Summary

Vorbereitung und Immunostaining Myelinating organotypischen zerebelläre Slice Kulturen

Published: March 20, 2019
doi:

Summary

Hier präsentieren wir eine Methode um organotypischen Slice Kulturen aus Maus Kleinhirn und Myelinscheide Färbung von Immunohistochemistry geeignet für die Untersuchung von Mechanismen der Myelinisierung und Remyelinisierung in das zentrale Nervensystem vorzubereiten.

Abstract

Im Nervensystem ist Myelin eine komplexe Membranstruktur erzeugte Myelinating glial Zellen, welche Ensheathes Axone und erleichtert die schnelle elektrische Leitfähigkeit. Myelin Veränderung nachweislich bei verschiedenen neurologischen Erkrankungen auftreten, wo sie funktionelle Defizite zugeordnet ist. Hier bieten wir eine ausführliche Beschreibung der Ex Vivo Modell bestehend aus Maus organotypischen zerebelläre Scheiben, die in Kultur gepflegt werden können, für mehrere Wochen und weiter beschriftet werden, um Myelin zu visualisieren.

Introduction

Neuronen sind stark polarisierten Zellen, die eine Somato-dendritische Fach umfassen, die erhält Eingänge von seiner Umgebung und ein Axon, das die Erzeugung und Ausbreitung der elektrischen Impulse an andere Zellen sicherstellt. Schnelle Ausbreitung und rechtzeitige Bereitstellung von Informationen ist entscheidend für das reibungslose Funktionieren des Nervensystems. Bei Wirbeltieren wird es durch Myelinisierung, erleichtert, ermöglicht die Erhöhung der axonalen Wärmeleitung Geschwindigkeit1. Myelin ist eine spezielle Struktur, die durch verdichtete Schichten der Plasmamembran durch die Myelinating Glia erzeugt nämlich Oligodendrozyten in das zentrale Nervensystem (ZNS) und Schwann-Zellen im peripheren Nervensystem (PNS) gebildet. Sowohl in das ZNS und PNS, Axoglial Interaktionen fahren die Bildung von spezialisierten axonalen Domänen: die Knoten von Ranvier und ihre umliegenden Domänen, Paranodes und Juxtaparanodes2. Die axonalen Segmente isoliert von Myelin oder Internodien, wechseln sich ab mit den Knoten von Ranvier, die kleine unmyelinierten Domänen bereichert in Voltage-gated Natriumkanäle (NaV) entsprechen. Die hohe Konzentration und schnelle Aktivierung der NaV Kanäle auf den Knoten von Ranvier ermöglichen die Regeneration von Aktionspotentialen und zusammen mit den isolierenden Eigenschaften der Myelinscheiden, gewährleisten die effiziente und schnelle saltatory Wärmeleitung von der Nervenleitung längs des Axon-3.

Zusätzlich zu seiner Rolle bei der Beschleunigung die Leitgeschwindigkeit der Nervenleitung unterstützt Myelinating Glia metabolische das Axon, die langfristige Integrität bewahren und die Teilnahme an den überleben-4,5. Darüber hinaus ist deutlich in den letzten Jahren geworden, dass das Myelin dynamisch lebenslang damit vermutlich die Teilnahme bei der Regulierung und Plastizität der verschiedenen Funktionen des Nervensystems moduliert wird. Anpassungen der Verteilung, Anzahl, Länge und Dicke der Myelinscheiden entlang der Axone können somit einen neuartigen Weg, um verschiedene Netze6,7,8fein tunen darstellen. Daher die evolutionäre Übernahme von Myelin ist ein Schlüsselprozess bei sensorischen, motorischen und kognitiven Funktionen und die Störung der Interaktion zwischen Axone und Gliazellen ist zunehmend als Beitrag zu den Entwicklungsstörungen oder erworbenen neurologischen Krankheiten-9.

