Summary

Entrega intrathecal de oligonucleotides do antisense no sistema nervoso central do rato

Published: October 29, 2019
doi:

Summary

Aqui, descrevemos um método para entregar drogas ao sistema nervoso central do rato implantando um cateter no espaço intrathecal lombar da espinha. Nós nos concentramos na entrega de oligonucleotídeos antisenso, embora este método seja adequado para a entrega de outras modalidades terapêuticas também.

Abstract

A barreira hematola (BBB) é uma defesa importante contra a entrada de agentes potencialmente tóxicos ou patogênicos do sangue para o sistema nervoso central (SNC). No entanto, sua existência também reduz drasticamente a acessibilidade dos agentes terapêuticos administrados sistemicamente ao SNC. Um método para superar isso, é injetar esses agentes diretamente no líquido cefalorraquidiano (CSF), ignorando assim o BBB. Isso pode ser feito através da implantação de um cateter para infusão contínua usando uma bomba osmótica, ou para entrega única bolus. Neste artigo, descrevemos um protocolo cirúrgico para a entrega de oligonucleotídeos antisenso (ASOs) através de um cateter implantado diretamente no espaço cauda equina da coluna de ratos adulta. Como resultados representativos, mostramos a eficácia de uma única injeção intrathecal (TI) de ASO através deste sistema de cateterismo em derrubar o RNA alvo em diferentes regiões do CNS de ratos. O procedimento é seguro, eficaz e não requer equipamentos caros ou ferramentas cirúrgicas. A técnica descrita aqui pode ser adaptada para entregar drogas em outras modalidades também.

Introduction

O sistema vascular do sistema nervoso central (SNC) evoluiu como um regulador crítico da homeostase, controlando o tráfego de moléculas, fornecendo nutrientes e livrando-se do desperdício. Este sistema é também a primeira linha de defesa de ataques de patógenos externos, graças a uma densa distribuição de junções apertadas ao longo das paredes das células endotélias. Estas junções apertadas compõem um aspecto da barreira cerebral do sangue (BBB). Enquanto o BBB permite o transporte de moléculas necessárias para atender demandas de nutrientes e energia (por exemplo, íons, glicose), também limita seletivamente a passagem de patógenos, bem como produtos químicos tóxicos1,2,3.

Ironicamente, a mesma função protetora do BBB que limita a passagem de patógenos e produtos químicos tóxicos também é o principal obstáculo à nossa capacidade de acessar facilmente o SNC com tratamentos terapêuticos após a administração sistêmica para o organismo2, 4,5. Esse papel do BBB levou ao desenvolvimento de uma infinidade de novas tecnologias de distribuição de medicamentos e abordagens6.

Uma maneira de superar esse obstáculo é injetar as drogas diretamente no líquido cefalorraquidiano (CSF) que continuamente perfunde tanto o cérebro quanto a medula espinhal7,8,9,10. Neste artigo, descrevemos um método para entregar com sucesso os agentes para o espaço intratelal lombar, colocando a extremidade interna do cateter completamente no espaço cauda equina da coluna vertebral do rato. Uma descrição deste procedimento foi publicada previamente por Mazur et al. em outra parte11.

O protocolo é muito eficaz e produz uma taxa de sucesso superior a 90% de entrega de oligonucleotídeos antisenso (ASO) ao SNC quando avaliada pela análise quantitativa de reação em cadeia de polimerase (qPCR) do knockdown de genes-alvo8. O procedimento causa desconforto mínimo para os animais, já que 100% dos ratos sobrevivem à cirurgia e mostram inchaço mínimo em torno da ferida cirúrgica e sem sinais de angústia (por exemplo, hiperatividade, desidratação, circulando, perda de equilíbrio, diminuição da ingestão de alimentos e desidratação) durante a observação pós-operatório. Outra vantagem do método descrito aqui é que ele não requer equipamentos caros, nem quaisquer ferramentas especiais.

