Summary

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Published: June 02, 2020
doi:

Summary

Dieses Protokoll ist für die Bildgebung und Analyse der Dynamik der Zellorientierung und des Gewebewachstums in der Drosophila-Bauchepithelie konzipiert, während die Fruchtfliege einer Metamorphose unterzogen wird. Die hier beschriebene Methodik kann auf die Untersuchung verschiedener Entwicklungsstadien, Gewebe und subzellulärer Strukturen in Drosophila oder anderen Modellorganismen angewendet werden.

Abstract

Innerhalb mehrzelliger Organismen weisen reife Gewebe und Organe hohe Ordnungsgrade in den räumlichen Anordnungen ihrer Konstituentenzellen auf. Ein bemerkenswertes Beispiel ist die sensorische Epithelie, bei der Zellen der gleichen oder unterschiedlichen Identitäten über die Zell-Zell-Adhäsion zusammengeführt werden, die hochorganisierte planare Muster zeigt. Zellen richten sich in der gleichen Richtung aneinander aus und zeigen über große Entfernungen eine äquivalente Polarität an. Diese Organisation der reifen Epithelie wird im Laufe der Morphogenese etabliert. Um zu verstehen, wie die planare Anordnung der reifen Epithelie erreicht wird, ist es entscheidend, die Zellorientierung und Wachstumsdynamik mit hoher raumzeitlicher Genauigkeit während der Entwicklung in vivo zu verfolgen. Robuste Analysetools sind auch unerlässlich, um lokale zu globale Übergänge zu identifizieren und zu charakterisieren. Die Drosophila-Pupa ist ein ideales System zur Bewertung orientierter Zellformveränderungen, die der epitheliaalen Morphogenese zugrunde liegen. Das pupal entwickelnde Epithel bildet die äußere Oberfläche des unbeweglichen Körpers und ermöglicht eine langfristige Bildgebung intakter Tiere. Das hier beschriebene Protokoll wurde entwickelt, um Zellverhalten sowohl auf globaler als auch auf lokaler Ebene in der pupalen Abdominalepidermis zu abbilden und zu analysieren, während es wächst. Die beschriebene Methodik kann leicht an die Abbildung von Zellverhalten in anderen Entwicklungsstadien, Geweben, subzellulären Strukturen oder Modellorganismen angepasst werden.

Introduction

Um ihre Rolle zu erfüllen, verlassen sich Epithelgewebe voll und ganz auf die räumliche Organisation ihrer zellulären Komponenten. In den meisten Epithelien werden Zellen nicht nur gegeneinander gepackt, um eine präzise Kopfsteinpflasterschicht zu schaffen, sondern sie orientieren sich relativ zu den Körperachsen.

Die funktionelle Bedeutung einer präzisen Gewebeorganisation wird bei sensorischen Epithelien wie dem Wirbeltier-Innenohr und der Netzhaut deutlich. Im ersten Fall richten sich Haar- und Stützzellen in eine bestimmte axiale Richtung aus, um mechanische Eingänge wie Schall und Bewegung1,2effizient zu erkennen. In ähnlicher Weise ist die räumliche Organisation der Photorezeptorzellen unerlässlich, um optimale optische Eigenschaften durch die Netzhaut zu erreichen3. Die räumliche Kontrolle der Zellposition und -orientierung ist daher von besonderer Bedeutung für die richtige physiologische Funktion.

