aria. NOT:</ È importante verificare la presenza di perdite in questa fase. Applicare delicatamente salviette senza laint alle giunzioni per aiutare a rivelare eventuali perdite di liquido attraverso le ferrulese. Caricare il farmaco nella siringa a 500 , comprimere l’aria e quindi mettere nella pompa della droga. Flusso a 50 l/min fino a quando alcune gocce scorrono dal microinierode. Immergere il tubo guida in cloressidina (sciolto a 20 g/L) per 15 min. Ruotare la direzione della valvola di uscita verso la “linea di lavaggio”. Avanzare la pompa Marker fino a quando non viene osservato un bordo chiaro di colore e olio sulla linea del righello. Assicurarsi che ci sia sempre olio tra il farmaco e il colore al fine di non mescolare i due materiali solubili in acqua e perdere il bordo tagliente tra di loro. Contrassegnare la posizione iniziale di questa linea olio/tintura (con un pezzo di nastro o pennarello). Ruotare la direzione della valvola di uscita verso la linea cerebrale. 6. Esecuzione di registrazioni o un esperimento di infusione NOT:</ I passaggi di movimentazione degli animali variano a seconda del laboratorio e dell’esperimento. I seguenti passaggi devono essere eseguiti dopo la necessaria configurazione chirurgica e la preparazione è stata eseguita per esporre la dura. A seguito dell’esperimento, tutte le fasi successive alla procedura devono essere eseguite in conformità con protocolli approvati istituzionalmente. Collegare il microdrive alla camera di registrazione. Abbassare il tubo guida per penetrare la dura. NOT:</ Il tubo guida non deve penetrare oltre la dura per evitare di danneggiare la corteccia. Abbassare il microinierode a circa 2 mm sopra il sito per la registrazione / iniezione nel cervello. Stringere il ferrule superiore (microelettrodo/biosensore sporgente) e collegare i perni d’oro al sistema di registrazione. Continuare a far avanzare il microinierode al sito di destinazione. NOT:</ Ricordarsi di includere la distanza che il microelettrodo si estende oltre la cannula nei calcoli. Per gli esperimenti di infusione, utilizzare la pompa di microsiringe manuale per spostare la colonna di olio di 1 cm ogni 3 min (60 nL/min). Una volta infuso il volume desiderato, passare la valvola di uscita verso la linea di lavaggio. NOT:</ Il volume infuso varierà in base alle specie modello e all’area del cervello bersaglio. Flussi più rapidi possono danneggiare il tessuto neurale. Una volta completati gli esperimenti, ritrarre il microinierode all’interno del tubo guida (lasciare la sonda sporgente). Quindi rimuovere il microdrive per lo sciacquone. Svuotare il sistema microfluidico come descritto nei passaggi 5.1-5.5. per prepararsi al riutilizzo. NOT:</ Nella nostra esperienza, il microiniere durerà per diversi usi se viene presa cura adeguata. La qualità di registrazione elettrofisiologica scende più velocemente della capacità di iniezione.