Protocol

Todos os procedimentos in vivo foram realizados no âmbito do Biogen Institutional Animal Use and Care Committee (IACUC) protocolos aprovados que seguem as diretrizes estabelecidas pelo Guia dos Institutos Nacionais de Saúde dos Estados Unidos para o cuidado e uso de animais de laboratório. 1. Preparação de materiais e instrumentos Prepare as cânulas guia especial. Use uma ferramenta rotativa com roda de corte (ou uma serra afiada) para cortar as duas extremidades de uma…

Representative Results

Usando o método descrito aqui, injetamos dois grupos de ratos fêmeas adultos (250-300 g; n = 10/group) com um único bolus de PBS salina tampão de fosfato ou 300 μg de ASO visando o longo não codificação (linc) RNA Malat1; em nosso laboratório, usamos rotineiramente o Malat1 ASO como um composto de ferramenta, porque Malat1 é expressa onipresente e em altos níveis em todos os tecidos14, incluindo cérebro e medula espinhal. O Malat1 ASO funciona através …

Discussion

O artigo atual mostra um método poderoso para entregar agentes terapêuticos diretamente no CNS do rato. Em teoria, uma técnica semelhante também pode ser realizada em camundongos, embora devido ao tamanho menor, o método pode ser mais desafiador. Portanto, nosso grupo realiza injeções intracerebroventriculares (ICV) em camundongos para entrega de medicamentos do SNC, que atingem os mesmos objetivos por meio de uma rota de administração diferente. Esse método foi descrito em outro estudo16</sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gostaríamos de agradecer à Ionis Pharmaceuticals por fornecer os ASOs descritos no artigo.

Materials

3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture 3M 1020
70% ethanol Decon Laboratories, Inc 8416-160Z
Alcohol swab sticks Dynarex NO 1204
BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip BD 1ml TB Luer-Lok tip BD 302830
BD Intramedic PE Tubing BD Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P)
BD Intramedic PE Tubing BD Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B)
BD Intramedic PE Tubing Adapters BD 23 gauge intramedic luer stub adaper BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E 120V 1.2A
BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G BD BD 305128
Buprenorphine Sustained Release-lab ZooPharm Prescription required
Ethylene oxide sterilizer Andersen Sterilizer INC. AN 74i, gas sterilizer AN 74i
Guide cannula BD 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle BD 305186
Hamilton syringe 100ul Hamilton company Hamilton syringe 100ul
Hot bead Sterilizer Fine Science Tools STERILIZER MODELNO FST 250
Ophthalmic ointment Dechra veterranery product 17033-211-38
Pocket Pro Pet Trimmer Braintree Scientific CLP-9931 B
Povidone scrub PDI S48050
Saline Baxter Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml FE1306G
Scalpel Feather disposable scalpel No. 10
Small animal heating pad K&H Manufacturing Model # 1060
Stylet Wire McMaster-Carr 1749T14 LH-36233780
Surgery Towel drape Dynarex 4410
Surgical scissors and forceps FST and Fisher Scientific
Sutures Ethicon 4-0 or 5-0
Tool to make the Guide cannular Grainger Rotary tool (Dremel) 14H446 (Mfr: EZ456) 1.5” diameter, Pk5
EZ lock cut off Wheel 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24) 1.5”, Pk2
Grinding Wheel, Aluminum Oxide 38EY44 (Mfr: EZ541GR)
EZ lock Mandrel 1PKX8 (Mfr: EZ402-01) 1.5” diameter
Diamond wheel floor Tile 3DRN4 (Mfr: EZ545)
Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure
Dosing catheter system SAI Infusion Systems RIDC-01
Guide cannula SAI Infusion Systems RIDC-GCA
Internal Catheters SAI Infusion Systems RIDC-INC
Stylet Wire SAI Infusion Systems RIDC-STY