Drosophila ist ein holometabolous Insekt, das eine vollständige Transformation seiner Larvenkörperstrukturen durch Metamorphose durchläuft, was zu seinem erwachsenen Gewebe führt. Die Drosophila Pupa ist ein ausgezeichnetes Modell für die nichtinvasive Live-Bildgebung einer Vielzahl von dynamischen Ereignissen, einschließlich Entwicklungszellmigration4, Zellteilung und Wachstumsdynamik5, Muskelkontraktion6, Zelltod7, Wundreparatur8und Zellorientierung9. Bei der erwachsenen Drosophilaweist das äußere Epithel einen hohen Ordnungsgrad auf. Dies ist leicht an der Anordnung von Trichomen (d.h. Zellvorsprüngen, die aus einzelnen Epithelzellen stammen) und sensorischen Borsten auf der gesamten Körperoberfläche der Fliege10zu beobachten. Tatsächlich sind Trichome in parallelen Reihen ausgerichtet, die den Luftstrom11leiten. Die Morphogenese der adulten Epithelie und die geordnete Anordnung der einzelnen Zellen beginnt während der Embryogenese und kulminiert in pupalen Stadien. Während in Embryonen Zellteilungen, Intercalationen und Formänderungen alle verringern Gewebeordnung12,13, wird dies in späteren Stadien der Entwicklung, vor allem in Pupal-Stadien, wenn die Fliege nähert Reife9.

Die immobile Drosophila pupa bietet ein ideales System zur Bewertung von Zellform- und Orientierungsänderungen. Die pupalabdominale Epidermis bietet besondere Vorteile. Während die Vorläufer des erwachsenen Kopfes, Thorax, Genitalien und Anhängsel wachsen und aus Larvenstadien gemustert werden, beginnen die Histoblasten, die in die Larvenepidermis integriert sind, erst bei der Verpuptaration zu wachsen und zu differenzieren14. Diese Funktion ermöglicht die Verfolgung aller räumlich-zeitlichen Ereignisse, die an der Etablierung der Gewebeordnung in ihrer Gesamtheit beteiligt sind9.

Histoblasten werden während der embryonalen Entwicklung an kontralateralen Positionen in jedem mutmaßlichen Bauchsegment spezifiziert. Die dorsale Abdominalepidermis des Erwachsenen leitet sich von dorsolater lokalisierten Histoblastnestern ab, die an den vorderen und hinteren Fächern15,16vorhanden sind. Wenn sich Histoblasten ausdehnen und die Larvenepithelzellen (LECs) ersetzen, verschmelzen die kontralateralen Nester an der dorsalen Mittellinie und bilden ein Konfluentblatt17,18,19,20.

Diese Arbeit beschreibt 1) eine Methodik zur Zerlegung, Montage und langfristigen Live-Bildgebung der Drosophila-Pupae und 2) Analysemethoden, um die Dynamik der zellulären Orientierung und des Wachstums bei hoher raumzeitlicher Auflösung zu untersuchen. Hier wird ein detailliertes Protokoll zur Verfügung gestellt, das alle erforderlichen Schritte von der ersten Pupae-Vorbereitung (d.h. Inszenierung und Bildgebung) bis hin zur Extraktion und Quantifizierung von Richtungs- und Orientierungsmerkmalen abdeckt. Wir beschreiben auch, wie lokale Gewebeeigenschaften aus der Analyse von Zellklonen ableiten. Alle beschriebenen Schritte sind minimalinvasiv und ermöglichen langfristige Live-Analysen. Die hier beschriebenen Methoden können leicht angepasst und auf andere Entwicklungsstadien, Gewebe oder Modellorganismen angewendet werden.

Protocol

HINWEIS: Dieses Protokoll ist in fünf Schritte unterteilt: (1) Inszenierung der Welpen, (2) Vorbereitung der Pupae für die Bildgebung, (3) Live-Bildgebung der wachsenden Bauchepithelie, (4) Generierung genetischer Mosaike, (5) Datenverarbeitung und -analyse (einschließlich Abschnitten, die beschreiben, wie die Zellorientierungsdynamik anhand von Zellknotenumrissen und Wachstumsdynamik enthoben wird). 1. Inszenierung von Drosophila-Welpen vor der Bildgebung Kulturfliegen d…

Representative Results

Das oben beschriebene Protokoll umfasst die Vorbereitung von Drosophila-Pupae für die langfristige Live-Bildgebung und die Verfahren zur Analyse der Zellorientierung und Wachstumsdynamik der Abdominalepidermis. Durch die Anwendung dieser Methode ist es möglich, hochauflösende Filme der sich entwickelnden Pupae für Zeiträume von bis zu 48 h ohne signifikante Photobleichung oder Phototoxizität zu erzeugen. Schnappschüsse, die die Abdominalepidermis (z.B. Histoblasten und LEC…

Discussion

Die Langfristige Ordnung ist ein wesentliches Merkmal der meisten funktionellen physiologischen Einheiten. Bei der Morphogenese wird Ordnung durch die Integration komplexer Instruktionen erreicht, die mit hoher zeitlicher und räumlicher Präzision umgesetzt werden. Mehrere und mehrstufige Konsprossen sind in stereotype Gewebeanordnungen integriert.

