É apresentado aqui um protocolo para executar a transferência de energia da ressonância da único-molécula Förster para estudar a definição HJ. A excitação alternada de duas cores é usada para determinar as constantes de dissociação. O lapso de tempo da único-cor smFRET é aplicado então em ensaios do clivagem do tempo real para obter a distribuição do tempo de permanência antes da definição de HJ.
Os métodos maiorias medem o comportamento do Ensemble das moléculas, em que as taxas individuais da reação das etapas subjacentes são médias durante todo a população. A transferência de energia da ressonância da único-molécula Förster (smfret) fornece uma gravação das mudanças conformacional que acontecem por moléculas individuais no tempo real. Conseqüentemente, smFRET é poderoso em medir mudanças estruturais na enzima ou no substrato durante a ligação e a catálise. Este trabalho apresenta um protocolo para a imagem latente da único-molécula da interação de uma junção de quatro vias de Holliday (HJ) e de endonuclease I da abertura (GEN1), uma enzima homólogo citosólico do recombinação. Também são apresentados são de cor única e dois-cor alternada excitação (ALEX) smFRET protocolos experimentais para seguir a resolução do HJ por GEN1 em tempo real. A cinética da dimerização de GEN1 é determinada no HJ, que tem sido sugerido para desempenhar um papel fundamental na resolução do HJ e permaneceu elusiva até agora. As técnicas descritas aqui podem ser amplamente aplicadas para obter valiosos insights mecanísticos de muitos sistemas de DNA enzimático.
Os métodos da único-molécula baseados na deteção da fluorescência fornecem relações sinal-à-ruído elevadas1. A traste é uma técnica espectroscópica que pode medir distâncias na faixa de 1 – 10 nm, tornando esta técnica como uma régua molecular para medir distâncias na faixa de nanômetro2,3. O espectro de absorção do aceitador tem uma sobreposição espectral parcial com o espectro de emissão do doador na extremidade mais curta do comprimento de onda. O FRET é mediado pela transferência de energia sem radiação entre um doador e um par aceitador, enquanto a eficiência da transferência de energia depende da distância e da orientação do aceitador4.
Várias abordagens foram implementadas para minimizar o background e melhorar a eficiência de detecção do sinal de fluorescência5,6. Uma abordagem é a microscopia confocal, na qual um furo de pino restringe o ponto de excitação a um tamanho abaixo do limite de difração7. Uma outra aproximação é fluorescência interna total da reflexão (TIRF), que é uma técnica da iluminação do largo-campo em que a luz é dirigida fora-linha central acima de um ângulo crítico8. A luz é então totalmente refletida internamente na interface entre o vidro e a solução aquosa, gerando uma onda evanescente que só ilumina os fluoróforos ligados à superfície de vidro e previne o fundo dos fluoróforos no resto do a solução.
Na microscopia confocal, as moléculas podem ser livremente difundidas ou superfície imobilizada. A resolução temporal alcançada pode estar dentro de microssegundos para vários milissegundos9. A detecção confocal para uma única molécula é realizada por díodo de avalanche de fóton único (SPAD) e varredura ponto-a-ponto da região de interesse10. Em TIRF, uma série temporal de algumas centenas de moléculas imobilizadas na superfície é gravada por um detector acoplado de carga bidimensional sensível à posição (CCD). O CCD amplifica o sinal de fluorescência, quer pela intensificação da tela de fósforo e placa de microcanal ou na multiplicação de chips de fotoelétrons (EMCCD). A resolução temporal depende da velocidade de leitura e da eficiência quântica do CCD e, geralmente, da ordem de algumas dezenas de milissegundos6.
HJ é um intermediário central no reparo e no recombinação do ADN11,12,13,14. HJ tem dois contínuos e duas vertentes do cruzamento que conectam entre as costas contínuas sem cruzar-se. HJ existe na solução como Conformers X-empilhados, que se submetem a isomerização contínuo pelas costas contínuas que tornam-se cruzar e as costas do cruzamento que tornam-se contínuas nos outros conformer15. A preferência do isômero do hj depende da sequência central e do ambiente iônico e tem sido extensivamente estudada pela traste16,17,18,19.
GEN120 é uma proteína monomérica na solução21 e requer dimerização para Cleave o HJ, permitindo assim a separação adequada das vertentes recombinadas22,23. A preferência do conformer de empilhamento do hj influencia o resultado do recombinação genético ajustando a orientação da definição pelos resolvasos hj24. Entendendo como Gen1 vincula o HJ, coordena as duas incisões, e garante a sua resolução completa foram todos estudo intensivo21,22,23,25,26 ,27,28,29,30.
