Uso della microscopia a forza atomica per misurare le proprietà meccaniche e la pressione del turgor delle cellule vegetali e dei tessuti vegetali
Summary
Qui, presentiamo la microscopia a forza atomica (AFM), operata come strumento di nano- e micro-rientranza su cellule e tessuti. Lo strumento consente l’acquisizione simultanea della topografia della superficie 3D del campione e delle sue proprietà meccaniche, tra cui il modulo della parete cellulare Young e la pressione del turgor.
Abstract
Qui presentiamo l’uso della microscopia a forza atomica per far rientrare i tessuti delle piante e recuperare le sue proprietà meccaniche. Utilizzando due diversi microscopi in modalità di rientro, mostriamo come misurare un modulo elastico e usarlo per valutare le proprietà meccaniche della parete cellulare. Inoltre, spieghiamo anche come valutare la pressione del turgor. I principali vantaggi della microscopia a forza atomica sono che è non invasiva, relativamente rapida (5-20 min), e che praticamente qualsiasi tipo di tessuto vegetale vivente superficialmente piatto può essere analizzato senza la necessità di trattamento. La risoluzione può essere molto buona, a seconda della dimensione della punta e del numero di misure per unità di area. Una limitazione di questo metodo è che dà solo accesso diretto allo strato di cellule superficiali.
Introduction
La microscopia a forza atomica (AFM) appartiene alla famiglia di microscopia a sonda a scansione (SPM), dove una punta con un raggio di solito di pochi nanometri scansiona la superficie di un campione. Il rilevamento di una superficie non si ottiene tramite metodi ottici o basati su elettroni, ma tramite le forze di interazione tra la punta e la superficie del campione. Pertanto, questa tecnica non si limita alla caratterizzazione topografica di una superficie campione (risoluzione 3D che può scendere a pochi nanometri), ma consente anche la misurazione di qualsiasi tipo di forza di interazione come l’elettrostatica, van der Waals o forze di contatto. Inoltre, la punta può essere utilizzata per applicare le forze sulla superficie di un campione biologico e misurare la deformazione risultante, la cosiddetta “indentazione”, al fine di determinarne le proprietà meccaniche (ad esempio, il modulo di Young, le proprietà viscoelastice).
Le proprietà meccaniche delle pareti cellulari delle piante sono essenziali per essere prese in considerazione quando si cerca di comprendere i meccanismi alla base dei processi di sviluppo1,2,3. Infatti, queste proprietà sono strettamente controllate durante lo sviluppo, in particolare poiché l’ammorbidimento della parete cellulare è necessario per consentire alle cellule di crescere. AFM può essere utilizzato per misurare queste proprietà e studiare il modo in cui cambiano tra organi, tessuti o stadi di sviluppo.
In questo articolo, descriviamo come usiamo AFM per misurare sia le proprietà meccaniche della parete cellulare che la pressione del turgor. Queste due applicazioni sono dimostrate su due diversi microscopi AFM e sono descritte qui dopo.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’emergere di forme nelle piante è determinato principalmente dal tasso coordinato e dalla direzione della crescita nel tempo e nello spazio. Le cellule vegetali sono racchiuse in una parete cellulare rigida fatta di una matrice polisaccartide, che le incolla insieme. Di conseguenza, l’espansione cellulare è controllata dall’equilibrio tra la pressione del turgor che tira sulla parete cellulare e la rigidità della parete cellulare che resiste a questa pressione. Al fine di comprendere i meccanismi alla base dello svil…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ringraziamo il team PLATIM per il supporto tecnico, arezki Boudaoud e i membri del team Biophysic presso il laboratorio RDP per le discussioni utili.
