Isolamento, trasfezione e cultura dei monociti umani primari
Summary
Presentato qui è un protocollo ottimizzato per isolare, coltivare, tradurre e differenziare i monociti primari umani da individui infettati dall’HIV e dai controlli sani.
Abstract
Il virus dell’immunodeficienza umana (HIV) rimane una delle principali preoccupazioni per la salute, nonostante l’introduzione della terapia antiretrovirale combinata (cART) a metà degli anni ’90. Mentre la terapia antiretrovirale abbassa in modo efficiente il carico virale sistemico e ripristina il normale CD4– conteggi di cellule T, non ricostituisce un sistema immunitario completamente funzionale. Un sistema immunitario disfunzionale in individui infettati da HIV sottoposti a cART può essere caratterizzato da attivazione immunitaria, invecchiamento precoce delle cellule immunitarie o infiammazione persistente. Queste condizioni, insieme ai fattori comorbidi associati all’infezione da HIV, aggiungono complessità alla malattia, che non può essere facilmente riprodotta nei modelli cellulari e animali. Per studiare gli eventi molecolari alla base della disfunzione immunitaria in questi pazienti, viene presentato un sistema per la coltura e la manipolazione dei monociti primari umani in vitro. In particolare, il protocollo consente la coltura e la trasfezione del CD14 primario– monociti ottenuti da individui affetti da HIV sottoposti a cART e da controlli HIV-negativi. Il metodo prevede l’isolamento, la cultura e la trasfezione di monociti e macrofagi derivati da monociti. Mentre sono impiegati kit e reagenti disponibili in commercio, il protocollo fornisce importanti suggerimenti e condizioni ottimizzate per il successo dell’aderenza e della trasfezione dei monociti con mimimi e inibitori di miRNA, nonché con i siRNA.
Introduction
L’infezione da virus immunodeficienza umana-1 (HIV-1) causa una grave disfunzione immunitaria, che può portare a infezioni opportunistiche e sindrome da immunodeficienza acquisita (AIDS). Anche se i pazienti affetti da HIV sottoposti a cART sono caratterizzati da bassi carichi virali e normali conteggi di cellule CD4– T, il funzionamento del sistema immunitario può essere compromesso in questi individui, portando ad una risposta immunitaria disfunzionale che è stata collegata ad un aumento del rischio di sviluppare il cancro1. I meccanismi della disfunzione immunitaria nei pazienti affetti da HIV su cART rimangono in gran parte sconosciuti. Pertanto, caratterizzare le cellule immunitarie derivate dal paziente e studiare la loro biologia e funzione è una componente fondamentale dell’attuale ricerca sull’HIV.
Monociti e macrofagi sono regolatori chiave delle risposte immunitarie e svolgono un ruolo fondamentale nell’infezione da HIV2,3,4,5. Eterogenei e di natura plastica, i macrofagi possono essere ampiamente classificati in attivazione classica (M1) o in alternativa attivati (M2). Mentre questa classificazione generale è necessaria quando si impostano condizioni sperimentali, lo stato di polarizzazione dei macrofagi può essere invertito da una varietà di citochine6,7,8,9. Anche se diversi studi hanno studiato gli effetti dell’infezione da HIV su monociti e cellule dendritiche, i dettagli molecolari delle risposte mediate da monociti sono in gran parte sconosciuti6,7,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Tra i fattori coinvolti nella regolazione e nella funzione delle cellule immunitarie, i microRNA (miRNA), i brevi RNA non codificanti che regolano post-trascrizione l’espressione genica, hanno dimostrato di svolgere un ruolo importante nel contesto delle principali vie cellulari (cioè, crescita, differenziazione, sviluppo e apoptosi)20. Queste molecole sono state descritte come importanti regolatori di fattori di trascrizione essenziali per dettare la polarizzazione funzionale dei macrofagi21. È stato studiato il ruolo potenziale dei miRNA nei monociti di individui affetti da HIV sottoposti a cART, ma i progressi nel campo richiedono molto più lavoro22,23,24,25,26. Questo documento illustra un metodo ottimizzato per trasfect miRNA e siRNA in monociti umani primari da pazienti e controlli infettati da HIV.
Questo protocollo si basa su reagenti e kit disponibili in commercio, poiché la continuità nella procedura tecnica consente di eliminare le variabili sperimentali non necessarie quando si lavora con campioni clinici. Ciò nonostante, il metodo fornisce suggerimenti importanti (cioè il numero di cellule placcate o una breve incubazione con supporti senza siero per promuovere l’aderenza delle cellule alla piastra). Inoltre, le condizioni di polarizzazione utilizzate in questo protocollo derivano dal lavoro pubblicato27,28,29.