Polarität und Richtung sind entscheidend für eine geordnete räumliche Anordnung während der Entwicklung. Polarität impliziert Symmetriebruch …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken den Mitgliedern des Labors von Martin-Blanco für die hilfreichen Diskussionen. Wir danken auch Nic Tapon (The Crick Institute, London, UK), dem Bloomington Stock Center (University of Indiana, USA) und FlyBase (für Drosophila Gen Anmerkung). Federica Mangione wurde von einem JAE-CSIC Predoctoral Fellowship unterstützt. Finanziert wurde das Labor von Martén-Blanco aus dem Programa Estatal de Fomento de la Investigacion Cientéfica y Técnica de Excelencia (BFU2014-57019-P und BFU2017-82876-P) und der Fundacion Ramén Areces.

Materials

Analysis Software ImageJ Analyzing data
Drosophila Atpa::GFP Strains employed for data collection
Drosophila hsflp1.22;FRT40A/FRT40A Ubi.RFP.nls Strains employed for data collection
Dumont 5 Forceps FST 11251-20 1.5 mm diameter for dissection
Glass Bottom Plates Mat Tek P35G-0.170-14-C Mounting pupae for data collection
Halocarbon Oil 27 Sigma-Aldrich 9002-83-9 mounting pupae
Inverted Confocal microscope Zeiss LSM700 Data collection
Stereomicroscope Leica DFC365FX Visualization of the pupae during dissection

