Nous présentons ici un protocole se rapportant à la culture humaine enteroid ou monocouches de colonoid qui ont la fonction de barrière intact pour étudier les interactions épithéliales-microbiote hôte aux niveaux cellulaire et biochimique.
3 dimensions (3D) enteroid ou colonoid les cultures humaines dérivées de cellules souches base de crypte sont actuellement le modèle plus avancé ex vivo de l’épithélium intestinal. En raison de leurs structures fermées et prise en charge de la matrice extracellulaire importante, cultures 3D ne sont pas idéales pour les études de l’hôte-pathogène. Enteroids ou colonoids peut être cultivé comme monocouches épithéliales sur des membranes de culture de tissu perméable pour permettre la manipulation des deux Luminale et surfaces cellulaires basolatérale et fluides qui l’accompagne. Cette accessibilité accrue de surface Luminale facilite la modélisation des interactions épithéliales bactérie-hôte telles que la capacité de dégrader de mucus d’entérohémorragique Escherichia coli (EHEC) sur l’épithélium colique. Une méthode pour la fragmentation de la culture 3D, monocouche ensemencement et transépithélial des mesures de résistance électrique (TER) pour surveiller la progression vers la confluence et la différenciation sont décrites. Différenciation de monocouche Colonoid rendements mucus sécrété qui peuvent être étudiés par les techniques d’immunofluorescence ou immunoblotting. Plus généralement, monocouches enteroid ou colonoid permettent une plate-forme physiologiquement pertinents évaluer les populations de cellules spécifiques peuvent être ciblées par des micro-organismes pathogènes ou commensales.
Colonoids, enteroids et organoïdes intestinale ont conduit à nombreuses avancées dans la compréhension du comportement de cellules souches, développement intestinal, fonction de barrière/transport et différenciation cellulaire. 1 culture 3D limite toutefois l’étude de l’interaction hôte épithéliales-pathogène car la lumière n’est pas directement accessible aux bactéries ou de facteurs de virulence, à moins que les structures fermées sont soumis à la microinjection. 2 , 3 en outre, sécrétée des matériaux tels que de petites molécules, les protéines, ou mucus ne peut pas être facilement prélevé culture 3D pour l’analyse en aval. L’impact des agents pathogènes sur la barrière épithéliale fonction4 et ion transport5 a été évaluée dans la culture 3D à l’aide de colorants fluorescents et microscopie time-lapse, mais monocouches cultivées sur des supports de culture de tissus perméables peuvent faire l’objet techniques complémentaires telles que TER mesure et enregistrement de Ussing chambre/voltage clamp. 6 , 7
Nombreuses publications ont décrit les protocoles de culture 2D ou monocouche d’enteroids/colonoids. Les matériaux trouvés pour promouvoir la fixation des cellules épithéliales comprennent hydrogels de collagène, gélatine de 0,1 %8,9 ,10 murine couche mince membrane de sous-sol dérivé de sarcome matrix (BMM),11,12, 13 et collagène humain IV. 6 , 7 , 14 , 15 , 16 , 17 ensemencement des approches incluent la fragmentation mécanique en pipettant également,6,14,15 ou dissociation des facteurs d’adhésion cellulaire à l’aide de la trypsine,10,11 a,13 ou EDTA. 9 quelques protocoles utilisent ustensiles en plastique non poreux tissue culture par semis, mais cela limite l’accès basolatérale, donc la plupart des applications dépendant des inserts de culture de tissu perméable. Documentation de formation de monocouches confluentes stable et d’entretien varie considérablement entre les publications. En outre, la croissance et la différenciation des compositions de médias pour les cultures humaines diffèrent entre les divers groupes et continuent d’évoluer à mesure que davantage de chercheurs adopte et adapter la méthodologie en fonction de leur application et les ressources disponibles.
Pour pallier les lacunes de la 3D culture épithéliale intestinale dans les études sur les interactions hôte-pathogène, nous présentons un protocole modifié pour conversion en 3D enteroids humaine ou colonoids une monocouche. Après la réalisation de confluence à l’état immature ressemblant à des cryptes, retrait des facteurs de croissance WNT3A, RSPO1 et inhibiteurs de la A-83-01 et SB 202190 mène à différenciation représentante des petites villosités intestinales ou épithélium colique superficiel. Nous décrivons la matrice idéale, collagène humain de type IV, pour enrober les inserts et obtenir des fragments d’enteroid ou colonoid uniformes pour l’électrodéposition. Nous démontrons que ce protocole produit une monocouche confluente avec une haute Colonoid ter monocouches sécrètent une couche de mucus épais d’apicale, permettant des études ex vivo de l’interaction pathogène-glaire par immunotransfert ou immunostaining. Une procédure de fixation modifiés afin de préserver la couche de la muqueuse colique pour immunostaining est également décrite. Cette méthode vise à fournir un modèle tractable pour étudier les interactions hôte-pathogène intestinal plus tôt après l’infection.
