Summary

低分子阻害剤スクリーニングのためのNADH結合ATPaseアッセイの半高スループット適応

Published: August 17, 2019
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Summary

ニコチンアミドアデニンジヌクレオチド(NADH)結合ATPaseアッセイは、低分子ミオシン阻害剤の半高スループットスクリーニングに適合した。この運動アッセイは、384ウェルマイクロプレートフォーマットで実行され、総反応量はウェルあたりわずか20μLです。プラットフォームは、事実上すべてのADP産生酵素に適用可能でなければなりません。

Abstract

ATPase酵素は、アデノシン三リン酸に蓄積されたフリーエネルギーを利用して、自然に発生しない生体内生化学的プロセスの多種多様を触媒します。これらのタンパク質は、代謝、細胞分裂、環境変化や動きへの応答を含む、本質的に細胞生活のすべての側面に不可欠です。ここで提示されるプロトコルは、低分子ATPase阻害剤の半高スループットスクリーニングに適合したニコチンアミドアデニンジヌクレオチド(NADH)結合ATPaseアッセイについて説明する。このアッセイは、原理の証明として、心臓および骨格筋ミオシンII、2つのアクチン系分子運動ATPasesに適用されている。ATPの加水分解は、アッセイ中の酵素反応によるNADHの酸化に結合する。まず、ATPaseによって生成されたADPは、ピルビン酸キナーゼ(PK)によってATPに再生される。PKは、リンフェノールピルビン酸(PEP)からピルビン酸への移行を並行して触媒する。続いて、ピルビン酸は乳酸デヒドロゲナーゼ(LDH)によって乳酸に減少し、これはNADHの酸化を並行して触媒する。したがって、ATP濃度の低下は、NADH濃度の低下と直接相関し、それに続いてNADHの本質的な蛍光への変化が続く。PEPが反応系で利用可能である限り、ADP濃度は非常に低いままで、独自の製品によるATPase酵素の阻害を回避する。さらに、ATP濃度はほぼ一定のままであり、線形時間コースを生み出します。蛍光は連続的に監視され、データの品質を容易に推定でき、潜在的なアーティファクト(例えば、化合物の沈殿や熱変化に起因する)をフィルタリングするのに役立ちます。

Introduction

ミオシンは、真核生物1、2のアクチン細胞骨格のフィラメントに沿って方向運動を生成するためにアデノシン三リン酸(ATP)を加水分解するメカノケミカルエネルギートランスデューサである。それらは、オルガネラの輸送、筋肉収縮または細胞骨格緊張1、2の生成のような様々な細胞内機能に構造的およびキネチ的に適応している。ミオシンスーパーファミリーは、ヒトゲノム3、4における〜12個の異なるミオシンクラスに属する〜40個のミオシン遺伝子によって表される。ミオシンクラスのメンバーは、いくつかの癌、神経障害、骨格筋症、肥大型心筋症5、6などの非常に多様な疾患のセットで様々な役割を果します。これらの分子モータの生理的・病理学的機能が多いため、様々な条件7の薬剤標的としてますます認知されるようになっているのは驚くべきことではない。最近、新しいミオシン阻害剤8、9、10および活性化剤11の発見において著しい進歩がなされ、既存のものの特性を改善する12、13歳,14歳,15.

ニコチンアミドアデニンジヌクレオチド(NADH)結合ATPaseアッセイは、長い間、サルコプラズマ網状Ca2+ポンプATPase16、DNA修復ATPase Rad54 17、AAA+ などの様々な酵素のATPase活性を測定するために使用されてきました。ATPase p9718または微小管モーターキネシン19.アッセイはATP再生サイクルを採用しています。ATPaseによって生成されたアデノシン二リン酸(ADP)は、ピルビン酸キナーゼ(PK)によってATPに再生され、1分子のホスホエノールピルビン酸(PEP)を平行にピルビン酸に変換します。続いて、ピルビン酸は乳酸デヒドロゲナーゼ(LDH)によって乳酸に還元される。つまり、NADHの1分子をNADに酸化する。従って、時間の関数としてのNADH濃度の低下はATP加水分解速度に等しい。ATP再生サイクルは、PEP が使用可能である限り、ATP 濃度をほぼ一定に保ち、ADP 濃度を低くします。これは、線形時間コースで、初期反応速度を決定することが容易になり、ADP19による製品阻害を回避するのに役立ちます。NADH結合ATPaseアッセイは既に96ウェルフォーマット20に適合していますが、反応量が多い(約150μL)ため、試薬の需要が高いため比較的高価であり、多数の高速スクリーニングに対応しにくくなります。化合 物。ATPase酵素によって産生されるリン酸塩の検出に依存するマラカイトグリーンアッセイ19、21などの代替方法は、小型化およびハイスループットスクリーニング22に適っていることが証明された。,23歳,24.しかし、エンドポイントアッセイは、フルタイムのコースがない場合に未発見のままであるいくつかのアーティファクト(以下で説明)の影響を受ける可能性が高いです。