Myelin Zusammensetzung hat geprägt, mit der Besonderheit eines hohen Anteils von Lipiden (70 %) im Vergleich zu Proteine (30 %) im Gegensatz zu anderen zellularen Membranen10. Allerdings sind die meisten der Myelin Proteine im Gegensatz zu Myelin Lipide spezifisch für Myelin, einschließlich Myelin basic Protein (MBP), Proteolipid-Protein (PLP), 2′, 3′-cyclic Nucleotide 3′-Phosphodiesterase (CNP), Myelin-assoziierte Glykoprotein (MAG), Myelin-Oligodendrozyt Glykoprotein (MOG), PMP-22 und P010. Verschiedenen histologische Methoden Myelin Fleck gibt es anhand seiner Lipidzusammensetzung wie Luxol schnell blau11, Sudan schwarz B12, Bakers Säure Hematin Methode13, sowie Silber Färbung14. Dennoch lassen diese Ansätze nicht immer für einen ausreichenden Kontrast und Auflösung, Einzelfasern zu visualisieren. Ein alternativer Ansatz zur Erkennung von Myelin ist durch Immunhistochemie gegen Myelin Proteine gerichtet. Verschiedene Antikörper gezielt Myelin-spezifische Antigene mit hoher Spezifität und können routinemäßig verwendet werden, um Markhaltige Strukturen zu erkennen. Die Antikörper-Antigen-Interaktion kann weiter aufgedeckt werden, dass mit einem sekundären Antikörper gekoppelt an ein Fluorophor gegen den Primärantikörper gerichtet und mit angemessenen Fluoreszenzmikroskopie visualisiert. Hier beschreiben wir eine immunchemische Protokoll um Myelin auf ex Vivo zerebelläre Scheiben, ein Modell zu beflecken, ermöglicht eine gute Erhaltung der Architektur des Nervengewebes. Darüber hinaus die Organisation und die Größe von den Purkinje-Zellen (die einzige Markhaltige Neuronen des Kleinhirns) machen sie ein klassisches Modell für elektrophysiologische Untersuchungen und sie sind ebenso ideal, feste oder live-Imaging-Untersuchungen durchzuführen.

Die zerebelläre Scheiben entstehen von P9 P10 Mäusen, eine Zeit entspricht dem frühen Beginn der Purkinje Zelle Myelinisierung, ein Prozess, der vor allem durch eine Woche ex Vivo (ca. 6-7 Tage in-vitro-DIV)15erreicht wird. Darüber hinaus ist dieses Modell angepasst, demyelinisierende Erkrankungen wie der multiplen Sklerose (MS), zu untersuchen, wie eine umfangreiche Demyelinisierung im Kleinhirn Scheiben mit der Myelinotoxic Verbindung Lysophosphatidylcholine (oder Lysolecithin, LPC), induziert werden kann dem folgt eine spontane Remyelinisierung16,17. Endogene Remyelinisierung findet statt von zwei Tagen nach der LPC-Entfernung aus dem Kulturmedium und ist fast eine Woche nach der Behandlung vollständig.

Die Vollendung dieses Protokolls dauert ca. 3 Wochen, einschließlich einen halben Tag lang zerebelläre Slice Kulturen Vorbereitung, eine Woche völlig Markhaltige Scheiben, gefolgt von 2 Tagen auf dem Gipfel der Demyelinisierung zu erhalten und eine weitere Woche für ihre volle Remyelinisierung. Darüber hinaus kann Immunohistochemistry in 2 Tagen abgeschlossen sein. Das hier beschriebene Protokoll ist ein standard Wurf von 6 Mäusen Welpen angepasst und hinsichtlich der Anzahl der für das geplante Experiment verwendeten Tiere angepasst werden muss.

Protocol

Alle Arbeiten im Zusammenhang mit Tieren eingehalten werden institutionelle und die UPMC INSERM und Französisch und der Europäischen Gemeinschaftsrichtlinie 86/609/EWG festgelegten Richtlinien. 1. Vorbereitung des Kulturmediums und Kultur fügt (Hands-on-Zeit ≈ 10 – 15 min.) Hinweis: Führen Sie diesen Schritt in einem Fluss-Kultur-Abzug unter sterilen Bedingungen Bereiten Sie 40 mL Kulturmedium, bestehend aus 50 % BME, 25 % Hank aus…

Representative Results

Beispiele für repräsentative Myelin Immunostainings in organotypischen zerebelläre Scheiben von P9 P10 C57black6 Wildtyp (WT) (Abbildung 2A), sowie PLP-GFP transgene Mäuse (Abb. 2 b), zusammen mit Purkinje-Zellen, die Färbung erhalten. Zerebelläre Scheiben von der weißen Substanz myelinisieren verfolgt Region der Scheiben in Richtung der Peripherie der Folia und Myelinisierung der Purkinje-Zellen erfolgt meist nach 6 bis 7…

Discussion

Hier wir ausführlich ein Protokoll zum Generieren einer Ex Vivo Modell entspricht der Maus zerebelläre organotypischen Slice Kulturen adaptiert von zuvor veröffentlichten Methoden15,16,19 und das anschließende Myelin Immunostaining dieser Präparate. Diese Strategie bietet die Möglichkeit, Myelin-Komponenten mit einem hochauflösenden in gesunden und pathologischen Zuständen zu visualisieren.