Neste estudo, um conjunto de TIRF baseado em objetivos é usado como descrito anteriormente31. A excitação alterna da dois-cor (Alex) é aplicada para determinar as mudanças conformacionais em cima da interação de Gen1 com o fluoróforo etiquetado hj. A ALEX produz histogramas 2D com base em dois parâmetros ratiométricos de eficiência FRET e, que é dependente da distância do doador, e o parâmetro de estequiometria S, que mede a estequiometria do doador-aceitador32. ALEX permite a triagem de espécies fluorescentes com base nas estequiometrias dos fluoróforos, incluindo apenas doadores, apenas aceitador, e subpopulações mistas. ALEX pode estender o uso de FRET para a gama completa e pode detectar diferenças no brilho de fluoróforo e oligomerização, bem como monitorar interações macromolécula-ligante33.
Encontra-se que GEN1 consistentemente sucede em resolver o HJ dentro da vida do complexo de GEN1-HJ. As mudanças conformacionais dependentes do tempo são derivadas dos traços temporais das moléculas individuais, enquanto os histogramas representam a distribuição das populações subjacentes. Usando o tempo-lapso único-cor fret, rápido on-Rates e retardar fora-taxas para o dímero Gen1 são demonstrados, que aumentam a afinidade do dímero montado Gen1 no primeiro produto da incisão.
Neste estudo, diferentes técnicas de smFRET foram implementadas para determinar a cinética da resolução HJ por GEN130. As aproximações similares de smfret foram usadas para seguir a exigência conformacional do ADN da dobro-aleta e clivagem pela réplica do ADN e pela aleta do reparo endonuclease 142,43,44. Aqui, as etapas críticas neste protocolo são discutidas. A reação de silanização deve estar livre de qualquer vestígio de humidade. A solução de pegylation deve ser aplicada ràpida ao vidro SILANIZADOS uma vez que o PEG é dissolvido para evitar a hidrólise. Na célula de fluxo multicanal, qualquer ar aprisionado na folha adesiva deve ser removido para evitar fugas entre os canais vizinhos. A solução de PCA deve ser preparada recentemente, uma vez que oxida ao longo do tempo. A adição de 10 N NaOH deve ser Dropwise, com vortexing no meio. O fundo da fluorescência no lamela deve ser mínimo antes de fluir o HJ cDNAs etiquetado. A imagem latente na pilha de fluxo deve ser executada em um sentido para evitar áreas descoradas imagem latente. Em experimentos de ALEX, o poder do laser vermelho deve ser reduzido para evitar o clareamento rápido do aceitador. Nos experimentos de lapso de tempo, o tempo de ciclo tem que ser mais curto do que o evento mais rápido.
smFRET é uma técnica sensível que pode fornecer insights valiosos em tempo real em reações biomoleculares. No entanto, este método tem vários desafios técnicos, entre os quais está conseguindo uma mudança mensurável no FRET durante a reação bioquímica. Isto é necessário para obter características bem separadas nos histogramas e nos Estados distinguíveis nos tempos-traços. Em muitos casos, o smFRET requer um design cuidadoso dos substratos, a seleção dos pares de fluoróforo e suas posições, e a amplificação das alterações do FRET no substrato do DNA por causa das pequenas alterações estruturais no substrato45. Outra abordagem para a realização de FRET é usar proteínas rotuladas46. A janela de observação em FRET é limitada pela estabilidade do aceitador como Cy5 ou Alexa fluor 647 que tende a lixívia mais rapidamente do que o doador (Cy3 neste caso). Portanto, o fret requer uma busca contínua por fluoróforos estáveis para estender a duração do experimento e os esforços para desenvolver sistemas de eliminação de oxigênio para prolongar o sinal de fluorescência e maximizar a relação sinal-ruído47,48 .
Entre as pontas para pesquisar defeitos em smFRET está equilibrando os diversos parâmetros envolvidos na imagem latente tal como a potência do laser, o tempo de exposição, o tempo de ciclo, e o número de ciclos para maximizar a emissão da fluorescência, prolongar a duração do experimento, e conseguir intervalos de amostragem adequados para a dinâmica enzimática. Tempos de observação mais longos e efeitos mínimos do fotobranqueamento são essenciais para obter distribuições de tempo de permanência de alta fidelidade que representam a dinâmica enzimática. ALEX gera melhores histogramas, uma vez que este método é submetido a menores contribuições de partículas fotobranqueadas em comparação com o FRET de cor única. No entanto, a resolução temporal em ALEX é menor do que no FRET de cor única.
Finalmente, a ênfase da smFRET na detecção de mudanças conformacionais/estruturais em moléculas individuais em tempo real faz a ponte entre as técnicas estruturais de alta resolução (i.e., cristalografia por raios X, ressonância magnética nuclear, microscopia eletrônica), que fornece detalhes estruturais de resolução atômica em condições estáticas e métodos em massa que produzem a média do Ensemble de uma propriedade mensurável. Em muitos aspectos, a smFRET provou ser uma técnica poderosa para estudar sistemas biológicos em tempo real.