Representative Results

Abbiamo effettuato l’iniezione di un agonista GABAa (muscimol) per l’inattivazione reversibile del campo oculare frontale (FEF), mentre l’animale eseguiva un compito di memoria guidato saccade11. In questo compito, l’animale si fissa e viene presentato un obiettivo visivo periferico. L’animale mantiene la fissazione mentre ricorda la posizione di destinazione, e una volta che il punto di fissaggio scompare, esegue un movimento saccadico dell’occhio nella posizione ricordata per ricevere una ricompensa. Il microinierode è stato costruito secondo le istruzioni nella Figura 1b. Il volume di infusione per l’esperimento di esempio era 850 nL. Le prestazioni comportamentali dell’attività di memoria guidata saccade (MGS) in varie posizioni e orari in relazione all’infusione di muscimol sono mostrate nella Figura 4. I maggiori deficit di performance sono stati osservati a 2 a 3 h dopo l’infusione. Figura 1: Fabbricazione passo dopo passo del microiniezionrode. (a) Configurazione per l’uso indipendente dal sistema microfluidico. Cannula e sonda sono misurati al fine di confermare che la punta della sonda può essere sporgente alla lunghezza desiderata (ad es., 150 m). La sonda è caricata frontalmente nella cannula. La cannula viene passata attraverso la giunzione a T e attaccata sul lato inferiore, con l’estremità piatta al centro della giunzione a T; il back-end della sonda continua attraverso il ferrule superiore. Il microinierode è finalizzato dalla saldatura dei perni d’oro su ciascuno dei terminali della sonda e aggiungendo colla tra di loro e il ferrule superiore per la stabilità. La connessione al sistema di acquisizione dipende dalla progettazione della sonda. In questo esempio, la nostra sonda è un nanosensore con tre piste. (b) Configurazione da utilizzare con sistema microfluidico. Per accoppiare il microinibitore al sistema microfluidico, viene utilizzato un pezzo di tubo capillare per il lato superiore della giunzione a T. La sonda può essere caricata anteriormente o posteriore. La linea microfluidica viene quindi collegata alla terza apertura di giunzione a T. In questo esempio abbiamo usato un microelettrodo. Guarda l’immagine ingrandita della punta di una cannula in cui il microelettrodo è stato sporgente stringendo il ferrule superiore. Vedere la Tabella dei materiali per un elenco degli elementi utilizzati nella costruzione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: Sistema microfluidico. La configurazione a due valvole consente il controllo della direzione del flusso verso il microinierode o verso la linea di lavaggio per la risoluzione dei problemi. Il circuito si basa su due valvole a 3 porte collegate utilizzando tubi capillari e ferregole standard. Le siringhe gasasi vengono utilizzate per trasportare e iniettare il farmaco per infusione e il marcatore. Una pompa di siringa programmabile consente lo sciacquone automatico del sistema e il caricamento del farmaco. Una pompa di microsiringe manuale consente l’iniezione controllata e la visualizzazione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: Montaggio di microinierode su un micromotore idraulico con e senza capacità di iniezione. Passo 4.1: Un adattatore su misura consente l’attaccamento del microinierode al microdrive. Una singola vite attacca l’adattatore al microdrive; due viti di microiniere sicuro all’adattatore. Il ferrule superiore deve essere svitato di almeno 2 giri per proteggere la punta del microelettrodo/sonda sperimentale durante il caricamento del microiniere nel tubo guida del microdrive. Passo 4.3: Inserire microiniendo nel tubo guida dall’alto. Passo 4.4: Se si esegue la microinfusione, collegare la linea del farmaco alla terza apertura di giunzione a T utilizzando un ferrule di plastica. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: Memoria guidato attività saccade durante l’infusione di muscimol in FEF. (a) Il microinierode è stato collocato nell’emisfero destro, nell’area FEF. (b) Prestazioni comportamentali durante un’attività MGS in cui otto obiettivi sono posizionati perifericamente. Abbiamo eseguito 4 blocchi del compito MGS, prima e tre volte dopo l’iniezione. La trama polare mostra le prestazioni (eccentricità) in ciascuno di questi periodi (colore), per posizioni diverse rispetto al punto di fissaggio (angolo su trama polare). Le prestazioni sono nettamente diminuite nell’emifield visivo sinistro 2 h dopo l’iniezione (traccia blu, metà sinistra della trama polare). (c) Saccade traccia per 8 posizioni di memoria periferica prima (a sinistra) e dopo l’iniezione di muscimol nel FEF (destra, 1 e 3 h post-infusione). La precisione dei Saccade nell’emisfero visivo sinistro (metà sinistra delle trame polari) è diminuita dopo l’iniezione di muscimol. Scala in gradi di angolo visivo (dva). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Attualmente sono disponibili diversi metodi per eseguire la somministrazione simultanea di farmaci e l’elettrofisiologia. Il nostro sistema è destinato ad avere la flessibilità di essere utilizzato per le registrazioni in modo indipendente o in combinazione con l’iniezione di droga, e di avere la capacità di posizionare con precisione qualsiasi sonda sperimentale fragile, come un nanosensore o un microelettrodo, protetto da eventuali danni, attraverso la dura mater e il tessuto neurale. Il sistema consente un controllo preciso dei volumi di infusione di farmaci ad occhio nudo (precisione 17 nL mostrata negli studi precedenti nel nostro laboratorio3).

Ci sono sistemi più specializzati per l’iniezione di pressione con diametri più piccoli12. Tali sistemi consentono più siti di registrazione, ma la complessa configurazione del software e dell’hardware necessari per il controllo del sistema comporta costi più elevati per ciascuno dei componenti e ha una minore flessibilità per interfacciarsi con sonde sperimentali che non sono ancora commercializzate su larga scala. Inoltre, il nostro iniettore non richiede un impianto cronico e fornisce un grande grado di flessibilità: compatibile con biosensori per misurare i segnali chimici ed elettrofisiologici, e in grado di infondere farmaci, con il potenziale per misurare l’effetto delle infusioni di farmaci localizzati su queste risposte.