Ze…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken Dr. Sean Freeman, Dr. Nathalie Sol-Foulon und Dr. Thomas Roux für wertvolle Hinweise auf das Manuskript. Diese Arbeit wurde finanziert durch INSERM, ICM, ARSEP Zuschüsse R13123DD, ANR R17127DD (bis n. Chr.) und FRM Fellowship, SPF20110421435 (zu n. Chr.), FDT20170437332 (zu M.T.). Wir danken die CELIS-Zelle-Kultur-Anlage und das Icm. Quant Bildgebungsplattform.

Materials

BME medium ThermoFisher Scientific 41010026
Hank’s Balanced Salt Solution (10X HBSS) ThermoFisher Scientific 14180046
GlutaMAX (100X) ThermoFisher Scientific 35050038
Heat-inactivated Horse Serum ThermoFisher Scientific 26050088
Penicillin–Streptomycin (10.000 IU/mL) ThermoFisher Scientific 15140122
Gey’s Balanced Salt Solution Sigma Aldrich G9779-500ML
D-Glucose Solution (45%) Sigma Aldrich G8769-100ML
Lysophosphatidylcholine (LPC) Sigma Aldrich L4129-100MG
Paraformaldehyde (PFA) Electron Microscopy Sciences 15714
Absolute ethanol (100% ethanol) VWR Chemicals 20821.330 Cooled at -20°C
Triton® X-100 Sigma Aldrich X100-500ML
10% Normal Goat Serum (NGS) ThermoFisher Scientific 500622
Phosphate Buffer Solution EuroMEDEX ET330-A pH 7.4
Anti-GFP Antibody (Polyclonal, Chicken) Merck Millipore 06-896 Dilution 1/300
Anti-Myelin Basic Protein (MBP) Antibody (Polyclonal, Chicken) Merck Millipore AB9348 Dilution 1/150
Anti-Myelin Basic Protein (MBP) Antibody (Monoclonal, Mouse IgG2b) Merck Millipore NE1019 Dilution 1/200
Anti-PLP Antibody (Rat, Hybridoma) Gift from Dr. K. Ikenaka; Okasaki, Japan Dilution 1/5 to 1/10
Anti-Sodium Channel, Pan Antibody (Monoclonal, Mouse IgG1, clone K58/35) Sigma Aldrich S8809 Dilution 1/150
Anti-Caspr Antibody (Polyclonal, Rabbit) Abcam ab34151 Dilution 1/500
Goat Secondary Antibodies conjugated to Alexa Fluor 488, 594, 647 or 405 ThermoFisher Scientific Dilution 1/500
Fluoromount SouthernBiotech 0100-20
Tissue chopper McIlwain
Razor blades
Large scissors F.S.T 14101-14
Small scissors F.S.T 91500-09
Fine-straight forceps F.S.T 91150-20
Curved-fine forceps F.S.T 11297-00
Cell culture dishes (60-mm and 100-mm) TPP
4-, 6-well culture plates TPP
Millicell culture inserts (0,4 µm, 30-mm diameter) Merck Millipore PICM0RG50
Cell culture incubator 37°C, 5% CO2
Fine-end pipette tips Dutscher 134000CL
Wide-bore pipette tips ThermoFisher Scientific 2079G
Sterile syringe Terumo Europe 20 or 50 mL
Sterile syringe filters Terumo Europe 0.22 µm
Scalpel Swann-Morton 0510
Brush
Microscope slides RS France 76 x 26 x 1.1 mm
Glass coverslips RS France 22 x 22 mm
Kimtech Sciences Tissue Wipers Kimberly-Clark Professional 5511
Binocular microscope