ここで、NADH結合ATPaseアッセイは、低分子阻害剤の半高スループットスクリーニング用に最適化されている。骨格および心筋ミオシンIIとミオシン阻害剤ブレビスタチン8、パラ-アミノブルビスタチン13およびパラ-軽トブルビスタチン12は、NADHに依存するアッセイの力を実証するために使用される読み出しとしての蛍光。このプロトコルは、任意のADP産生酵素に焦点を当てたプロジェクトをスクリーニングするのに適しています。

Protocol

1. ストックソリューションと試薬の準備 蒸留水中の結晶性DTTを1000mMの最終濃度に溶解することにより、ジチオスレイトール(DTT)ストック溶液を調作する。1 M NaOH 溶液で pH を 7.0 に調整します。アリコットと-20 °Cで保存します。 結晶性ATPを蒸留水中に溶解してATPストック溶液を100mMの最終濃度に調出す。1 M NaOH 溶液で pH を 7.0 に調整します。アリコットと-20 °Cで保存します。</l…

Representative Results

スクリーニング実験に使用される一般的なプレートレイアウトマップを図 1に示します。最初と最後の行は、NADHキャリブレーションと正の制御(20 μMパラ-アミノーブルビスタチン、0.5%DMSO)のためにそれぞれ予約されています。残りの行(BからO)は、化合物の阻害活性をテストするために使用されます。ここで、DMSO中の10mM化合物濃度から始?…

Discussion

プロトコルの重要な手順

負の制御のみで複数のプレートを実行することにより、プレートレイアウトを最適化します(阻害剤を使用しないATPase反応)。反応速度のパターンについては、結果を注意深く検査してください。例えば、「非結合」プレートの親水性表面コーティングにおけるエッジ効果および/または欠陥から生じてもよい。パターンが観察される場…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、国立神経障害研究所と脳卒中研究所と薬物乱用NS096833(CAM)国立研究所からの助成金によって支援されました。

Materials

384-well Low Flange Black Flat Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3575
ATP (Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate) Sigma A7699
Aurora FRD-IB Dispenser Aurora Discovery, Inc. 00017425
Biomek NXP Multichannel Laboratory Automation Workstation Beckman Coulter A31841
Blebbistatin AMRI N/A Custom synthesis
BSA (Bovine Serum Albumin, Protease-Free) Akron Biotech AK1391 
Centrifuge 5430 R, refrigerated, with Rotor FA-35-6-30 Eppendorf 022620663
Centrifuge 5430, non-refrigerated, with Rotor A-2-MTP Eppendorf 022620568
DMSO (Dimethyl sulfoxide)  Sigma D2650
DTT (DL-Dithiothreitol)  Sigma D5545
E1 ClipTip Multichannel Pipette; 384-format; 8-channel Thermo Scientific 4672010
E1 ClipTip Multichannel Pipette; 96-format; 8-channel Thermo Scientific 4672080
EGTA (Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid)  Sigma E3889
EnVision 2104 Multilabel Plate Reader PerkinElmer 2104-0010
Glycerol  Sigma G2025
LDH (L-Lactic Dehydrogenase from rabbit muscle) Sigma L1254
MgCl2.6H2O (Magnesium chloride hexahydrate)  Sigma M2670
Microplate Shaker VWR   12620-926 
Microplate, 384 well, PP, Small Volume, Deep Well, Natural Greiner Bio-One 784201
MOPS (3-(N-Morpholino)propanesulfonic acid)  Sigma M1254
Myosin Motor Protein (full length) (Bovine cardiac muscle) Cytoskeleton  MY03
Myosin Motor Protein (full length) (Rabbit skeletal muscle) Cytoskeleton  MY02
NADH (β-Nicotinamide adenine dinucleotide, reduced disodium salt hydrate) Sigma N8129
NaN3 (Sodium azide)  Sigma 71289
NaOH (Sodium hydroxide)  Sigma S8045
Optical Filter CFP 470/24nm (Emission) PerkinElmer 2100-5850 Barcode 240
Optical Filter Fura2 380/10nm (Excitation) PerkinElmer 2100-5390 Barcode 112
Optical Module: Beta Lactamase PerkinElmer 2100-4270 Barcode 418
OriginPro 2017 software OriginLab N/A
para-Aminoblebbistatin AMRI N/A Custom synthesis
para-Nitroblebbistatin AMRI N/A Custom synthesis
PEP (Phospho(enol)pyruvic acid monopotassium salt) Sigma P7127
PK (Pyruvate Kinase from rabbit muscle) Sigma P9136
Rabbit Muscle Acetone Powder Pel Freez Biologicals 41995-2

