JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

إعداد الفطريات والمواد النباتية لتوضيح الهيكلية باستخدام الرنين المغناطيسي النووي الصلبة دينامية الاستقطاب النووي

Published: February 12, 2019
doi:
10.3791/59152
, , , , ,
1Department of Chemistry,Louisiana State University, 2National High Magnetic Field Laboratory, 3Departments of Pediatrics, and Microbiology, Immunology and Parasitology,Louisiana State University Health Sciences Center

Summary

ويرد بروتوكول لإعداد 13ج،15عينات الفطريات والنبات المسمى ن مطيافية الرنين المغناطيسي النووي الصلبة المتعددة الأبعاد والتحقيق الاستقطاب النووي الحيوي (DNP).

Abstract

هذا البروتوكول يوضح كيفية انتظام 13ج، 15المسمى ن الفطرية يمكن أن تكون المواد المنتجة وكيف ينبغي أن سارت هذه المواد اللينة للرنين المغناطيسي النووي الصلبة وحساسية–تعزيز التثقيف والتجارب. ويرد أيضا إجراءات تجهيز عينة من الكتلة الحيوية النباتية. هذا الأسلوب يسمح بقياس مجموعة من 1 د و 2D 13ج-13ج/15ن الترابطات الأطياف، الذي يتيح توضيح الهيكلية ذات الدقة العالية الحيوية المعقدة في دولته الأصلية، مع الحد الأدنى من اضطراب. يمكن فحص العلامات النظائر بقياس الكثافة في أطياف د 1 وكفاءة نقل الاستقطاب في 2D ترابط الأطياف. ويمكن تقييم نجاح إعداد نموذج الاستقطاب النووي الحيوي (DNP) على عامل تعزيز الحساسية. تجارب أخرى بدراسة الجوانب الهيكلية للسكريات والبروتينات سيؤدي إلى وضع نموذج للهندسة المعمارية ثلاثية الأبعاد. هذه الطرق يمكن تعديلها وتكييفها للتحقيق في مجموعة واسعة من المواد الغنية بالكربوهيدرات، بما في ذلك الجدران الخلية الطبيعية من النباتات والفطريات والطحالب والبكتيريا، فضلا عن توليف أو مصممة على مجمع مع الآخر والبوليمرات الكربوهيدرات الجزيئات.

Introduction

الكربوهيدرات تلعب دوراً مركزياً في مختلف العمليات البيولوجية مثل تخزين الطاقة وبناء الهيكلية، والاعتراف بالهاتف الخلوي والالتصاق. أنها أثرت في جدار الخلية، الذي عنصر أساسي في النباتات والفطريات، والطحالب والبكتيريا1،،من23. جدار الخلية بمثابة مصدر مركزي لإنتاج الوقود الأحيائي، والمواد الحيوية، فضلا عن هدف واعدة للعلاجات المضادة للميكروبات4،،من56،،من78 , 9.

الفهم المعاصر لهذه المواد المعقدة تقدما جوهريا خلال عقود جهود التي كرست لتوصيف الهيكلية باستخدام أربع طرق رئيسية البيوكيميائية أو الوراثية. الأسلوب الرئيسي الأول يعتمد على علاجات متتابعة باستخدام المواد الكيميائية القاسية أو الإنزيمات لكسر جدران الخلايا إلى أجزاء مختلفة، التي تبعتها التركيبية وربط تحليل السكريات في كل جزء10. هذا الأسلوب يلقي الضوء على توزيع مجال البوليمرات، ولكن التفسير قد تكون مضللة بسبب الخواص الكيميائية والفيزيائية للجزيئات الحيوية. على سبيل المثال، من الصعب تحديد ما إذا كان الكسر القلوي استخراجها تنبع من مجال واحد من الجزيئات أقل تنظيماً أو من جزيئات المنفصلين مكانياً مع الذوبان قابلة للمقارنة. ثانيا، الأجزاء المستخرجة أو جدران الخلايا كلها يمكن أيضا أن تقاس باستخدام الحل الرنين المغناطيسي لتحديد الروابط التساهمية، كما وصفته crosslinking، بين جزيئات مختلفة11،،من1213، 14،15. وبهذه الطريقة، يمكن سبر بنية مفصلة التساهمية من المراسي، ولكن قد توجد قيود بسبب انخفاض معدلي الذوبان السكريات والعدد الصغير نسبيا من المواقع كروسلينكينج، والجهل بالآثار غير التساهمية التي تستقر السكاريد التعبئة، بما في ذلك الهيدروجين-الترابط، فإن دير فالس القوة، التفاعل الالكتروستاتيكي وتشابك البوليمر. ثالثا، كانت تقارب ملزم العزم في المختبر باستخدام السكريات معزولة16،17،،من1819، ولكن تنقية الإجراءات قد يترتب عليها تغيير جوهري هيكل وخصائص هذه الجزيئات الحيوية. فشل هذا الأسلوب أيضا لتكرار ترسب متطورة والجمعية للجزيئات الكبيرة بعد التركيب الحيوي. وأخيراً، النمط الظاهري ومورفولوجيا الخلايا والخصائص الميكانيكية لطفرات وراثية مع إنتاج الموهنة لبعض مكونات جدار الخلية تسليط الأضواء على المهام الهيكلية للسكريات، ولكن الأدلة الجزيئية أكثر ضروري لسد هذه الملاحظات العيانية مع الدالة هندسيا للبروتين الأجهزة20.

