לנטינגיו CRISPR/Cas9 בתיווך הגנום עריכה לחקר התאים המטפאות במודלים למחלות
Summary
תיאר הם פרוטוקולים עבור עריכת הגנום יעיל מאוד של גזע המטפאות מורקיים ומחולל קדמון (HSPC) על ידי מערכת CRISPR/Cas9 כדי לפתח במהירות מערכות מודל העכבר עם המטפאות ספציפיים שינויים גנים.
Abstract
מניפולציה גנים בתאי גזע המטבטיים באמצעות גישות הטרנסגנזה קונבנציונאלי יכול לגזול זמן רב, יקר, ומאתגר. נהנה מהתקדמות בטכנולוגיה לעריכת הגנום, מערכות משלוח וירוסים-מתווכת טרנסגנטית, שיטה יעילה וחסכונית מתוארת כאן כי קובע עכברים שבו הגנים מניפולציות במיוחד בתאי גזע המטפאות. השימוש בווירוסים משמשים כדי להפוך את Cas9-הביטוי השושלת-שלילי בתאי מח עצם עם מדריך RNA (gRNA) מיקוד גנים ספציפיים גן כתבת הקרינה האדומה (RFP), אז תאים אלה הם מושתלים לתוך לC57BL/6 עכברים. עכברים המושתלים עם הבעת וירוס לבטא gRNA לא המיקוד משמשים כפקדים. בתאום מראש של תאי גזע המטבטיים מוערכים על-ידי ניתוח ציטומטלי של דם היקפי של RFP-חיוביים. באמצעות שיטה זו, ~ 90% התמרה של תאים מיאלואיד ו ~ 70% של תאי הלימפה ב 4 שבועות לאחר ההשתלה ניתן להשיג. דנ א גנומית מבודדת מתאי דם RFP-חיוביים, וחלקים של ה-DNA באתר ממוקד מוגברת על ידי PCR כדי לאמת את עריכת הגנום. פרוטוקול זה מספק הערכה של תפוקה גבוהה של גנים המטפאות-רגולציה וניתן להרחיב למגוון מודלים של מחלת העכבר עם מעורבות תא המטפאות.
Introduction
מחקרים רבים ב המטולוגיה ואימונולוגיה להסתמך על הזמינות של עכברים מהונדסים גנטית, כולל עכברים קונבנציונאלי ומותנה/להקיש החוצה להשתמש בעכבר מערכת ספציפיים מנהלי המערכת כגון Mx1-היצור, ו-מונה, ואחרים . אחת,שתיים, שלוש,ארבע,חמש אסטרטגיות אלה דורשות הקמתה של זנים העכבר החדש, אשר יכול להיות זמן רב והורדה פיננסית. בעוד ההתקדמות המהפכנית בטכנולוגיית עריכת הגנום אפשרו את הדור של זנים העכבר החדש כמה ש3-4 חודשים עם המומחיות הטכנית המתאימה6,7,8,9 , הרבה יותר זמן נדרש כדי להגביר את מושבת העכבר לפני ניסויים רודפים. בנוסף, הליכים אלה יקרים. לדוגמה, מעבדת ג’קסון מפרטת את המחיר הנוכחי של שירותי הדור של עכברים שיצאו לשלב ב-$16,845 לכל מאמץ (כמו בדצמבר 2018). לכן, שיטות חסכוניות יותר ויעילות יותר מאשר גישות קונבנציונאלי מורגניים הינה יתרון רב יותר.
באשכולות באופן קבוע הכולל מרווח קצר הכולל/החלבון CRISPR המשויך החלבונים 9 (CRISPR/Cas9) הטכנולוגיה הובילה לפיתוח כלים חדשים עבור מהירה ויעילה RNA מבוססי, רצף ספציפי הגנום עריכה. התגלתה במקור כמנגנון החיסון בקטריאלי אדפטיבית להרוס את ה-DNA הפתוגן הפולש, crispr/Cas9 מערכת שימש ככלי כדי להגדיל את האפקטיביות של עריכת הגנום בתאים איקריוטית ודגמי בעלי חיים. מספר גישות המועסקים לשדר CRISPR/Cas9 מכונות לתאי גזע המטפאות (כלומר, אלקטרופורציה, נוקלאופיקציה, ליפופה, משלוח נגיפי, ועוד).
