Single-Fiber opname is een effectieve elektrofysiologische techniek die toepasbaar is op de centrale en perifere zenuwstelsels. Samen met de voorbereiding van intact DRG met de bijgevoegde sciatische zenuw, het mechanisme van geleiding falen wordt onderzocht. Beide protocollen verbeteren het begrip van de relatie van het perifere zenuwstelsel met pijn.
Single-Fiber opname is de laatste decennia een klassieke en effectieve elektrofysiologische techniek geweest vanwege de specifieke toepassing voor zenuwvezels in de centrale en perifere zenuwstelsels. Deze methode is met name van toepassing op dorsale wortel ganglia (DRG), die primaire sensorische neuronen zijn die een pseudo-unipolaire structuur van zenuw processen vertonen. De patronen en kenmerken van de actie potentialen doorgegeven langs axonen zijn beschrijfbare in deze neuronen. De huidige studie gebruikt in vivo single-Fiber opnames om de geleiding falen van de sciatische zenuwen in volledige Freund van adjuvans (CFA) behandelde ratten te observeren. Omdat het onderliggende mechanisme niet kan worden bestudeerd met behulp van in vivo single-Fiber opnames, worden Patch-clamp-opnames van DRG neuronen uitgevoerd op preparaten van intact DRG met de bijgevoegde sciatische zenuw. Deze opnames onthullen een positieve correlatie tussen geleidings falen en de stijgende helling van de nahyperpolarisatie potentiaal (AHP) van DRG-neuronen bij met CFA behandelde dieren. Het protocol voor in vivo enkelvoudige glasvezel opnames maakt de classificatie van zenuwvezels mogelijk via de meting van de geleidings snelheid en het monitoren van abnormale omstandigheden in zenuwvezels bij bepaalde ziekten. Intact DRG met bijgevoegde perifere zenuw maakt observatie van de activiteit van DRG neuronen in de meeste fysiologische omstandigheden. Overtuigend, single-Fiber opname gecombineerd met elektrofysiologische opname van intacte Drg’s is een effectieve methode om de rol van geleidings falen tijdens het analgetische proces te onderzoeken.
De normale overdracht van informatie langs zenuwvezels garandeert de normale werking van het zenuwstelsel. Abnormale werking van het zenuwstelsel wordt ook weerspiegeld in de elektrische signaaloverdracht van zenuwvezels. Zo kan de mate van demyelinisatie bij centrale demyelineaflaesies worden geclassificeerd via vergelijking van veranderingen in zenuw geleidings snelheid voor en na interventie toepassing1. Het is moeilijk om intracellulair record zenuwvezels, behalve in speciale preparaten zoals de inktvis reus axon2. Daarom is elektrofysiologische activiteit alleen beschrijfbare via de extracellulaire opname van enkelvoudige vezels. Als een van de klassieke elektrofysiologische methoden, heeft single-Fiber opname een langere geschiedenis dan andere technieken. Echter, minder elektrofysiologen grijpen deze methode ondanks de uitgebreide toepassing. Daarom is een gedetailleerde introductie van het standaardprotocol voor de opname van één vezel nodig voor de juiste toepassing.
Hoewel verschillende Patch-clamp technieken moderne elektrofysiologische studie hebben gedomineerd, speelt single-Fiber opname nog steeds een onvervangbaar rol bij het opnemen van de activiteiten van zenuwvezels, vooral vezels die perifeer gevoel overbrengen met hun sensorische cel lichaam gelegen in dorsale wortel ganglion (DRG). Het voordeel van het gebruik van single-Fiber opname hier is dat in vivo Fiber Recording een lange observatietijd biedt met de capaciteit om reacties op natuurlijke stimuli op te nemen in preklinische modellen zonder verstoring van de intracellulaire omgeving3 , 4.
Een toenemend aantal studies in de afgelopen twee decennia heeft onderzocht complexe functies langs zenuwvezels5, en geleiding falen, die wordt gedefinieerd als een staat van mislukte zenuw impuls transmissie langs de axon, was aanwezig in veel verschillende perifere zenuwen6,7. De aanwezigheid van geleidings falen in ons onderzoek diende als een intrinsiek Zelfremmend mechanisme voor de modulatie van aanhoudende Nociceptieve input langs C-vezels8. Dit geleidings falen was significant verzwakt onder de voorwaarden van hyperalgesia4,9. Daarom, gericht op de factoren die betrokken zijn bij conductie falen kan een nieuwe behandeling voor neuropathische pijn vertegenwoordigen. Om het geleidings falen te observeren, moet het afvuren patroon worden geregistreerd en geanalyseerd op basis van opeenvolgend geloosde spikes op basis van single-Fiber opname.