وأدخلت التقدم الذي أحرز مؤخرا في تطوير وتطبيق مطيافية الرنين المغناطيسي النووي الصلبة المتعددة الأبعاد فرصة فريدة لحل هذه الألغاز الهيكلية. تجارب الرنين المغناطيسي النووي الصلبة في 2D/3D تمكين التحقيق ذات الدقة العالية في تكوين وبنية المواد الغنية بالكربوهيدرات في الدولة الأصلية دون اضطراب كبير. أجريت دراسات الهيكلية بنجاح على الابتدائي وجدران الخلية الثانوية للنباتات، والكتلة الحيوية المعالجة حفازة، بيوفيلم البكتيرية، أشباح الصباغ في الفطريات، ومؤخرا من المؤلفين، جدران الخلية سليمة في نوع من الفطريات المسببة للأمراض رشاشيه دخناء 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31-تطوير دينامية الاستقطاب النووي (DNP)32،33،34،35،36،،من3738 , 39 , 40 , 41 , 42 يسهل إلى حد كبير توضيح الهيكلية الرنين المغناطيسي النووي كتعزيز التثقيف حساسية ملحوظة تقصير الوقت التجريبية على هذه الحيوية المعقدة. البروتوكول هو موضح هنا تفاصيل الإجراءات المتعلقة بالنظائر-تصنيف الفطريات دخناء (أ) وإعداد الفطرية وعينات النبات لتوصيف الحالة الصلبة الرنين المغناطيسي النووي والتثقيف. ينبغي أن تكون إجراءات وضع العلامات مماثلة تنطبق على الفطريات الأخرى مع تغيير المتوسطة، وينبغي أن تكون إجراءات إعداد عينة ينطبق عموما على الحيوية الأخرى الغنية بالكربوهيدرات.

Protocol

1-نمو 13ج، 15المسمى ن رشاشيه دخناء “السائلة المتوسطة” إعداد غير مسمى و 13ج، متوسط النمو المسمى N 15ملاحظة: سواء استخدمت “الخميرة استخراج سكر العنب ببتون” المتوسطة (YPD) و متوسط الحد الأدنى تحسين43 للحفاظ على الثقافة الفطرية. يتم تنفيذ كافة الخطوات ب?…

Representative Results

العلامات النظائر إلى حد كبير يعزز حساسية الرنين المغناطيسي النووي ويجعل من الممكن لقياس مجموعة من 2D 13ج-13ج و 13ج-15ن أطياف الارتباط لتحليل تكوين والماء والتنقل والتعبئة من البوليمرات، التي سوف تكون متكاملة لبناء نموذج ثلاثي الأبعاد للعمارة خلية جدا…