Les paramètres critiques pour une formation réussie d’enteroid/colonoid monocouches comprennent 1) sain, prolifèrent 3D cultures comme des matériaux ; 2) revêtement de la surface d’insert de culture cellulaire avec collagène humain IV avant l’ensemencement de monocouche ; 3) fragmentation de 3D cultures soit mécaniquement, soit par voie enzymatique, mais pas au niveau de la cellule unique.
Lors de l’isolation de 3D enteroids/colonoids, la vitesse d’agitation optimale peut varier selon le diamètre de rotation d’un modèle donné de shaker. Le but est non seulement agiter la plaque pour un mixage efficace, mais pour également éviter les éclaboussures de la suspension cellulaire sur la plaque de couverture ou dans des puits adjacents. Périodes d’incubation de 30 min < peuvent donner BMM résiduelle s’accrochant aux cellules, qui peuvent entraver la pièce jointe et formation de monocouches de cellules uniformes lorsque plaqué sur les insertions. Une incubation (≥ 1 h) produira la viabilité cellulaire une baisse significative.
L’étendue de la trituration pour dissocier 3D enteroids/colonoids peut varier avec dextérité rigidité et utilisateur de piston. Examen périodique du contenu bien sur un microscope optique à contraste de phase est recommandée pour déterminer l’uniformité de fragment au cours de la trituration, dans le but d’environ 30 cellules par fragment. Au lieu de, ou en plus de la trituration, la suspension peut être digérée brièvement avec la trypsine pour obtenir de plus petits fragments d’uniformes. Digest de la trypsine peut être souhaitable si monocouches contiennent une proportion importante des structures en 3D parmi une couche épithéliale sinon unique. Cependant, dissociation de cellules individuelles n’est pas souhaitable car cela diminue de manière significative la viabilité cellulaire. Un puits d’enteroids/colonoids, cultivées dans une gouttelette BMM 35 μL sera généralement suffisant pour remplir les insertions de 2-3, mais ce facteur peut varier selon le nombre et la taille moyenne de l’enteroids/colonoids.
Colonoid monocouches peuvent absorber un volume important du milieu apical car ils se différencient. Ceci peut être contourné en appliquant DM supplémentaire à la chambre supérieure insert (150-200 μL), bien que le séchage partiel de la chambre haute ne semble pas nuire à la viabilité de monocouche ou fonction lors d’essais en aval. Après environ 4-5 jours de la différenciation, monocouches colonoid développent des mucus extracellulaire qui peut apparaître comme un matériel épais/gélatineux à la surface cellulaire après aspiration minutieuse de DM.
Pour l’interaction de EHEC avec la couche muqueuse extérieure, nous utilisons régulièrement la période d’incubation et de titre bactérienne, spécifiée dans le protocole. Cependant, des souches bactériennes uniques doivent initialement être dosés à plusieurs des concentrations et des périodes d’incubation pour déterminer les paramètres appropriés pour l’effet désiré.
Durant la fixation de mucus, aspirer le milieu apical supprimera probablement la plus grande partie de la couche de mucus seules extracellulaire. Par conséquent, il est important de verser délicatement sur le milieu. Si le milieu est conservé dans le foyer de tension superficielle, utilisez le coin d’un mouchoir en papier plié de laboratoire pour casser la tension superficielle et évacue la plupart du milieu. Après fixation et coloration, la couche muqueuse peut être délogée involontairement ou aplatie en une lamelle de montage sur le filtre de l’insert. Pour conserver la hauteur de mucus, placer le filtre sur une baisse des supports de montage et placer soigneusement la lamelle sur le filtre. Ne touchez ni appuyer sur la lamelle comme cela peut considérablement aplatir la couche muqueuse.