Materials
| Growth medium | |||
| 1000x vimatin stock solution | used to make ACM, composition see Stanislas et al., 2017. Add to ACM after autoclaving, before pouring. | ||
| 1-N-Naphthylphthalamic acid (NPA) | Sigma-Aldrich/Merck | 132-66-1 | add to Arabidopsis medium, 10 μM. Add after autoclaving, before pouring. |
| agar-agar | Sigma-Aldrich/Merck | 9002-18-0 | add to Arabidopsis medium, 1% w/v. |
| agarose | Merck Millipore | 9012-36-6 | used to make solid ACM, 0.8% w/v. |
| Arabidopsis medium | Duchefa Biochimie | DU0742.0025 | For in vitro arabidopsis culture, 11.82g/L. |
| Calcium nitrate tetrahydrate | Sigma-Aldrich/Merck | 13477-34-4 | add to Arabidopsis medium, 2mM. |
| MURASHIGE & SKOOG MEDIUM | Duchefa Biochimie | M0221.0025 | Basal salt mixture, used to make ACM, 2.2g/L. |
| N6-benzyladenine (BAP) | Sigma-Aldrich/Merck | 1214-39-7 | used to make ACM, 555 nM. Add to ACM after autoclaving, before pouring. |
| oryzalin | Sigma-Aldrich/Merck | 19044-88-3 | for oryzalin treatement, 10 μg/mL. |
| plant preservation mixture (PPM) | Plant Cell Technology | used to make ACM, 0.1% v/v. Add to ACM after autoclaving, before pouring. | |
| Potassium hydroxide | Duchefa Biochimie | 1310-58-3 | used to make Arabidopsis medium and ACM, both pH 5.8. |
| sucrose | Duchefa Biochimie | 57-50-1 | used to make ACM, 1% w/v. |
| Tools for AFM | |||
| BioScope Catalyst BioAFM | Bruker | The AFM used for turgor pressure measurement in this protocol. | |
| Nanowizard III + CellHesion | JPK (Bruker) | The AFM used for measuring mechanical properties. | |
| Patafix | UHU | D1620 | |
| Reference elasitic structure | NanoIdea | 2Z00026 | |
| Reprorubber-Thin Pour | Flexbar | 16135 | biocompatible glue. |
| Spherical AFM tips | Nanoandmore | SD-SPHERE-NCH-S-10 | Tips used for measuring mechanical properties. |
References
- Du, F., Guan, C., Jiao, Y. Molecular mechanisms of leaf morphogenesis. Molecular Plant. 11, 1117-1134 (2018).
- Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6, 850-861 (2005).
- Dumais, J. Can mechanics control pattern formation in plants?. Current Opinion in Plant Biology. 10, 58-62 (2007).
- Smyth, D. R., Bowman, J. L., Meyerowitz, E. M. Early flower development in Arabidopsis. The Plant Cell. 2, 755-767 (1990).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant Physiology. 158 (4), 1514-1522 (2012).
- Corson, F., et al. Turning a plant tissue into a living cell froth through isotropic growth. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 8453-8458 (2009).
- Hervieux, N., et al. A mechanical feedback restricts sepal growth and shape in Arabidopsis. Current Biology. 26, 1019-1028 (2016).
- Stanislas, T., Hamant, O., Traas, J., Lecuit, T. Chapter 11 – In-vivo analysis of morphogenesis in plants. Methods in Cell. 139, 203-223 (2017).
- Beauzamy, L., Derr, J., Boudaoud, A. Quantifying hydrostatic pressure in plant cells using indentation with an atomic force microscope. Biophysical Journal. 108 (10), 2448-2456 (2015).
- Costa, K. D., Sim, A. J., Yin, F. C. P. Non-Hertzian Approach to Analyzing Mechanical Properties of Endothelial Cells Probed by Atomic Force Microscopy. Journal of Biomechanical Engineering. 128 (2), 176-184 (2006).
- Beauzamy, L., Louveaux, M., Hamant, O., Boudaoud, A. Mechanically, the shoot apical meristem of Arabidopsis behaves like a shell inflated by a pressure of about 1MPa. Frontiers in Plant science. 6 (1038), 1-10 (2015).
- Majda, M., et al. Mechanochemical polarization of contiguous cell walls shapes plant pavement cells. Developmental Cell. 43 (3), 290-304 (2017).
- Torode, T. A., et al. Branched pectic galactan in phloem-sieve-element cell walls: implications for cell mechanics. Plant Physiology. 176, 1547-1558 (2018).
- Farahi, R. H., et al. Plasticity, elasticity, and adhesion energy of plant cell walls: nanometrology of lignin loss using atomic force microscopy. Scientific Reports. 7, 152 (2017).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current Biology. 21, 1720-1726 (2011).
- Cosgrove, D. J. Diffuse growth of plant cell walls. Plant Physiology. 176, 16-27 (2018).
- Sader, J. E., Larson, I., Mulvaney, P., White, L. R. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers. Review of Scientific Instruments. 66 (7), 3789-3798 (1995).
- Sader, J. E., Chon, J. W. M., Mulvaney, P. Calibration of rectangular atomic force microscope cantilevers. Review of Scientific Instruments. 70 (10), 3967-3969 (1999).
- Sikora, A. Quantitative Normal Force Measurements by Means of Atomic Force Microscopy Towards the Accurate and Easy Spring Constant Determination. Nanoscience and Nanometrology. 2 (1), 8-29 (2016).
- Schillers, H., et al. Standardized Nanomechanical Atomic Force Microscopy Procedure (SNAP) for Measuring Soft and Biological Samples. Scientific Reports. 7 (1), (2017).