Discussion

بالمقارنة مع أساليب الكيمياء الحيوية، الرنين المغناطيسي النووي الصلبة مزايا كأسلوب غير المدمرة وعالية الدقة. الرنين المغناطيسي النووي أيضا الكمية في التحليل التركيبي، وخلافا لمعظم أساليب تحليلية أخرى، لا أوجه عدم اليقين وأدخلت بالذوبان المحدودة من البوليمرات الحيوية. إنشاء البروتوكو?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وأيد هذا العمل “المؤسسة الوطنية للعلوم” من خلال المكتب جبهة الخلاص الوطني-1833040. مختبر المجال المغناطيسي وطنية عالية (نهمفل) معتمد من قبل “المؤسسة الوطنية للعلوم” من خلال هيئة الهجرة واللاجئين-1157490، وفي ولاية فلوريدا. نظام ماس-إدارة التخطيط الوطني في نهمفل تموله جزئيا OD018519 S10 المعاهد الوطنية للصحة، وجبهة الخلاص الوطني تشي-1229170.

Materials

Ammonium Molybdate Tetrahydrate Acros Organics 12054-85-2
AMUPol Cortecnet C010P002
Analytical weighing balance Ohaus B730439218 Model PA84C
Bioclave 16 L VWR 470230-598
Biosafety Cabinet Labconco corporation 302319100
Boric acid VWR BDH9222 store at 15-30 °C
Cobalt(II) Chloride Hexahydrate Honeywell|Fluka 60820 ≥98 %
Copper(II) Sulfate Pentahydrate BDH BDH9312 ≥98 %
Corning LSE shaking incubator Thermo Fisher Scientific 7202152
D2O Sigma Aldrich 151882 99.9 atom % D
d6-DMSO Sigma Aldrich 151874 99.9 atom % D
d8-glycerol Sigma Aldrich 447498 ≥99 atom % D
Dialysis tubing 3.2 kDa Sigma Aldrich D2272 132724
Dipotassium Phosphate VWR BDH9266 ≥98 %
Glycerol Sigma Aldrich G5516 ≥99.5 %
Heraus Megafuge 16R Centrifuge Thermo Fischer Scientific 750004271 Maximum RCF 25,830 x g
HR-MAS Disposable Insert Kit Bruker B4493 Kel-F
Iron(II) Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 14498 ≥99+ %
Magnesium Sulfate Heptahydrate VWR 10034998 store at 18-26 °C
Manganese(II) Chloride Tetrahydrate Alfa Aesar 11563 ≥99 %
Monopotassium Phosphate VWR 470302-254 ≥99 %
pH Meter Mettler Toledo B706689216
Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate Acros Organics 13235-36-9 ≥99.5 %
Zinc Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 33399 ≥98 %
12C3, d8-glycerol Cambridge Isotope Laboratory CDLM-8660 12C3, 99.95%; D8, 98%
13C6-glucose Sigma Alrdrich 364606 ≥99 % (CP)
15N-sodium nitrate Sigma Aldrich 364606 ≥98 % 15N, ≥99 (cp)
3.2 mm sapphire NMR rotor Cortecnet B6939
3.2 mm Silicone plug Bruker B7089
4 mm MAS Rotor Kit Bruker H14355 Zirconia
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Murrey, H. E., Hsieh-Wilson, L. C. The chemical neurobiology of carbohydrates. Chemical Reviews. 108 (5), 1708-1731 (2008).
  2. Latge, J. P. The cell wall: a carbohydrate armour for the fungal cell. Molecular Microbiology. 66 (2), 279-290 (2007).
  3. Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (11), 850-861 (2005).
  4. Furtado, A., et al. Modifying plants for biofuel and biomaterial production. Plant Biotechnology Journal. 12 (9), 1246-1258 (2014).
  5. Loqué, D., Scheller, H. V., Pauly, M. Engineering of plant cell walls for enhanced biofuel production. Current Opinion in Plant Biology. 25, 151-161 (2015).
  6. Latge, J. P. Aspergillus fumigatus and aspergillosis. Clinical Microbiology Reviews. 12 (2), 310-350 (1999).
  7. Ragauskas, A. J., et al. The path forward for biofuels and biomaterials. Science. 311 (5760), 484-489 (2006).
  8. Service, R. F. Cellulosic ethanol – Biofuel researchers prepare to reap a new harvest. Science. 315 (5818), 1488-1491 (2007).
  9. Somerville, C., Youngs, H., Taylor, C., Davis, S. C., Long, S. P. Feedstocks for Lignocellulosic Biofuels. Science. 329 (5993), 790-792 (2010).