References

  1. Gillespie, P. G., Muller, U. Mechanotransduction by hair cells: models, molecules, and mechanisms. Cell. 139, 33-44 (2009).
  2. Deans, M. R. A balance of form and function: planar polarity and development of the vestibular maculae. Seminars in Cellular and Developmental Biology. 24, 490-498 (2013).
  3. Stell, W. K. The structure and morphologic relations of rods and cones in the retina of the spiny dogfish, Squalus. Comparative Biochemistry and Physiology – Part A: Comparative Physiology. 42, 141-151 (1972).
  4. Ninov, N., Chiarelli, D. A., Martin-Blanco, E. Extrinsic and intrinsic mechanisms directing epithelial cell sheet replacement during Drosophila metamorphosis. Development. 134, 367-379 (2007).
  5. Bosveld, F., et al. Mechanical control of morphogenesis by Fat/Dachsous/Four-jointed planar cell polarity pathway. Science. 336, 724-727 (2012).
  6. Puah, W. C., Wasser, M. Live imaging of muscles in Drosophila metamorphosis: Towards high-throughput gene identification and function analysis. Methods. 96, 103-117 (2016).
  7. Teng, X., Qin, L., Le Borgne, R., Toyama, Y. Remodeling of adhesion and modulation of mechanical tensile forces during apoptosis in Drosophila epithelium. Development. 144, 95-105 (2017).
  8. Weavers, H., et al. Systems Analysis of the Dynamic Inflammatory Response to Tissue Damage Reveals Spatiotemporal Properties of the Wound Attractant Gradient. Current Biology. 26, 1975-1989 (2016).
  9. Mangione, F., Martin-Blanco, E. The Dachsous/Fat/Four-Jointed Pathway Directs the Uniform Axial Orientation of Epithelial Cells in the Drosophila Abdomen. Cell Reports. 25, 2836-2850 (2018).
  10. Casal, J., Struhl, G., Lawrence, P. A. Developmental compartments and planar polarity in Drosophila. Current Biology. 12, 1189-1198 (2002).
  11. Wootton, R. How flies fly. Nature. 400, 112-113 (1999).
  12. Zallen, J. A., Wieschaus, E. Patterned gene expression directs bipolar planar polarity in Drosophila. Developmental Cell. 6, 343-355 (2004).
  13. Gibson, M. C., Patel, A. B., Nagpal, R., Perrimon, N. The emergence of geometric order in proliferating metazoan epithelia. Nature. 442, 1038-1041 (2006).
  14. Robertson, C. W. The metamorphosis of Drosophila melanogaster, including an accurately timed account of the principal morphological changes. Journal of Morphology. 59, 351-399 (1936).
  15. Mandaravally Madhavan, M., Schneiderman, H. A. Histological analysis of the dynamics of growth of imaginal discs and histoblast nests during the larval development of Drosophila melanogaster. Wilhelm Roux’s archives of Developmental Biology. 183, 269-305 (1977).
  16. Kornberg, T. Compartments in the abdomen of Drosophila and the role of the engrailed locus. Developmental Biology. 86, 363-372 (1981).
  17. Garcia-Bellido, A., Merriam, J. R. Clonal parameters of tergite development in Drosophila. Developmental Biology. 26, 264-276 (1971).
  18. Roseland, C. R., Schneiderman, H. A. Regulation and metamorphosis of the abdominal histoblasts of Drosophila melanogaster. Wilhelm Roux’s archives of Developmental Biology. 186, 235-265 (1979).
  19. Madhavan, M. M., Madhavan, K. Morphogenesis of the epidermis of adult abdomen of Drosophila. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 60, 1-31 (1980).
  20. Bischoff, M., Cseresnyes, Z. Cell rearrangements, cell divisions and cell death in a migrating epithelial sheet in the abdomen of Drosophila. Development. 136, 2403-2411 (2009).
  21. Golic, K. G., Lindquist, S. The FLP recombinase of yeast catalyzes site-specific recombination in the Drosophila genome. Cell. 59, 499-509 (1989).
  22. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117, 1223-1237 (1993).
  23. Fonck, E., et al. Effect of aging on elastin functionality in human cerebral arteries. Stroke. 40, 2552-2556 (2009).
  24. Rezakhaniha, R., Fonck, E., Genoud, C., Stergiopulos, N. Role of elastin anisotropy in structural strain energy functions of arterial tissue. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 10, 599-611 (2011).
  25. Hammer, &. #. 2. 1. 6. ;., Harper, D. A., Ryan, P. D. PAST: paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeontologia electronica. 4, 1-9 (2001).
  26. Gray, R. S., Roszko, I., Solnica-Krezel, L. Planar cell polarity: coordinating morphogenetic cell behaviors with embryonic polarity. Developmental Cell. 21, 120-133 (2011).
  27. Vogg, M. C., Wenger, Y., Galliot, B. How Somatic Adult Tissues Develop Organizer Activity. Current Topics in Developmental Biology. 116, 391-414 (2016).
  28. Collinet, C., Rauzi, M., Lenne, P. F., Lecuit, T. Local and tissue-scale forces drive oriented junction growth during tissue extension. Nature Cell Biology. 17, 1247-1258 (2015).
  29. Martin-Blanco, E., et al. puckered encodes a phosphatase that mediates a feedback loop regulating JNK activity during dorsal closure in Drosophila. Genes and Development. 12, 557-570 (1998).
  30. Dye, N. A., et al. Cell dynamics underlying oriented growth of the Drosophila wing imaginal disc. Development. 144, 4406-4421 (2017).
  31. Williams-Masson, E. M., Malik, A. N., Hardin, J. An actin-mediated two-step mechanism is required for ventral enclosure of the C. elegans hypodermis. Development. 124, 2889-2901 (1997).
  32. Ferguson, M. W. Palate development. Development. 103, 41-60 (1988).

Play Video

Cite This Article
Mangione, F., Martin-Blanco, E. Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages. J. Vis. Exp. (160), e60282, doi:10.3791/60282 (2020).

View Video