Presynapse Formation Assay mit Presynapse Organizer Perlen und "Neuron Ball" Kultur
Summary
Presynapse Bildung ist ein dynamischer Prozess einschließlich der Ansammlung von synaptischen Proteinen in der richtigen Reihenfolge. Bei dieser Methode wird die Präsynapsebildung durch Perlen ausgelöst, die mit einem präsynapsischen Organizerprotein auf axonalen Blättern der “Neuronball”-Kultur konjugiert werden, so dass die Ansammlung synaptischer Proteine während der Präsynapsebildung leicht zu analysieren ist.
Abstract
Während der neuronalen Entwicklung ist die Synapsenbildung ein wichtiger Schritt, um neuronale Schaltkreise zu etablieren. Um Synapsen zu bilden, müssen synaptische Proteine in geeigneter Reihenfolge durch Transport von Zellkörpern und/oder lokale Übersetzung in unreife Synapsen geliefert werden. Jedoch, Es ist nicht vollständig verstanden, wie synaptische Proteine in Synapsen in der richtigen Reihenfolge ansammeln. Hier stellen wir eine neuartige Methode zur Analyse der präsynaptischen Bildung vor, indem wir die Kombination von Neuronenballkultur mit Perlen verwenden, um die Präsynapsebildung zu induzieren. Neuronenkugeln, die neuronale Zellaggregate sind, liefern axonale Blätter weit weg von Zellkörpern und Dendriten, so dass schwache fluoreszierende Signale von Präsynapsen erkannt werden können, indem überwältigende Signale von Zellkörpern vermieden werden. Als Perlen, um die präsynapsische Bildung auszulösen, verwenden wir Perlen, die mit Leucin-reichem Repeat-Transmembran-Neuronal 2 (LRRTM2), einem exzitatorischen präsynaptischen Organisator, konjugiert sind. Mit dieser Methode haben wir gezeigt, dass vesikulärer Glutamattransporter 1 (vGlut1), ein synaptisches Vesikelprotein, sich in Präsynapsen schneller angesammelt hat als Munc18-1, ein Wirkstoffzonenprotein. Munc18-1 akkumulierte auch nach dem Entfernen von Zellkörpern übersetzungsabhängig in Presynapse. Dieser Befund deutet auf die Munc18-1 Akkumulation durch lokale Übersetzung in Axonen hin, nicht durch Transport von Zellkörpern. Zusammenfassend ist diese Methode geeignet, die Ansammlung von synaptischen Proteinen in Präsynapsen und quelle von synaptischen Proteinen zu analysieren. Da die Neuronenballkultur einfach ist und es nicht notwendig ist, spezielle Geräte zu verwenden, könnte diese Methode auf andere experimentelle Plattformen anwendbar sein.
Introduction
Synapse-Bildung ist einer der kritischen Schritte bei der Entwicklung von neuronalen Schaltkreisen1,2,3. Die Bildung von Synapsen, die spezialisierte Kompartimente sind, die aus Prä- und Post-Synapsen bestehen, ist ein komplexer und mehrstufiger Prozess, der eine angemessene Erkennung von Axonen und Dendriten, die Bildung von aktiver Zone und postsynaptischen Dichte und die richtige Ausrichtung der Ionenkanäle und Neurotransmitter-Rezeptoren1,2. In jedem Prozess akkumulieren viele Arten von synaptischen Proteinen in diesen speziellen Fächern im richtigen Timing, indem sie synaptische Proteine aus Zellkörpern und/oder durch lokale Übersetzung in den Kompartimenten transportieren. Diese synaptischen Proteine gelten als organisiert angeordnet, um funktionelle Synapsen zu bilden. Dysfunktion einiger synaptischer Proteine mit Synapsenbildung führt zu neurologischen Erkrankungen4,5. Es bleibt jedoch unklar, wie sich synaptische Proteine im richtigen Timing ansammeln.
Um zu untersuchen, wie sich synaptische Proteine in organisierter Weise ansammeln, ist es notwendig, die Ansammlung synaptischer Proteine in chronologischer Reihenfolge zu untersuchen. Einige Berichte zeigten Live-Bildgebung, um synapsische Bildung in dissoziierten Kultur der Neuronen zu beobachten6,7. Es ist jedoch zeitaufwändig, Neuronen zu finden, die gerade die Synapsenbildung unter der Mikroskopie beginnen. Um die Ansammlung synaptischer Proteine effizient zu beobachten, muss die Synapsenbildung zu dem Zeitpunkt beginnen, zu dem Forscher die Bildung induzieren wollen. Die zweite Herausforderung besteht darin, die Ansammlung synaptischer Proteine durch den Transport von Zellkörpern oder die lokale Übersetzung in Synapsen zu unterscheiden. Zu diesem Zweck ist die Translationsebene unter der Bedingung zu messen, dass der Transport von synaptischen Proteinen aus Zellkörpern nicht erlaubt ist.