References

  1. Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25 (1), 5-23 (2005).
  2. Greene, C., Campbell, M. Tight junction modulation of the blood brain barrier: CNS delivery of small molecules. Tissue Barriers. 4 (1), e1138017 (2016).
  3. Daneman, R., Engelhardt, B. Brain barriers in health and disease. Neurobiology of Disease. 107, 1-3 (2017).
  4. Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease. 16 (1), 1-13 (2004).
  5. Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Research Reviews. 64 (2), 328-363 (2010).
  6. Larsen, J. M., Martin, D. R., Byrne, M. E. Recent advances in delivery through the blood-brain barrier. Current Topics in Medicinal Chemistry. 14 (9), 1148-1160 (2014).
  7. Brinker, T., Stopa, E., Morrison, J., Klinge, P. A new look at cerebrospinal fluid circulation. Fluids Barriers CNS. 11, 10 (2014).
  8. Standifer, K. M., Chien, C. C., Wahlestedt, C., Brown, G. P., Pasternak, G. W. Selective loss of delta opioid analgesia and binding by antisense oligodeoxynucleotides to a delta opioid receptor. Neuron. 12 (4), 805-810 (1994).
  9. Wahlestedt, C., et al. Antisense oligodeoxynucleotides to NMDA-R1 receptor channel protect cortical neurons from excitotoxicity and reduce focal ischaemic infarctions. Nature. 363 (6426), 260-263 (1993).
  10. Wahlestedt, C., Pich, E. M., Koob, G. F., Yee, F., Heilig, M. Modulation of anxiety and neuropeptide Y-Y1 receptors by antisense oligodeoxynucleotides. Science. 259 (5094), 528-531 (1993).
  11. Mazur, C., et al. Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 280, 36-46 (2017).
  12. Wolf, D. A., et al. Dynamic dual-isotope molecular imaging elucidates principles for optimizing intrathecal drug delivery. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (2), e85311 (2016).
  13. Becker, L. A., et al. Therapeutic reduction of ataxin-2 extends lifespan and reduces pathology in TDP-43 mice. Nature. 544 (7650), 367-371 (2017).
  14. Zhang, X., Hamblin, M. H., Yin, K. J. The long noncoding RNA Malat1: Its physiological and pathophysiological functions. RNA Biology. 14 (12), 1705-1714 (2017).
  15. Crooke, S. T., Witztum, J. L., Bennett, C. F., Baker, B. F. RNA-Targeted Therapeutics. Cell Metabolism. 27 (4), 714-739 (2018).
  16. DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments. (75), e50326 (2013).
  17. McCampbell, A., et al. Antisense oligonucleotides extend survival and reverse decrement in muscle response in ALS models. Journal of Clinical Investigation. 128 (8), 3558-3567 (2018).
  18. Schoch, K. M., Miller, T. M. Antisense Oligonucleotides: Translation from Mouse Models to Human Neurodegenerative Diseases. Neuron. 94 (6), 1056-1070 (2017).
  19. Lane, R. M., et al. Translating Antisense Technology into a Treatment for Huntington’s Disease. Methods in Molecular Biology. 1780, 497-523 (2018).
  20. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Antisense oligonucleotides in neurological disorders. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
  21. Haché, M., et al. Intrathecal Injections in Children With Spinal Muscular Atrophy: Nusinersen Clinical Trial Experience. Journal of Child Neurology. 31 (7), 899-906 (2016).
  22. Goodkey, K., Aslesh, T., Maruyama, R., Yokota, T. Nusinersen in the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. Methods in Molecular Biology. 1828, 69-76 (2018).
  23. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Nusinersen for spinal muscular atrophy. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).

Play Video

Cite This Article
Chen, Y., Mazur, C., Luo, Y., Sun, L., Zhang, M., McCampbell, A., Tomassy, G. S. Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System. J. Vis. Exp. (152), e60274, doi:10.3791/60274 (2019).

View Video