Pour former une monocouche polarisée de cellules en culture 3D, il est nécessaire de reproduire l’interaction entre les intégrines membrane basolatérale des cellules épithéliales intestinales et les protéines de la matrice extracellulaire (ECM). Laminine, collagène IV, fibronectine et un tableau des protéoglycanes constituent l’ECM épithéliale intestinale. 21 , 22 nous avons comparé humaine culture cellulaire laminine, fibronectine, collagène IV et dérivés murin BMM comme revêtements de l’insert. Seulement le collagène IV pris en charge la formation de stable, à long terme (jusqu’à 4 semaines) monocouches confluentes d’enteroid/colonoid (Figures 1-2). Petites parcelles de croissance de type monocouche ont été obtenues sur chacun des autres matrices testées, mais ces régions n’a pas pu progresser jusqu’à la confluence. Utilisation de collagène humain IV comme le substitut de l’ECM a un certain nombre d’avantages. BMM dérivé de Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) cellules de sarcome murin ne sont pas d’origine humaine, alors que le collagène humain IV est disponible dans le commerce et en général plus rentable. En outre, le BMM est un mélange complexe de protéines avec une variabilité inhérente et peut-être contenir des facteurs de croissance sécrétés par les sarcomes qui influent sur l’expression des gènes. 23
Interactions entre les cellules épithéliales intestinales et l’ECM sous-jacent en restitution épithéliale intestinale est encore incomplètement compris. L’importance du collagène IV, mais pas de laminine, comme un ligand d’adhérence pour les colonocytes humains24 et exhausteur de cryptes intestinales cellules épithéliales restitution25 a suggéré à l’aide d’anticorps dirigés contre le collagène IV qui empêchait la pièce jointe . Épithéliales exprimés β1-intégrine semble être importante pour l’interaction de l’ECM, comme un anticorps spécifique pour β1-intégrine bloqué significativement adhérence des colonocytes taper le collagène IV. 24 alors que le collagène IV fournit un ECM fiable pour enteroid/colonoid monocouche, formation sur plaquettes, épithéliales remodelage de l’ECM au fil du temps n’a pas encore été évaluée dans ce modèle, ni a l’influence des mélanges de ECM plus complexes et définis de le collagène IV, laminine et la fibronectine.
Enteroids/colonoids humaines au format monocouche (Figures 1-4) permettent des manipulations et d’échantillonnage qui seraient difficiles à appliquer ou impossibles à réaliser en utilisant des cultures incorporés matrice 3D. 3D enteroids/colonoids varient en taille, la complexité structurelle et volume luminal, et donc microinjection de microbes ou de petites molécules sont difficiles à quantifier avec précision. En outre, par contraste avec les monocouches (tableau 1), cultures 3D empêchent l’accès direct à des surfaces luminales et basolatérale pour mesurer les ions, nutriments, cytokines ou des facteurs sécrétés associés aux processus physiologiques ou physiopathologiques . Confluence (Figures 1-2) est l’une des propriétés principales de la monocouche enteroid/colonoid nécessaire pour établir non seulement les gradients physiologiques des éléments nutritifs, les ions et autres macromolécules,16 , mais également de créer la barrière adéquate entre microbiote Luminale et stériles mésenchymateuses/immunitaire cellulaire peuplées séreux environnements. Ces facettes sont importants à considérer pour les études futures qui incorporent les monocouches d’enteroid/colonoid avec des types de cellules mésenchymateuses, immunitaires ou neuronale pour construire des modèles physiologiques plus complexes.
Des limites indiqués du modèle d’insert de culture cellulaire décrit ici comprennent manque de forces physiques telles que la contrainte de cisaillement fluide et stretch/compression mécanique (péristaltisme) et l’absence d’un environnement anaérobie apical, normalement connu par intestinale épithéliums in vivo. Ces éléments sont susceptibles de s’attaquer à plus sophistiqué microphysiological plates-formes,26 , mais ils exigent également des frais supplémentaires, l’équipement et expertise pour mettre en œuvre. 3D et monocouche cultures sont également sans interactions avec ou de contributions versées par le microbiome intestinal, les populations de cellules stromales et le système immunitaire à moins que ces composants sont ajoutés volontairement.
Les applications futures de la monocouche enteroid/colonoid sur les inserts de culture cellulaire IV-enduit de collagène peuvent inclure d’autres études d’interaction microbienne pathogène ou commensale, absorption de drogues ou des éléments nutritifs, toxicité, métabolisme, fonction de barrière et fonctionnel amélioration catalysée par co-culture avec des types de cellules intestinales supplémentaires. Évaluations peuvent être faites non seulement au sein de l’épithélium de donneurs sains, mais aussi de personnes ayant des mutations génétiques ou des troubles intestinaux, pourvu que les phénotypes in vivo sont établis à conserver en ex vivo enteroid/colonoid culture.
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu par les NIH subventions P01 AI125181, K01 DK106323 (JGI) et K01 DK113043 (JFA). Nous remercions James Kaper (Université du Maryland, Baltimore, MD, é.-u.) pour la fourniture d’e. coli de souche HS et EHEC. Nous remercions également la physiologie intégrée et les noyaux d’imagerie de l’Hopkins Conte Digestive maladie Basic et centre de base de recherche translationnelle (P30 DK089502) et la Johns Hopkins spectrométrie de masse et protéomique Core.