The authors have nothing to disclose.
Este trabalho foi apoiado pela Universidade de ciência e tecnologia do Rei Abdullah através do financiamento principal e do prêmio de pesquisa competitiva (CRG3) para S. M. H.
(±)-6-Hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid (Trolox) | Sigma-Aldrich | 238813 | |
0.1 M sodium bicarbonate buffer | Fisher | 144-55-8 | |
10 % Novex Tris-Borate-EDTA gel | Thermo Fisher Scientific | EC6275BOX | |
100 X TIRF objective | Olympus | NAPO 1.49 | |
3,4-dihroxybenzoic acid (PCA) | Sigma-Aldrich | P5630 | |
3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) | Sigma-Aldrich | 741442 | |
6% Novex Tris-Borate-EDTA gel | Thermo Fisher Scientific | EC6265BOX | |
Adhesive sheet | Grace bio-labs | SA-S-1L | |
Benchtop refrigerated centrifuge | Eppendorf | Z605212 | |
Biotin-PEG | Laysan Bio | Biotin-PEG-SVA 5000 | |
Bovine Serum Albumin (BSA) | New England Biolabs | B9001S | |
Calcium Chloride Dihydrate | Sigma-Aldrich | 31307 | |
cation exchange column | GE healthcare | MonoS (4.6/100) | |
Cell distruptor | Constant Cell Disruption System | TS5/40/CE/GA | |
Coomassie Brilliant Blue | MP Biomedicals | 808274 | |
Cy3 emission filter | Chroma | HQ600/40M-25 | |
Cy5/Alexa Fluor 647 emission filter | Chroma | HQ700/40M-25 | |
Dichroic for DV2 filter cube | Photometrics | 630dcxr-18×26 | |
Dithiothreitol (DTT) | Thermo Scientific | R0861 | |
Drill | Dremel | 200-1/21 | |
Electronic cutter | Copam | CP-2500 | |
EMCCD camera | Hamamatsu | C9100-13 | |
Epoxy glue | Devcon | 14250 | |
FPLC Aktapurifier UPC 10 | GE Healthcare | 28406268 | |
GelQuant.NET software | biochemlabsolutions.com | Version 1.8.2 | |
GEN1 entry vector | Harvard plasmid repository | HSCD00399935 | |
Glycerol | Sigma Life Science | G5516 | |
green laser (emission 532 nm) | Coherent | Compass 315M-100 | |
Heparin column | GE healthcare | HiTrap Heparin column | |
HEPES | BDH | BDH4162 | |
Image splitter | Photometrics | Dualview (DV2) | |
Imidazole | Sigma-Aldrich | I2399 | |
Inverted microscope | Olympus | IX81 | |
Isopropyl-ß-D-thiogalactoside (IPTG) | Goldbio. | 12481C100 | |
Laser scanner | GE healthcare | Typhoon Trio | |
LB Broth | Fisher Scientific | BP1426-500 | |
Long pass 532nm filter | Semrock | LPD02-532RU-25 | |
Magnesium Chloride | Sigma Life Science | M8266 | |
mPEG | Laysan Bio | mPEG-SVA 5000 | |
Neutravidin | Pierce | 31000 | |
Ni-NTA column | GE healthcare | HisTrap FF | |
NuPAGE 10% Bis-Tris gels | Novex Life technologies | NP0301BOX | |
NuPAGE 10% Bis-Tris Protein Gels | Thermo Fisher Scientific | NP0302PK2 | |
Origin software | OriginLab Corporation | Version 8.5 | |
Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) | Alexis Biochemicals | 270-184-G025 | |
Phosphate-buffered saline | GIBCO | 14190 | |
Polyethylene Tubing (I.D. 0.76 mm O.D. 1.22mm) | Fisher (Becton Dickinson) | 427416 | |
Protocatechuate 3,4-dioxygenase (3,4-PCD) | Sigma-Aldrich | P8279-25UN | |
Quad-band dichroic | Chroma Inc | Z405/488/532/640rpc | |
red laser (emission 640 nm) | Coherent | Cube 640 100C | |
Sodium Chloride | Fisher Chemical | S271 | |
Sorvall RC-6 plus centrifuge | Thermo Fisher Scientific | 46910 | |
Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | Nanodrop 2000 | |
Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-3007 | |
Teflon tweezers | Rubis | K35A | |
Tris Base | Promega | H5135 | |
Ultracentrifuge | Beckman Coulter | Optima L-90K | |
Ultrafiltration membrane | Millipore | UFC90300 |