Wir entwickelten neuartigen Presynapse-Formationstest mit Kombination von Neuronenballkultur mit Perlen, um die Präsynapsebildung zu induzieren8. Neuronenkugelkultur wurde entwickelt, um axonalen Phänotyp zu untersuchen, aufgrund der Bildung von axonalen Blättern um Zellkörper9,10. Wir verwendeten magnetische Perlen konjugiert mit Leucin-reichen Wiederholungtransmembran neuronal 2 (LRRTM2), die ein präsynaptischer Organisator ist, um erregende Präsynapsen zu induzieren (Abbildung 1A)11,12,13. Durch die Verwendung der LRRTM2-Perlen beginnt die Präsynapsebildung zu dem Zeitpunkt, zu dem die Perlen aufgetragen werden. Dies bedeutet, dass die Präsynapsebildung in Tausenden von Axonen eines Neuronenballs zu gleichen Zeiten beginnt, so dass es ermöglicht, den genauen Zeitverlauf der Ansammlung synaptischer Proteine effizient zu untersuchen. Darüber hinaus ist die Neuronenkugelkultur einfach, den Transport synaptischer Proteine aus dem Soma zu blockieren, indem Zellkörper entfernt werden (Abbildung 1B)8. Wir haben bereits bestätigt, dass Axone ohne Zellkörper überleben können und mindestens 4 h nach Entfernung von Zellkörpern gesund sind. Daher ist dieses Protokoll geeignet, um zu untersuchen, woher synaptische Proteine abgeleitet werden (Zellkörper oder Axon), und wie sich synaptische Proteine organisiert ansammeln.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wir entwickelten eine neuartige Methode zur Untersuchung der Präsynapse-Bildung, die mit LRRTM2-Perlen mit Neuronenballkultur stimuliert wurde. Derzeit umfasst der größte Teil des Präsynapse-Formations-Assays Poly-D-Lysin (PDL)-beschichtete Perlen und dissoziierte Kultur/Mikrofluidische Kammer20,21,22. Einer der Vorteile dieser Methode ist LRRTM2-Perlen. Während LRRTM2 interagiert mit Neurexin, um exzitatorische Präsynapse…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wird teilweise von JSPS Grant-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (C) (Nr. 22500336, 25430068, 16K07061) (Y. Sasaki) unterstützt. Wir danken Dr. Terukazu Nogi und Frau Makiko Neyazaki (Yokohama City University) für die freundliche Bereitstellung von biotinyliertem LRRTM2-Protein. Wir danken auch Honami Uechi und Rie Ishii für die technische Unterstützung.
Materials
| Antibody diluent | DAKO | S2022 | |
| Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Mouse IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 715-585-151 | |
| Alexa Fluor 488 AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 711-545-152 | |
| mouse anti-Munc18-1 | BD Biosciences | 610336 | |
| B-27 Supplement (50X), serum free | Thermo Fisher Scientific | 17504044 | |
| Bovine Serum Alubumin (BSA) | Nacalai Tesque | 01863-48 | |
| Cell-Culture Treated Multidishes (4 well dish) | Nunc | 176740 | |
| Complete EDTA-free | Roche | 11873580001 | |
| cooled CCD camera | Andor Technology | iXON3 | |
| Coverslip | Matsunami | C015001 | Size: 15 mm, Thickness: 0.13-0.17 mm |
| Cytosine β-D-arabinofuranoside (AraC) | Sigma-Aldrich | C1768 | |
| 4',6-Diamidino-2-phenylindole Dihydrochloride (DAPI) | Nacalai Tesque | 11034-56 | |
| Deoxyribonuclease 1 (DNase I) | Wako pure chemicals | 047-26771 | |
| Expi293 Expression System | Thermo Fisher Scientific | A14635 | |
| Horse serum | Sigma-Aldrich | H1270 | |
| image acquisition software | Nikon | NIS-element AR | |
| Image analysis software | NIH | Image J | https://imagej.nih.gov/ij/ |
| Inverted fluorecent microscope | Nikon | Eclipse Ti-E | |
| GlutaMAX | Thermo Fisher Scientific | 35050061 | |
| Neurobasal media | Thermo Fisher Scientific | #21103-049 | |
| Normal Goat Serum (NGS) | Thermo Fisher Scientific | #143-06561 | |
| N-propyl gallate | Nacalai Tesque | 29303-92 | |
| Paraformaldehyde (PFA) | Nacalai Tesque | 26126-25 | |
Paraplast Plus |
Sigma-Aldrich | P3558 | |
| Poly-L-lysine Hydrobromide (MW > 300,000) | Nacalai Tesque | 28359-54 | |
| poly (vinyl alcohol) | Sigma | P8136 | |
| Prepacked Disposable PD-10 Columns | GE healthcare | 17085101 | |
| rabbit anti-vesicular glutamate transporter 1 | Synaptic Systems | 135-302 | |
| SCAT 20X-N (neutral non-phosphorous detergent) | Nacalai Tesque | 41506-04 | |
| Streptavidin-coated magnetic particles | Spherotech Inc | SVM-40-10 | diameter: 4-5 µm |
| TritonX-100 | Nacalai Tesque | 35501-15 | |
| Trypsin | Nacalai Tesque | 18172-94 |
References
- Waites, C. L., Craig, A. M., Garner, C. C. Mechanisms of Vertebrate Synaptogenesis. Annual Review of Neuroscience. 28 (1), 251-274 (2005).