Protocol
Representative Results
Discussion
Il protocollo presentato dimostra l’uso di cellule primarie di soggetti infettati da HIV come modello per studiare monociti e macrofagi. HIV– I pazienti sottoposti a cART vivono con infezione per più anni e possono anche avere altre co-infezioni correlate a un sistema immunitario compromesso. Per studiare l’immunomodulazione in presenza di infezione cronica da HIV, le cellule sono state raccolte direttamente dai pazienti. Poiché i miRNA hanno dimostrato di svolgere un ruolo importante nello sviluppo cellular…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Gli autori desiderano ringraziare il nucleo del biorepository clinico/tumorale dell’HIV per aver fornito campioni di pazienti e il nucleo del metabolismo dell’immunologia cellulare per la fornitura dell’analisi della citometria del flusso. Questo progetto è stato finanziato da NIH P20GM121288 e P30GM114732.
Materials
| 0.5M EDTA | Invitrogen | AM9260G | |
| BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tubes with K2EDTA | BD Biosciences | 366643 | |
| Brilliant Stain Buffer | BD Horizon | 563794 | Flow cytometry |
| CD14 PerCP | Invitrogen | 46-0149-42 | Flow cytometry- conjugated antibody |
| CD163 BV711 | BD Horizon | 563889 | Flow cytometry- conjugated antibody |
| CD209 BV421 | BD Horizon | 564127 | Flow cytometry- conjugated antibody |
| CD80 FITC | BD Horizon | 557226 | Flow cytometry- conjugated antibody |
| CD83 APC | BD Horizon | 551073 | Flow cytometry- conjugated antibody |
| Easy 50 EasySep Magnet | StemCell Technologies | 18002 | |
| Easy Sep Direct Human Monocyte Isolation Kit | StemCell Technologies | 19669 | |
| EIF4EBP1 mAb | Cell Signaling | 9644 | Monoclonal antibody for Western blot |
| EIF4EBP1 siRNA | Santa Cruz | sc-29594 | |
| Fetal Bovin Serum Defined Heat Inactivated | Hyclone | SH30070.03HI | |
| Gallios Flow Cytometer | Beckman Coulter | B43618 | |
| GAPDH mAb | Santa Cruz | SC-47724 | Monoclonal antibody for Western blot |
| HuFcR Binding Inhibitor | eBiosciences | 14-9161-73 | Flow cytometry- blocking buffer |
| Kaluza Analysis Software | Beckman Coulter | B16406 | Software to analyze flow cytometry data |
| Lipopolysaccharides from Escherichia coli O55:B5 | Sigma | L4524 | |
| miRCURY LNA microRNA Mimic hsa-miR-146a-5p | Qiagen | YM00472124 | |
| MISSION miRNA Negative Control | Sigma | HMC0002 | Scrambled miRNA conjugated with a near infrared dye |
| Nunc 35mm Cell Culture Dish | Thermo Scientific | 150318 | |
| PBS | Gibco | 20012027 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Recombinant Human GM-CSF | R&D Systems | 215-GM-050 | |
| Recombinant Human IFN-γ | R&D Systems | 285-IF-100 | |
| Recombinant Human IL-4 | R&D Systems | 204-IL-010 | |
| Recombinant Human M-CSF | R&D Systems | 216-MC-025 | |
| RPMI 1640 with L-Glutamine | Corning | 10040CVMP | |
| Scrambled Control siRNA | Santa Cruz | sc-37007 | |
| Viromer Blue Transfection Reagent Kit | Lipocalyx | VB-01LB-01 | |
| WST-1 Cell Proliferation Reagent | Roche | 5015944001 | Colorimetric assay to assess cell viability |
References
- Slim, J., Saling, C. F. A Review of Management of Inflammation in the HIV Population. Biomedical Research International. 2016, 3420638 (2016).
- Herskovitz, J., Gendelman, H. E. HIV and the Macrophage: From Cell Reservoirs to Drug Delivery to Viral Eradication. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 14 (1), 52-67 (2019).
- Machado Andrade, V., Stevenson, M. Host and Viral Factors Influencing Interplay between the Macrophage and HIV-1. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 14 (1), 33-43 (2019).
- Merino, K. M., Allers, C., Didier, E. S., Kuroda, M. J. Role of Monocyte/Macrophages during HIV/SIV Infection in Adult and Pediatric Acquired Immune Deficiency Syndrome. Frontiers in Immunology. 8, 1693 (2017).
- Wacleche, V. S., Tremblay, C. L., Routy, J. P., Ancuta, P. The Biology of Monocytes and Dendritic Cells: Contribution to HIV Pathogenesis. Viruses. 10 (2), (2018).
- Davis, M. J., et al. Macrophage M1/M2 polarization dynamically adapts to changes in cytokine microenvironments in Cryptococcus neoformans infection. MBio. 4 (3), e00264 (2013).
- Raggi, F., et al. Regulation of Human Macrophage M1-M2 Polarization Balance by Hypoxia and the Triggering Receptor Expressed on Myeloid Cells-1. Frontiers in Immunology. 8, 1097 (2017).
- Van Overmeire, E., et al. M-CSF and GM-CSF Receptor Signaling Differentially Regulate Monocyte Maturation and Macrophage Polarization in the Tumor Microenvironment. Cancer Research. 76 (1), 35-42 (2016).