כאן, מערכת הנגיף מועסק כדי לשנות את התאים בשל יכולתה להדביק ביעילות Cas9-הבעת הפנים מורה בתאי גזע וחבילה יחד מדריך RNA ביטוי בונה, היזמים, רצפי רגולציה, וגנים לקודד חלבונים של כתב פלורסנט (כלומר, GFP, RFP). באמצעות שיטה זו, vivo gene לשעבר לעריכה של תאי גזע העכבר המטפאות הושג, ואחריו החוקה מוצלחת של מח עצם בעכברים לקרינה לעבר לבידוד10. וקטור לווירוס מועסק עבור מחקר זה מבטא את Cas9 ו GFP הכתב גנים מן היזם ליבה משותפת EF1a עם הכניסה הפנימי ריבוזומזיט במעלה מהגן העיתונאי. רצף ה-RNA המנחה מתבטא מיזם U6 נפרד. מערכת זו משמשת לאחר מכן כדי ליצור מוטציות הכניסה והמחיקה של המועמד השבטיים גנים מנהלי התקן Tet2 ו Dnmt3a10. עם זאת, יעילות התמרה באמצעות שיטה זו נמוכה יחסית (~ 5%-10%) בשל גודל גדול של הוספת וקטור (13 kbp) כי מגביל את היעילות התמרה ומפחית סיכוייו וירוס במהלך הייצור.
במחקרים אחרים, זה הוכח כי גודל גדול יותר של רנ א ויראלי שלילית משפיע על ייצור וירוס ויעילות התמרה. לדוגמה, גידול של 1 kb בגודל ההכנסה מדווח כדי להקטין את ייצור וירוסים על-ידי ~ 50%, ואת יעילות התמרה תפחית ליותר מ 50% בתאי גזע המטפאות11. לכן, זה יתרון כדי להקטין את הגודל של הכנס ויראלי ככל האפשר כדי לשפר את היעילות של המערכת.
הגרעון הזה יכול להתגבר על ידי שימוש בעכברים Cas9 טרנסגניים, שבו החלבון Cas9 מתבטא בצורה חוקתית או inducible בדרך12. העכברים כמובן/Cas9 טוק-in העכבר מבטא Cas9 endonuclease ו-EGFP מן היזם הקאג ב Rosa26 לוקוס באופן מקום. Thus, בונה עם sgRNA תחת השליטה של היזם U6 ו RFP גן העיתונאי תחת השליטה של היזם הליבה EF1a ניתן להעביר באמצעות וקטור הווירוס כדי להשיג את עריכת הגנום. בעזרת מערכת זו, הגנים של תאי גזע המטבטיים נערכו בהצלחה, מראה היעילות של ~ 90% התמרה. כך, פרוטוקול זה מספק שיטה מהירה ואפקטיבית ליצור עכברים שבו מוטציות גנים ממוקדות מוצגים לתוך המערכת המטתית. בעוד המעבדה שלנו היא בעיקר באמצעות סוג זה של טכנולוגיה כדי ללמוד את התפקיד של המטופאות שבטיים בתהליכי מחלות לב וכלי דם13,14,15, זה חל גם על מחקרים של המטולוגית ממאירות16. יתר על כן, פרוטוקול זה ניתן להרחיב לניתוח של איך מוטציות DNA ב HSPC השפעה מחלות אחרות או תהליכים התפתחותיים במערכת המטפאות.
כדי להקים מערכת חזקה וקטורית וקטורי, סיכוייו גבוהה ויראלי מניות ותנאים אופטימיזציה עבור התמרה והשתלת תאים המטפאות נדרשים. בפרוטוקול, הוראות מסופקות על הכנת מניות סיכוייו גבוהה ויראלי בסעיף 1, אופטימיזציה של תנאי התרבות של תאי גזע המטפי מורטין בסעיף 2, שיטות השתלת מח עצם בסעיף 3, והערכה בתיאום מקטע 4.
Protocol
Representative Results
Discussion
היתרון של פרוטוקול זה הוא יצירת מודלים בעלי חיים מחסה מוטציות ספציפיות בתאי המטפאות באופן מהיר וחסכוני מאוד בהשוואה לגישות העכבר הקונבנציונלי הטרנסגניים. נמצא כי מתודולוגיה זו מאפשרת את הדור של עכברים עם תא המטפאות מניפולציות גנים בתוך חודש 1. בפרוטוקול זה קיימים מספר שלבים קריטיים המחי?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
S. S. היה נתמך על ידי האגודה האמריקנית לצדק בתר-דוקטורט 17POST33670076. ק. ו. נתמך על ידי NIH מענקים R01 HL138014, R01 HL141256, ו R01 HL139819.