- Ziv, N. E., Garner, C. C. Cellular and molecular mechanisms of presynaptic assembly. Nature Reviews Neuroscience. 5 (5), 385-399 (2004).
- Chia, P. H., Li, P., Shen, K. Cellular and molecular mechanisms underlying presynapse formation. Journal of Cell Biology. 203 (1), 11-22 (2013).
- Südhof, T. C. Neuroligins and neurexins link synaptic function to cognitive disease. Nature. 455 (7215), 903-911 (2008).
- Saitsu, H., et al. CASK aberrations in male patients with Ohtahara syndrome and cerebellar hypoplasia. Epilepsia. 53 (8), 1441-1449 (2012).
- Friedman, H. V., Bresler, T., Garner, C. C., Ziv, N. E. Assembly of New Individual Excitatory Synapses. Neuron. 27 (1), 57-69 (2000).
- Bresler, T., et al. Postsynaptic density assembly is fundamentally different from presynaptic active zone assembly. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 24 (6), 1507-1520 (2004).
- Parvin, S., Takeda, R., Sugiura, Y., Neyazaki, M., Nogi, T., Sasaki, Y. Fragile X mental retardation protein regulates accumulation of the active zone protein Munc18-1 in presynapses via local translation in axons during synaptogenesis. Neuroscience Research. , (2018).
- Sasaki, Y., et al. Phosphorylation of Zipcode Binding Protein 1 Is Required for Brain-Derived Neurotrophic Factor Signaling of Local β-Actin Synthesis and Growth Cone Turning. Journal of Neuroscience. 30 (28), 9349-9358 (2010).
- Sasaki, Y., Gross, C., Xing, L., Goshima, Y., Bassell, G. J. Identification of axon-enriched microRNAs localized to growth cones of cortical neurons. Developmental neurobiology. 74 (3), 397-406 (2014).
- Linhoff, M. W., et al. An Unbiased Expression Screen for Synaptogenic Proteins Identifies the LRRTM Protein Family as Synaptic Organizers. Neuron. 61 (5), 734-749 (2009).
- de Wit, J., et al. LRRTM2 Interacts with Neurexin1 and Regulates Excitatory Synapse Formation. Neuron. 64 (6), 799-806 (2009).
- Ko, J., Fuccillo, M. V., Malenka, R. C., Südhof, T. C. LRRTM2 Functions as a Neurexin Ligand in Promoting Excitatory Synapse Formation. Neuron. 64 (6), 791-798 (2009).
- Kaech, S., Banker, G. Culturing hippocampal neurons. Nature protocols. 1 (5), 2406-2415 (2006).
- Hirai, H., et al. Structural basis for ligand capture and release by the endocytic receptor ApoER2. EMBO reports. , (2017).
- Yasui, N., et al. Functional Importance of Covalent Homodimer of Reelin Protein Linked via Its Central Region. Journal of Biological Chemistry. 286 (40), 35247-35256 (2011).
- Bassell, G. J., Warren, S. T. Fragile X Syndrome: Loss of Local mRNA Regulation Alters Synaptic Development and Function. Neuron. 60 (2), 201-214 (2008).
- Darnell, J. C., Klann, E. The translation of translational control by FMRP: therapeutic targets for FXS. Nat Neurosci. 16 (11), 1530-1536 (2013).
- Richter, J. D., Bassell, G. J., Klann, E. Dysregulation and restoration of translational homeostasis in fragile X syndrome. Nature Reviews Neuroscience. 16 (10), 595-605 (2015).
- Lucido, A. L., et al. Rapid Assembly of Functional Presynaptic Boutons Triggered by Adhesive Contacts. Journal of Neuroscience. 29 (40), 12449-12466 (2009).
- Taylor, A. M., Wu, J., Tai, H. C., Schuman, E. M. Axonal Translation of β-Catenin Regulates Synaptic Vesicle Dynamics. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5584-5589 (2013).
- Batista, A. F. R., Martínez, J. C., Hengst, U. Intra-axonal Synthesis of SNAP25 Is Required for the Formation of Presynaptic Terminals. Cell reports. 20 (13), 3085-3098 (2017).