- Vogel, D. Y., et al. Human macrophage polarization in vitro: maturation and activation methods compared. Immunobiology. 219 (9), 695-703 (2014).
- Almeida, M., Cordero, M., Almeida, J., Orfao, A. Different subsets of peripheral blood dendritic cells show distinct phenotypic and functional abnormalities in HIV-1 infection. AIDS. 19 (3), 261-271 (2005).
- Ciesek, S., et al. Impaired TRAIL-dependent cytotoxicity of CD1c-positive dendritic cells in chronic hepatitis C virus infection. Journal of Viral Hepatitis. 15 (3), 200-211 (2008).
- Granelli-Piperno, A., Golebiowska, A., Trumpfheller, C., Siegal, F. P., Steinman, R. M. HIV-1-infected monocyte-derived dendritic cells do not undergo maturation but can elicit IL-10 production and T cell regulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (20), 7669-7674 (2004).
- Hearps, A. C., et al. HIV infection induces age-related changes to monocytes and innate immune activation in young men that persist despite combination antiretroviral therapy. AIDS. 26 (7), 843-853 (2012).
- Heggelund, L., et al. Stimulation of toll-like receptor 2 in mononuclear cells from HIV-infected patients induces chemokine responses: possible pathogenic consequences. Clinical and Experimental Immunology. 138 (1), 116-121 (2004).
- Hernandez, J. C., et al. Up-regulation of TLR2 and TLR4 in dendritic cells in response to HIV type 1 and coinfection with opportunistic pathogens. AIDS Research and Human Retroviruses. 27 (10), 1099-1109 (2011).
- Hernandez, J. C., Latz, E., Urcuqui-Inchima, S. HIV-1 induces the first signal to activate the NLRP3 inflammasome in monocyte-derived macrophages. Intervirology. 57 (1), 36-42 (2014).
- Low, H. Z., et al. TLR8 regulation of LILRA3 in monocytes is abrogated in human immunodeficiency virus infection and correlates to CD4 counts and virus loads. Retrovirology. 13, 15 (2016).
- Sachdeva, M., Sharma, A., Arora, S. K. Functional Impairment of Myeloid Dendritic Cells during Advanced Stage of HIV-1 Infection: Role of Factors Regulating Cytokine Signaling. PLoS ONE. 10 (10), e0140852 (2015).
- Sachdeva, M., Sharma, A., Arora, S. K. Increased expression of negative regulators of cytokine signaling during chronic HIV disease cause functionally exhausted state of dendritic cells. Cytokine. 91, 118-123 (2017).
- Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
- Li, H., Jiang, T., Li, M. Q., Zheng, X. L., Zhao, G. J. Transcriptional Regulation of Macrophages Polarization by MicroRNAs. Frontiers in Immunology. 9, 1175 (2018).
- Hu, X., et al. Genome-Wide Analyses of MicroRNA Profiling in Interleukin-27 Treated Monocyte-Derived Human Dendritic Cells Using Deep Sequencing: A Pilot Study. International Journal of Molecular Sciences. 18 (5), (2017).
- Huang, J., et al. MicroRNA miR-126-5p Enhances the Inflammatory Responses of Monocytes to Lipopolysaccharide Stimulation by Suppressing Cylindromatosis in Chronic HIV-1 Infection. Journal of Virology. 91 (10), (2017).
- Lodge, R., et al. Host MicroRNAs-221 and -222 Inhibit HIV-1 Entry in Macrophages by Targeting the CD4 Viral Receptor. Cell Reports. 21 (1), 141-153 (2017).
- Ma, L., Shen, C. J., Cohen, E. A., Xiong, S. D., Wang, J. H. miRNA-1236 inhibits HIV-1 infection of monocytes by repressing translation of cellular factor VprBP. PLoS ONE. 9 (6), e99535 (2014).
- Riess, M., et al. Interferons Induce Expression of SAMHD1 in Monocytes through Down-regulation of miR-181a and miR-30a. Journal of Biological Chemistry. 292 (1), 264-277 (2017).
- Buchacher, T., Ohradanova-Repic, A., Stockinger, H., Fischer, M. B., Weber, V. M2 Polarization of Human Macrophages Favors Survival of the Intracellular Pathogen Chlamydia pneumoniae. PLoS ONE. 10 (11), e0143593 (2015).
- Jaguin, M., Houlbert, N., Fardel, O., Lecureur, V. Polarization profiles of human M-CSF-generated macrophages and comparison of M1-markers in classically activated macrophages from GM-CSF and M-CSF origin. Cellular Immunology. 281 (1), 51-61 (2013).
- Lacey, D. C., et al. Defining GM-CSF- and macrophage-CSF-dependent macrophage responses by in vitro models. Journal of Immunology. 188 (11), 5752-5765 (2012).
- Tarique, A. A., et al. Phenotypic, functional, and plasticity features of classical and alternatively activated human macrophages. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 53 (5), 676-688 (2015).