Materials
| 1/2 cc LO-DOSE INSULIN SYRINGE | EXELINT | 26028 | general supply |
| 293T cells | ATCC | CRL-3216– | Cell line |
| APC-anti-mouse Ly6C (Clone AL-21) | BD Biosciences | 560599 | Antibodies |
| APC-Cy7-anti-mouse CD45R (RA3-6B2) | BD Biosciences | 552094 | Antibodies |
| BD Luer-Lok disposable syringes, 10 ml | BD | 309604 | general supply |
| BD Microtainer blood collection tubes, K2EDTA added | BD Bioscience | 365974 | general supply |
| BD Precisionglide needle, 18 G | BD | 305195 | general supply |
| BD Precisionglide needle, 22 G | BD | 305155 | general supply |
| BV510-anti-mouse CD8a (Clone 53-6.7) | Biolegend | 100752 | Antibodies |
| BV711-anti-mouse CD3e (Clone 145-2C11) | Biolegend | 100349 | Antibodies |
| Collagen from calf skin | Sigma-Aldrich | 9007-34-5 | general supply |
| Corning Costar Ultra-Low Attachment Multiple Well Plate, 6 well | Millipore Sigma | CLS3471 | general supply |
| CRISPR/Cas9 knock-in mice | The Jackson Laboratory | 028555 | mouse |
| DietGel 76A | Clear H2O | 70-01-5022 | general supply |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) – high glucose | Sigma Aldrich | D6429 | Medium |
| eBioscience 1X RBC Lysis Buffer | Thermo fisher Scientific | 00-4333-57 | Solution |
| Falcon 100 mm TC-Treated Cell Culture Dish | Life Sciences | 353003 | general supply |
| Falcon 5 mL round bottom polystyrene test tube | Life Sciences | 352054 | general supply |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher Scientific | 352098 | general supply |
| Falcon 6 Well Clear Flat Bottom TC-Treated Multiwell Cell Culture Plate | Life Science | 353046 | general supply |
| Fisherbrand microhematocrit capillary tubes | Thermo Fisher Scientific | 22-362566 | general supply |
| Fisherbrand sterile cell strainers, 70 μm | Fisher Scientific | 22363548 | general supply |
| FITC-anti-mouse CD4 (Clone RM4-5) | Invitrogen | 11-0042-85 | Antibodies |
| Fixation Buffer | BD Bioscience | 554655 | Solution |
| Guide-it Compete sgRNA Screening Systems | Clontech | 632636 | Kit |
| Isothesia (Isoflurane) solution | Henry Schein | 29404 | Solution |
| Lenti-X qRT-PCR Titration Kit | Takara | 631235 | Kit |
| Lineage Cell Depletion Kit, mouse | Miltenyi Biotec | 130-090-858 | Kit |
| Millex-HV Syringe Filter Unit, 0.45 mm | Millipore Sigma | SLHV004SL | general supply |
| PBS pH7.4 (1X) | Gibco | 10010023 | Solution |
| PE-Cy7-anti-mouse CD115 (Clone AFS98) | eBioscience | 25-1152-82 | Antibodies |
| PEI MAX | Polysciences | 24765-1 | Solution |
| Penicillin-Streptomycin Mixture | Lonza | 17-602F | Solution |
| PerCP-Cy5.5-anti-mouse Ly6G (Clone 1A8) | BD Biosciences | 560602 | Antibodies |
| pLKO5.sgRNA.EFS.tRFP | Addgene | 57823 | Plasmid |
| pMG2D | Addgene | 12259 | Plasmid |
| Polybrene Infection/Transfection Reagent | Sigma Aldrich | TR-1003-G | Solution |
| Polypropylene Centrifuge Tubes | BECKMAN COULTER | 326823 | general supply |
| psPAX2 | Addgene | 12260 | Plasmid |
| RadDisk – Rodent Irradiator Disk | Braintree Scientific | IRD-P M | general supply |
| Recombinant Murine SCF | Peprotech | 250-03 | Solution |
| Recombinant Murine TPO | Peprotech | 315-14 | Solution |
| StemSpan SFEM | STEMCELL Technologies | 09600 | Solution |
| TOPO TA cloning kit for sequencing with One Shot TOP10 Chemically Competent E.coli | Thermo fisher Scientific | K457501 | Kit |
| Zombie Aqua Fixable Viability Kit | BioLegend | 423102 | Solution |
References
- Sasaki, Y., et al. Defective immune responses in mice lacking LUBAC-mediated linear ubiquitination in B cells. EMBO Journal. 32, 2463-2476 (2013).
- Ogilvy, S., et al. Transcriptional regulation of vav, a gene expressed throughout the hematopoietic compartment. Blood. 91, 419-430 (1998).
- Meyer, S. E., et al. DNMT3A Haploinsufficiency Transforms FLT3ITD Myeloproliferative Disease into a Rapid, Spontaneous, and Fully Penetrant Acute Myeloid Leukemia. Cancer Discovery. 6, 501-515 (2016).
- Kuhn, R., Schwenk, F., Aguet, M., Rajewsky, K. Inducible gene targeting in mice. Science. 269, 1427-1429 (1995).