Il progetto permette di sporare la sonda sperimentale dopo la penetrazione dura al fine di evitare danni alla struttura della sonda. Questa caratteristica consente la multifunzionalità del dispositivo, per penetrare la dura senza rischiare danni da alcuna sonda sperimentale come nanosensori su scala nanometrica10. Tuttavia, c’è una limitazione della lunghezza che può essere sporgente, limitata dal numero di giri del ferrule, limitata a 1 mm per le ferregole standard. C’è un danno minimo ai tessuti a causa del piccolo diametro della cannula (228 m).

Nell’esperimento che abbiamo mostrato, il sistema è stato utilizzato per eseguire la consegna controllata di muscimol per l’inattivazione reversibile del FEF, contemporaneamente con stimolazione elettrica o registrazione extracellulare (singolo neurone, potenziale di campo locale) utilizzando un microelettrodo. Questo esperimento in FEF richiede la microstimolazione del FEF per confermare i vettori saccades prima dell’inattivazione, e il farmaco è stato infuso per studiare la memoria di lavoro durante l’inattivazione reversibile del FEF. È improbabile che una registrazione dallo stesso singolo neurone isolato possa essere mantenuta prima e dopo l’iniezione di droga; tuttavia, siamo stati in grado di registrare i potenziali di campo locale prima e dopo l’infusione. Qui, mostriamo un esperimento che combina iniezione, registrazione e stimolazione elettrica.

Una volta impostato, il metodo è molto affidabile e robusto. Tuttavia, a causa della precipitazione di piccole molecole (ad esempio, sale) all’interno del piccolo tubo e delle porte, è necessario un lavaggio approfondito dopo ogni esperimento al fine di mantenere la microfluidica libera da ostruzioni e perdite. Grazie alla semplicità dell’intero circuito, ogni componente può essere sostituito in modo indipendente per facilitare la risoluzione dei problemi.

Anche se il metodo è stato dimostrato nell’area FEF in un primate non umano, il principio può essere applicato a qualsiasi altra area del cervello in cui si desidera una combinazione di stimolazione elettrica, registrazione e iniezione di droga, in specie di dimensioni del roditore o più grandi.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto da finanziamenti da parte del National Institutes of Health (NIH), concede EY026924 ed EY014800 (a B.N.), una sovvenzione senza restrizioni dalla ricerca per prevenire la cecità, Inc., New York, al Dipartimento di Oftalmologia e Scienze Visive, Università dello Utah, e i fondi di start-up forniti a R.E. dalla Henry Samueli School of Engineering e dal Department of Electrical Engineering presso l’Università della California, Irvine. Questo metodo si basa su un precedente rapporto di un metodo simile sviluppato nel laboratorio del Dr. Tirin Moore, pubblicato in Noudoost & Moore 2011, Journal of Neuroscience Methods. Gli autori ringraziano la dott.ssa Kelsey Clark per i suoi commenti sul manoscritto.