2-Amino-2-(hydroxymethyl)-1,3-propanediol | Sigma | T4661 | Tris base, Component of lysis buffer |
A-83-01 | Tocris | 2939 | ALK4/5/7 inhibitor |
Acetic acid, glacial | Fisher Scientific | A38 | |
Advanced DMEM/F12 | Life Technologies | 12634-010 | Component of growth medium |
Alexa Fluor 488 phalloidin | Life Technologies | A12379 | Fluorescent probe for F-actin |
Antibiotic/antimycotic cocktail | Invivogen | ant-pm-2 | Primocin (100x) |
B27, 50x | Life Technologies | 17504-044 | Component of growth medium |
Cell culture inserts | Corning | 3470 | Transwell, PET membrane, 0.4 μm pore, 24-well plate |
CHIR 99021 | Tocris | 4423 | GSK3β inhibitor |
Click-iT Plus EdU Alexa Fluor 594 Imaging Kit | Life Technologies | C10639 | |
Collagen IV, from human placenta | Sigma | C5533 | |
Cultrex Organoid Harvesting Solution | Trevigen | 3700-100-01 | Depolymerizes basement membrane matrix |
Enterohemorrhagic Escherichia coli (EHEC) | Kaper lab, University of Maryland | ||
Epithelial voltohmmeter | World Precision Instruments | EVOM2 | |
Epithelial voltohmmeter electrode | World Precision Instruments | STX3 | |
Escherichia coli strain HS | Kaper lab, University of Maryland | ||
Ethanol, absolute | Pharmco | 111000200 | |
FluorSave mounting medium | Millipore | 345789 | For mounting insert membrane on microscope slide |
GlutaMAX | Life Technologies | 35050-061 | L-alanyl-L-glutamine dipeptide, 200 mM |
HEK293T/Noggin-Fc cell line | van den Brink lab, Tytgat Institute for Liver and Intestinal Research | For production of Noggin conditioned medium | |
HEK293T/RSPO1-Fc-HA cell line | Trevigen | 3710-001-K | For production of Rspondin-1 conditioned medium |
HEPES, 1 M | Life Technologies | 15630-080 | Component of growth medium |
Heraeus Multifuge X1R Centrifuge | Thermo Fisher Scientific | 75004250 | |
Hoechst 33342 | Life Technologies | H3570 | Fluorescent nuclear dye |
Human epidermal growth factor (EGF) | R&D Systems | 236-EG-01M | Component of growth medium |
IGEPAL CA-630 | Sigma | I8896 | Component of lysis buffer |
Inverted cell culture light microscope | Olympus | CKX51 | |
LB broth | EMD Millipore | 1.10285.0500 | |
L-WNT3A cell line | ATCC | CRL-2647 | For production of Wnt3a conditioned medium |
Matrigel, growth factor reduced | Corning | 356231 | Basement membrane matrix for 3D culture |
Mini cell scraper | United BioSystems | MCS-200 | |
MUC2 antibody, mouse monoclonal | Abcam | ab11197 | Use at 1:100 for immunostaining, 1:500 for immunoblotting |
MUC2 shRNA lentiviral particles | GE Dharmacon | RHS4531 | GIPZ lentiviral shRNA, ID: 4583 |
Orbital shaker | Grant Instruments | PSU-10i | |
Penicillin-streptomycin, 100x | Life Technologies | 15140-122 | Component of growth medium |
Phosphate buffered saline | Corning | 21-031 | |
Probe sonicator with microtip | Branson Ultrasonics | 450 | |
Protease inhibitor cocktail for mammalian cells | Sigma | P8340 | Component of lysis buffer |
SB 202190 | Tocris | 1264 | p38 MAPK inhibitor |
Sodium chloride | Sigma | S3014 | Component of lysis buffer |
Sodium dexoycholate | Sigma | D6750 | Component of lysis buffer |
Sodium dodecyl sulfate | Sigma | L3771 | Component of lysis buffer |
TrypLE Express, 1x | Life Technologies | 12605-010 | Trypsin, for digesting enteroid/colonoid fragments |
Vinculin antibody, rabbit monoclonal | Abcam | ab129002 | Use at 1:1000 for immunoblotting |
Water, tissue culture grade, sterile filtered | Corning | 25-055 | |
Y-27632 | Tocris | 1254 | RhoA/ROCK inhibitor |