- Cole, C. B., et al. PML-RARA requires DNA methyltransferase 3A to initiate acute promyelocytic leukemia. Journal of Clinical Investigation. 126, 85-98 (2016).
- Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154, 1370-1379 (2013).
- Wang, H., et al. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 153, 910-918 (2013).
- Quadros, R. M., et al. Easi-CRISPR: a robust method for one-step generation of mice carrying conditional and insertion alleles using long ssDNA donors and CRISPR ribonucleoproteins. Genome Biology. 18, 92 (2017).
- Miura, H., Quadros, R. M., Gurumurthy, C. B., Ohtsuka, M. Easi-CRISPR for creating knock-in and conditional knock-out mouse models using long ssDNA donors. Nature Protocols. 13, 195-215 (2018).
- Sano, S., et al. CRISPR-Mediated Gene Editing to Assess the Roles of Tet2 and Dnmt3a in Clonal Hematopoiesis and Cardiovascular Disease. Circulation Research. 123, 335-341 (2018).
- Cante-Barrett, K., et al. Lentiviral gene transfer into human and murine hematopoietic stem cells: size matters. BMC Research Notes. 9 (312), (2016).
- Chu, V. T., et al. Efficient CRISPR-mediated mutagenesis in primary immune cells using CrispRGold and a C57BL/6 Cas9 transgenic mouse line. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113, 12514-12519 (2016).
- Fuster, J. J., et al. Clonal hematopoiesis associated with TET2 deficiency accelerates atherosclerosis development in mice. Science. 355, 842-847 (2017).
- Sano, S., et al. Tet2-Mediated Clonal Hematopoiesis Accelerates Heart Failure Through a Mechanism Involving the IL-1beta/NLRP3 Inflammasome. Journal of the American College of Cardiology. 71, 875-886 (2018).
- Sano, S., Wang, Y., Walsh, K. Clonal Hematopoiesis and Its Impact on Cardiovascular Disease. Circulatory Journal. 71, 875-886 (2018).
- Heckl, D., et al. Generation of mouse models of myeloid malignancy with combinatorial genetic lesions using CRISPR-Cas9 genome editing. Nature Biotechnology. 32, 941-946 (2014).
- Jiang, W., et al. An optimized method for high-titer lentivirus preparations without ultracentrifugation. Scientific Reports. 5, 13875 (2015).
- Cribbs, A. P., Kennedy, A., Gregory, B., Brennan, F. M. Simplified production and concentration of lentiviral vectors to achieve high transduction in primary human T cells. BMC Biotechnology. 13, 98 (2013).
- Brinkman, E. K., Chen, T., Amendola, M., van Steensel, B. Easy quantitative assessment of genome editing by sequence trace decomposition. Nucleic Acids Research. 42, e168 (2014).
- Sentmanat, M. F., Peters, S. T., Florian, C. P., Connelly, J. P., Pruett-Miller, S. M. A Survey of Validation Strategies for CRISPR-Cas9 Editing. Scientific Reports. 8, 888 (2018).
- Akcakaya, P., et al. In vivo CRISPR editing with no detectable genome-wide off-target mutations. Nature. 561, 416-419 (2018).
- Bae, S., Park, J., Kim, J. S. Cas-OFFinder: a fast and versatile algorithm that searches for potential off-target sites of Cas9 RNA-guided endonucleases. Bioinformatics. 30, 1473-1475 (2014).
- Kosicki, M., Tomberg, K., Bradley, A. Repair of double-strand breaks induced by CRISPR-Cas9 leads to large deletions and complex rearrangements. Nature Biotechnology. 36, 765-771 (2018).
- El-Brolosy, M. A., et al. Genetic compensation triggered by mutant mRNA degradation. Nature. 568, 193-197 (2019).
- Ma, Z., et al. PTC-bearing mRNA elicits a genetic compensation response via Upf3a and COMPASS components. Nature. 568, 259-263 (2019).
- Gilbert, L. A., et al. CRISPR-mediated modular RNA-guided regulation of transcription in eukaryotes. Cell. 154, 442-451 (2013).
- Qi, L. S., et al. Repurposing CRISPR as an RNA-guided platform for sequence-specific control of gene expression. Cell. 152, 1173-1183 (2013).
- Zhou, H., et al. In vivo simultaneous transcriptional activation of multiple genes in the brain using CRISPR-dCas9-activator transgenic mice. Nature Neuroscience. 21, 440-446 (2018).
- Fuster, J. J., Walsh, K. Somatic Mutations and Clonal Hematopoiesis: Unexpected Potential New Drivers of Age-Related Cardiovascular Disease. Circulatory Research. 122, 523-532 (2018).
- Kahn, J. D., et al. PPM1D truncating mutations confer resistance to chemotherapy and sensitivity to PPM1D inhibition in hematopoietic cells. Blood. , (2018).