Om het mechanisme van geleidings falen grondig te begrijpen, is het noodzakelijk om de transmissie eigenschappen van de axon te identificeren, of preciezer, de membraan eigenschappen van DRG-neuronen, gebaseerd op hun pseudo-unipolaire anatomische eigenschappen. Veel eerdere studies op dit gebied zijn uitgevoerd op gezien DRG neuronen10,11, die mogelijk niet haalbaar voor het onderzoek van de geleiding falen als gevolg van twee obstakels. Eerste, verschillende mechanische en chemische methoden worden gebruikt in het dissociatie proces te vrije DRG neuronen, die kan resulteren in ongezonde cellen of verander het fenotype/eigenschappen van de neuronen en Verwar de bevindingen. Ten tweede, de bijgevoegde perifere zenuwen zijn in principe verwijderd, en geleiding falen verschijnselen zijn niet waarneembaar in deze preparaten. Daarom is een preparaat van intact DRG neuronen met een bijgevoegde zenuw verbeterd om te voorkomen dat de bovengenoemde obstakels.
Hoewel recente studies calcium beeldvorming van DRG-neuronen in vivo16hebben bereikt, blijft het uitvoeren van in vivo Patch-clamp-opnames van individuele DRG-nociceptoren uiterst uitdagend. Daarom is een in vivo single-Fiber aanpak voor het pijn veld van blijvende betekenis. Single-Fiber opname in dit protocol laat objectieve observatie van geleidings falen verschijnselen toe, en de combinatie van deze techniek met het ex vivo preparaat dat in de huidige studie is ontwikkeld, maakt het onderzoek …
The authors have nothing to disclose.
Dit werk werd gesteund door de financiering van de National Natural Science Foundation of China (31671089 en 81470060) en het Shaanxi Provincial Social Development Science and Technology Research project (2016SF-250).
Instruments and software used in single fiber recording | |||
Amplifier | Nihon kohden | MEZ-8201 | Amplification of the electrophysiological signals |
Bioelectric amplifier monitor | ShangHai JiaLong Teaching instrument factory | SZF-1 | Monitor firing process via sound which is transformed from physiological discharge signal |
Data acquisition and analysis system | CED | Spike-2 | Software for data acquisition and analysis |
Electrode manipulator | Narishige | SM-21 | Contro the movement of the electrode as required |
Hairspring tweezers | A.Dumont | 5# | Separate the single fiber |
Isolator | Nihon kohden | SS-220J | |
Memory oscilloscope | Nihon kohden | VC-9 | Display recorded discharge during |
experiment | |||
Stereomicroscope | ZEISS | SV-11 | Have clear observation when separate the local tissue and single fiber |
Stimulator | Nihon kohden | SEZ-7203 | Delivery of the electrical stimuli |
Von Frey Hair | Stoelting accompany | Delivery of the mechanical stimuli | |
Water bath | Scientz biotechnology Co., Ltd. | SC-15 | Heating paroline to maintain at 37oC |
Instruments and software used in patch clamp recording | |||
Amplifier | Axon Instruments | Multiclamp 700B | Monitors the currents flowing through the recording electrode and also controls the stimuli by sending a signal to the electrode |
Anti-vibration table | Optical Technology Co., Ltd. | Isolates the recording system from vibrations induced by the environment | |
Camera | Olympus | TH4-200 | See the neurons in bright field; the controlling software allows to take pictures and do live camera image to monitor the approach of the electrode to the cell |
Clampex | Axon | Clampex 9.2 | Software for data acquisition and delivery of stimuli |
Clampfit | Axon | Clampfit 10.0 | Software for data analysis |
Electrode puller | Sutter | P-97 | Prepare recording pipettes of about 2μm diameter with resistance about 5 to 8 MΩ |
Glass pipette | Sutter | BF 150-75-10 | |
Micromanipulator | Sutter | MP225 | Give a precise control of the microelectrode |
Microscope | Olympus | BX51WI | Upright microcope equipped with epifluorescence for clearly observe the cells which would be patched |
Origin | Origin lab | Origin 8 | Software for drawing picture |
Perfusion Pump | BaoDing LanGe Co., Ltd. | BT100-1J | Perfusion of DRG in whole-cell patch clamp |
Other instruments | |||
Electronic balance | Sartorius | BS 124S | Weighing reagent |
pH Modulator | Denver Instrument | UB7 | Adjust pH to 7.4 |
Solutions/perfusion/chemicals | |||
Calcium chloride | Sigma-Aldrich | C5670 | Extracellular solution |
Chloralose | Shanghai Meryer Chemical Technology Co., Ltd. | M07752 | Mixed solution for Anesthesia |
Collagenase | Sigma-Aldrich | SLBQ1885V | Enzyme used for clearing the surface of DRG |
D (+) Glucose | Sigma-Aldrich | G7528 | Extracellular solution |
Liquid Paraffin | TianJin HongYan Reagent Co., Ltd. | Maintain fiber wetting | |
Magnesium sulfate | Sigma-Aldrich | M7506 | Extracellular solution |
Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P3911 | Extracellular solution |
Protease | Sigma-Aldrich | 62H0351 | Enzyme used for clearing the surface of DRG |
Sodium bicarbonate | Sigma-Aldrich | S5671 | Extracellular solution |
Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S5886 | Extracellular solution |
Sodium phosphate monobasic | Sigma-Aldrich | S0751 | Extracellular solution |
Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | Extracellular solution |
Urethane | Sigma-Aldrich | U2500 | Mixed solution for Anesthesia |