References

  1. Monje, M. Myelin Plasticity and Nervous System Function. Annual Review Neuroscience. 41, 61-76 (2018).
  2. Desmazières, A., Sol-Foulon, N., Lubetzki, C. Changes at the nodal and perinodal axonal domains: a basis for multiple sclerosis pathology. Multiple Sclerosis Houndmills Basingstoke England. 18, 133-137 (2012).
  3. Waxman, S. G., Ritchie, J. M. Molecular dissection of the myelinated axon. Annals of Neurology. 33, 121-136 (1993).
  4. Fünfschilling, U., et al. Glycolytic oligodendrocytes maintain myelin and long-term axonal integrity. Nature. 485, 517-521 (2012).
  5. Lee, Y., et al. Oligodendroglia metabolically support axons and contribute to neurodegeneration. Nature. 487, 443-448 (2012).
  6. Chang, K. -. J., Redmond, S. A., Chan, J. R. Remodeling myelination: implications for mechanisms of neural plasticity. Nature Neurosciences. 19, 190-197 (2016).
  7. Fields, R. D. A new mechanism of nervous system plasticity: activity-dependent myelination. Nature Reviews Neuroscience. 16, 756-767 (2015).
  8. Nave, K. -. A., Werner, H. B. Myelination of the nervous system: mechanisms and functions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30, 503-533 (2014).
  9. Nave, K. -. A. Myelination and support of axonal integrity by glia. Nature. 468, 244-252 (2010).
  10. Baumann, N., Pham-Dinh, D. Biology of oligodendrocyte and myelin in the mammalian central nervous system. Physiological Reviews. 81, 871-927 (2001).
  11. Kluver, H., Barrera, E. A method for the combined staining of cells and fibers in the nervous system. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 12, 400-403 (1953).
  12. Meier, C. Some observations on early myelination in the human spinal cord. Light and electron microscope study. Brain Research. 104, 21-32 (1976).
  13. Hori, S. H. A SIMPLIFIED ACID HEMATEIN TEST FOR PHOSPHOLIPIDS. Stain Technology. 38, 221-225 (1963).
  14. Gallyas, F. Silver staining of myelin by means of physical development. Neurological Research. 1, 203-209 (1979).
  15. Dusart, I., Airaksinen, M. S., Sotelo, C. Purkinje cell survival and axonal regeneration are age dependent: an in vitro study. Journal of Neuroscience An Official Journal of the Society of Neuroscience. 17, 3710-3726 (1997).
  16. Birgbauer, E., Rao, T. S., Webb, M. Lysolecithin induces demyelination in vitro in a cerebellar slice culture system. Journal of Neuroscience Research. 78, 157-166 (2004).
  17. Zhang, H., Jarjour, A. A., Boyd, A., Williams, A. Central nervous system remyelination in culture–a tool for multiple sclerosis research. Experimental Neurology. 230, 138-148 (2011).
  18. Rasband, M. N., Peles, E. The Nodes of Ranvier: Molecular Assembly and Maintenance. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 8, a020495 (2015).
  19. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neurosciences Methods. 37, 173-182 (1991).
  20. Hussain, R., et al. Progesterone and Nestorone facilitate axon remyelination: a role for progesterone receptors. Endocrinology. , 3820-3831 (2011).
  21. Wioland, L., et al. Epsilon toxin from Clostridium perfringens acts on oligodendrocytes without forming pores, and causes demyelination. Cellular Microbiology. 17, 369-388 (2015).
  22. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 8, 839-845 (2007).
  23. Medina-Rodríguez, E. M., et al. Promoting in vivo remyelination with small molecules: a neuroreparative pharmacological treatment for Multiple Sclerosis. Science Reports. 7, (2017).
  24. Spassky, N., et al. The early steps of oligodendrogenesis: insights from the study of the plp lineage in the brain of chicks and rodents. Developmental Neurosciences. 23, 318-326 (2001).
  25. Yuan, X., et al. Expression of the green fluorescent protein in the oligodendrocyte lineage: a transgenic mouse for developmental and physiological studies. Journal of Neuroscience Research. 70, 529-545 (2002).
  26. Gibson, E. M., et al. Neuronal activity promotes oligodendrogenesis and adaptive myelination in the mammalian brain. Science. 344, 1252304 (2014).
  27. Tomassy, G. S., et al. Distinct profiles of myelin distribution along single axons of pyramidal neurons in the neocortex. Science. 344, 319-324 (2014).
  28. Wang, H., et al. Polarization sensitive optical coherence microscopy for brain imaging. Optics Letters. 41, 2213-2216 (2016).
  29. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322, 1857-1861 (2008).
  30. Lim, H., et al. Label-free imaging of Schwann cell myelination by third harmonic generation microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences U. S. A. 111, 18025-18030 (2014).
  31. Schain, A. J., Hill, R. A., Grutzendler, J. Label-free in vivo imaging of myelinated axons in health and disease with spectral confocal reflectance microscopy. Nature Medicine. 20, 443-449 (2014).
  32. Arancibia-Carcamo, I. L., Attwell, D. The node of Ranvier in CNS pathology. Acta Neuropathologia. (Berlin). 128, 161-175 (2014).

Play Video

Cite This Article
Thetiot, M., Ronzano, R., Aigrot, M., Lubetzki, C., Desmazières, A. Preparation and Immunostaining of Myelinating Organotypic Cerebellar Slice Cultures. J. Vis. Exp. (145), e59163, doi:10.3791/59163 (2019).

View Video