References

  1. Heissler, S. M., Sellers, J. R. Kinetic Adaptations of Myosins for Their Diverse Cellular Functions. Traffic. 17 (8), 839-859 (2016).
  2. Hartman, M. A., Spudich, J. A. The myosin superfamily at a glance. Journal of Cell Science. 125 (Pt 7), 1627-1632 (2012).
  3. Berg, J. S., Powell, B. C., Cheney, R. E. A millennial myosin census. Molecular Biology of the Cell. 12 (4), 780-794 (2001).
  4. Sebe-Pedros, A., Grau-Bove, X., Richards, T. A., Ruiz-Trillo, I. Evolution and classification of myosins, a paneukaryotic whole-genome approach. Genome Biology and Evolution. 6 (2), 290-305 (2014).
  5. Newell-Litwa, K. A., Horwitz, R., Lamers, M. L. Non-muscle myosin II in disease: mechanisms and therapeutic opportunities. Disease Models & Mechanisms. 8 (12), 1495-1515 (2015).
  6. He, Y. M., Gu, M. M. Research progress of myosin heavy chain genes in human genetic diseases. Yi Chuan. 39 (10), 877-887 (2017).
  7. Rauscher, A. A., Gyimesi, M., Kovacs, M., Malnasi-Csizmadia, A. Targeting Myosin by Blebbistatin Derivatives: Optimization and Pharmacological Potential. Trends in Biochemical Sciences. 43 (9), 700-713 (2018).
  8. Straight, A. F., et al. Dissecting temporal and spatial control of cytokinesis with a myosin II Inhibitor. Science. 299 (5613), 1743-1747 (2003).
  9. Sirigu, S., et al. Highly selective inhibition of myosin motors provides the basis of potential therapeutic application. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (47), E7448-E7455 (2016).
  10. Green, E. M., et al. A small-molecule inhibitor of sarcomere contractility suppresses hypertrophic cardiomyopathy in mice. Science. 351 (6273), 617-621 (2016).
  11. Morgan, B. P., et al. Discovery of omecamtiv mecarbil the first, selective, small molecule activator of cardiac Myosin. ACS Medicinal Chemistry Letters. 1 (9), 472-477 (2010).
  12. Kepiro, M., et al. para-Nitroblebbistatin, the non-cytotoxic and photostable myosin II inhibitor. Angewandte Chemie International Edition. 53 (31), 8211-8215 (2014).
  13. Varkuti, B. H., et al. A highly soluble, non-phototoxic, non-fluorescent blebbistatin derivative. Scientific Reports. 6, 26141 (2016).
  14. Verhasselt, S., et al. Discovery of (S)-3′-hydroxyblebbistatin and (S)-3′-aminoblebbistatin: polar myosin II inhibitors with superior research tool properties. Organic and Biomolecular Chemistry. 15 (9), 2104-2118 (2017).
  15. Verhasselt, S., Roman, B. I., Bracke, M. E., Stevens, C. V. Improved synthesis and comparative analysis of the tool properties of new and existing D-ring modified (S)-blebbistatin analogs. European Journal of Medicinal Chemistry. 136, 85-103 (2017).
  16. Warren, G. B., Toon, P. A., Birdsall, N. J., Lee, A. G., Metcalfe, J. C. Reconstitution of a calcium pump using defined membrane components. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (3), 622-626 (1974).
  17. Kiianitsa, K., Solinger, J. A., Heyer, W. D. Rad54 protein exerts diverse modes of ATPase activity on duplex DNA partially and fully covered with Rad51 protein. Journal of Biological Chemistry. 277 (48), 46205-46215 (2002).
  18. Hanzelmann, P., Schindelin, H. Structural Basis of ATP Hydrolysis and Intersubunit Signaling in the AAA+ ATPase p97. Structure. 24 (1), 127-139 (2016).
  19. Hackney, D. D., Jiang, W. Assays for kinesin microtubule-stimulated ATPase activity. Methods in Molecular Biology. 164, 65-71 (2001).