Materials

3-port manual valves LabSmith Manual 3-Port Selector Valve (MV201-C360) https://products.labsmith.com/mv201-manual-3-port-selector-valve/#.XNYEC9NKh26
Cannulae Vita Needle Company 304 Stainless steel tubing, Outer Diameter 228μm, Inner Diameter 165μm https://www.vitaneedle.com/assets/files/Vita_Needle_Master_Tubing_Gauge_Chart.pdf
Cleaving stone Molex Cleaving stone 1" x 1" (part No. 1068680064) Highly recommended to follow method for cleaving capillary tubing: https://www.cmscientific.com/info_sheets/cleaving_procedure.pdf
Clorhexidine diacetate Walmart Nolvasan solution disinfectant (AAP311) Used for microfluidic circuit flushing, dissolved at 20 g/L
Custom adapter Custom provider – Custom machined adapter to connect microinjectrode to hydraulic microdrive
Driver LabSmith T7 TORX driver for installing breadboard screws (LS-TORX Driver) https://products.labsmith.com/ls-torx-driver/#.XO8sndNKh25
Epoxy glue LabSmith Two-part high-strength epoxy adhesive (LS-EPOXY) for metal and plastic bonding https://products.labsmith.com/ls-epoxy-12ml-epoxy-adhesive/#.XO8t89NKh24
Ferrule LabSmith One-Piece Fitting (C360-100) for connecting capillary, thru hole sized for 360μm OD capillary https://products.labsmith.com/one-piece-fitting#.XNYEaNNKh24
Ferrule plug LabSmith One-Piece Plug (C360-101) for use in any -C360 port https://products.labsmith.com/one-piece-fitting-plug/#.XNYFl9NKh24
Ferrule wrench LabSmith 1/8" hex wrench for installing one-piece fittings and plugs (LS-HEX 1/8" Hex Wrench) https://products.labsmith.com/ls-hex-1-8-hex-wrench/#.XO8sqtNKh24
Gastight syringe Hamilton Company 500μL gastight syringe model 1750 (81220) and 1mL gastight syringe model 1001 (81320) https://www.hamiltoncompany.com/laboratory-products/syringes/81220#top
Gold pins Aim-Cambridge Male gold plated crimp-on connector pin (40-9856M) https://www.masterelectronics.com/aim-cambridge-cinch-connectivity-solutions/409856m-10109145.html
Lint-free wipes Kimberly Clark Kimtech Science Kimwipes Delicate Task Lint-free wipes, used to identify leaks in the system
Liquid food color McCormick & Co. Water based, black liquid food color (52100581873) https://www.mccormick.com/spices-and-flavors/extracts-and-food-colors/food-colors/black-food-color
Low viscosity oil Clearco Products Co. Pure Silicone Fluid Octamethyltrisiloxane with a viscosity of 1cSt at 25°C (PSF-1cSt) http://www.clearcoproducts.com/pure-silicone-super-low-viscosity.html
Luer-Lock connector LabSmith Luer-Lock Adapter (C360-300), female fitting for connecting Luer Lock syringe to 360μm capillary tubing https://products.labsmith.com/luer-lock-adapter-assembly#.XO81MtNKh24
Micro drill bits Grainger Micro drill bit, 0.23mm (414H85) https://www.grainger.com/category/machining/drilling-and-holemaking/drill-bits/machining-drill-bits/micro-drill-bits
Microelectrode FHC Metal microelectrode, tungsten with epoxy insulation https://www.fh-co.com/category/metal-microelectrodes
Oil hydraulic micromanipulator Narishige Group Oil Hydraulic Micromanipulator with guide tube attached (MO-96) http://products.narishige-group.com/group1/MO-96/chronic/english.html
Polymicro Capillary Tubing Molex Polymicro Flexible Fused Silica Capillary Tubing (TSP150375), Outer Diameter 375µm, Inner Diameter 150µm https://www.molex.com/webdocs/datasheets/pdf/en-us/1068150024_CAPILLARY_TUBING.pdf
Programmable syringe pump Harvard Apparatus Standard Infuse/Withdraw Pump, programmable (70-2213) https://www.harvardapparatus.com/standard-infuse-withdraw-pump-11-pico-plus-elite-programmable-syringe-pump.html
Ruler Empire Stainless steel 6" Stiff ruler (27303) http://www.empirelevel.com/rulers.php
Screw set LabSmith Valve mounting screw set (LS-SCREWS .25), thread-forming screws (2-28 x 1/4”) to mount valves to breadboard https://products.labsmith.com/ls-screws-25#.XO8widNKh24
Standard Breadboard LabSmith 4" x 6" platform (LS600), with 0.25" hole spacing for mounting fluid circuit https://products.labsmith.com/standard-breadboard/#.XO8xDdNKh24
Sterile saline (sodium chloride) 0.9%. Baxter 0.9% Sodium Chloride sterile Sterile Intravenous Infusion
Sterile syringe filters Millipore Sigma MilliporeSigma™ Millex™-GP Sterile Syringe Filters with PES Membrane (SLGPM33RS) https://www.fishersci.com/shop/products/emd-millipore-millex-sterile-syringe-filters-pes-membrane-green-4/slgpm33rs
Stoelting manual microsyringe pump Stoelting Company Manual infusion/withdrawal pump (51222) https://www.stoeltingco.com/manual-infusion-withdrawal-pump-2649.html
T-junction LabSmith Interconnect tee (C360-203) for combining flow streams, for use with 360μm OD capillary tubing https://products.labsmith.com/interconnect-tee#.XO8z8dNKh24
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References

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Vanegas, M. I., Hubbard, K. R., Esfandyarpour, R., Noudoost, B. Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology. J. Vis. Exp. (153), e60365, doi:10.3791/60365 (2019).
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