  20. Kiianitsa, K., Solinger, J. A., Heyer, W. D. NADH-coupled microplate photometric assay for kinetic studies of ATP-hydrolyzing enzymes with low and high specific activities. Analytical Biochemistry. 321 (2), 266-271 (2003).
  21. Carter, S. G., Karl, D. W. Inorganic phosphate assay with malachite green: an improvement and evaluation. Journal of Biochemical and Biophysical Methods. 7 (1), 7-13 (1982).
  22. Henkel, R. D., VandeBerg, J. L., Walsh, R. A. A microassay for ATPase. Analytical Biochemistry. 169 (2), 312-318 (1988).
  23. Rowlands, M. G., et al. High-throughput screening assay for inhibitors of heat-shock protein 90 ATPase activity. Analytical Biochemistry. 327 (2), 176-183 (2004).
  24. Rule, C. S., Patrick, M., Sandkvist, M. Measuring In Vitro ATPase Activity for Enzymatic Characterization. Journal of Visualized Experiments. (114), 54305 (2016).
  25. Pardee, J. D., Spudich, J. A. Purification of muscle actin. Methods in Cell Biology. 24, 271-289 (1982).
  26. Zhang, J. H., Chung, T. D., Oldenburg, K. R. A Simple Statistical Parameter for Use in Evaluation and Validation of High Throughput Screening Assays. Journal of Biomolecular Screening. 4 (2), 67-73 (1999).
  27. Kovacs, M., Toth, J., Hetenyi, C., Malnasi-Csizmadia, A., Sellers, J. R. Mechanism of blebbistatin inhibition of myosin II. Chem Journal of Biological Chemistry. 279 (34), 35557-35563 (2004).
  28. Allingham, J. S., Smith, R., Rayment, I. The structural basis of blebbistatin inhibition and specificity for myosin II. Nature Structural & Molecular Biology. 12 (4), 378-379 (2005).
  29. Kettlun, A. M., et al. Purification and Characterization of 2 Isoapyrases from Solanum-Tuberosum Var Ultimus. Phytochemistry. 31 (11), 3691-3696 (1992).
  30. Hulme, E. C., Trevethick, M. A. Ligand binding assays at equilibrium: validation and interpretation. British Journal of Pharmacology. 161 (6), 1219-1237 (2010).
  31. Motulsky, H. J., Neubig, R. R. Analyzing binding data. Current Protocols in Neuroscience. 52 (1), 7.5.1-7.5.65 (2010).
  32. Sehgal, P., Olesen, C., Moller, J. V. ATPase Activity Measurements by an Enzyme-Coupled Spectrophotometric Assay. Methods in Molecular Biology. 1377, 105-109 (2016).
  33. Solinger, J. A., Lutz, G., Sugiyama, T., Kowalczykowski, S. C., Heyer, W. D. Rad54 protein stimulates heteroduplex DNA formation in the synaptic phase of DNA strand exchange via specific interactions with the presynaptic Rad51 nucleoprotein filament. Journal of Molecular Biology. 307 (5), 1207-1221 (2001).
  34. Banik, U., Roy, S. A continuous fluorimetric assay for ATPase activity. Biochemistry Journal. 266 (2), 611-614 (1990).
  35. Xiao, Y. X., Yang, W. X. KIFC1: a promising chemotherapy target for cancer treatment?. Oncotarget. 7 (30), 48656-48670 (2016).
  36. See, S. K., et al. Cytoplasmic Dynein Antagonists with Improved Potency and Isoform Selectivity. ACS Chemical Biology. 11 (1), 53-60 (2016).
  37. Datta, A., Brosh, R. M. New Insights Into DNA Helicases as Druggable Targets for Cancer Therapy. Frontiers in Molecular Biosciences. 5, 59 (2018).

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Cite This Article
Radnai, L., Stremel, R. F., Sellers, J. R., Rumbaugh, G., Miller, C. A. A Semi-High-Throughput Adaptation of the NADH-Coupled ATPase Assay for Screening Small Molecule Inhibitors. J. Vis. Exp. (150), e60017, doi:10.3791/60017 (2019).

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