  10. Schiavone, M., et al. A combined chemical and enzymatic method to determine quantitatively the polysaccharide components in the cell wall of yeasts. FEMS Yeast Research. 14 (6), 933-947 (2014).
  11. Cheng, K., Sorek, H., Zimmermann, H., Wemmer, D. E., Pauly, M. Solution-State 2D NMR Spectroscopy of Plant Cell Walls Enabled by a Dimethylsulfoxide-d(6)/1-Ethyl-3-methylimidazolium Acetate Solvent. Analytical Chemistry. 85 (6), 3213-3221 (2013).
  12. Mansfield, S. D., Kim, H., Lu, F. C., Ralph, J. Whole plant cell wall characterization using solution-state 2D NMR. Nature Protocols. 7 (9), 1579-1589 (2012).
  13. Tan, L., et al. An Arabidopsis Cell Wall Proteoglycan Consists of Pectin and Arabinoxylan Covalently Linked to an Arabinogalactan Protein. Plant Cell. 25 (1), 270-287 (2013).
  14. Kollar, R., Petrakova, E., Ashwell, G., Robbins, P. W., Cabib, E. Architecture of the Yeast-Cell Wall – the Linkage between Chitin and Beta(1-3)-Glucan. Journal of Biological Chemistry. 270 (3), 1170-1178 (1995).
  15. Kollar, R., et al. Architecture of the yeast cell wall – beta(1->6)-glucan interconnects mannoprotein, beta(1-3)-glucan, and chitin. Journal of Biological Chemistry. 272 (28), 17762-17775 (1997).
  16. Mccann, M. C., et al. Old and new ways to probe plant cell wall architecture. Canadian Journal of Botany. 73, S103-S113 (1995).
  17. Whitney, S. E. C., Brigham, J. E., Darke, A. H., Reid, J. S. G., Gidley, M. J. In-Vitro Assembly of Cellulose/Xyloglucan Networks – Ultrastructural and Molecular Aspects. The Plant Journal. 8 (4), 491-504 (1995).
  18. Zykwinska, A. W., Ralet, M. C. J., Garnier, C. D., Thibault, J. F. J. Evidence for in vitro binding of pectin side chains to cellulose. Plant Physiology. 139 (1), 397-407 (2005).
  19. Kiemle, S. N., et al. Role of (1,3)(1,4)-beta-Glucan in Cell Walls: Interaction with Cellulose. Biomacromolecules. 15 (5), 1727-1736 (2014).
  20. Pogorelko, G., Lionetti, V., Bellincampi, D., Zabotina, O. Cell wall integrity: targeted post-synthetic modifications to reveal its role in plant growth and defense against pathogens. Plant Signaling & Behavior. 8 (9), e25435 (2013).
  21. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  22. Wang, T., Salazar, A., Zabotina, O. A., Hong, M. Structure and dynamics of Brachypodium primary cell wall polysaccharides from two-dimensional 13C solid-state nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochemistry. 53 (17), 2840-2854 (2014).
  23. Grantham, N. J., et al. An even pattern of xylan substitution is critical for interaction with cellulose in plant cell walls. Nature Plants. 3 (11), 859-865 (2017).
  24. Simmons, T. J., et al. Folding of xylan onto cellulose fibrils in plant cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 7, 13902 (2016).
  25. Komatsu, T., Kikuchi, J. Selective Signal Detection in Solid-State NMR Using Rotor-Synchronized Dipolar Dephasing for the Analysis of Hemicellulose in Lignocellulosic Biomass. The Journal of Physical Chemistry Letters. 4 (14), 2279-2283 (2013).
  26. Perras, F. A., et al. Atomic-Level Structure Characterization of Biomass Pre- and Post-Lignin Treatment by Dynamic Nuclear Polarization-Enhanced Solid-State NMR. The Journal of Physical Chemistry A. 121 (3), 623-630 (2017).
  27. Chatterjee, S., Prados-Rosales, R., Itin, B., Casadevall, A., Stark, R. E. Solid-state NMR Reveals the Carbon-based Molecular Architecture of Cryptococcus neoformans Fungal Eumelanins in the Cell Wall. Journal of Biological Chemistry. 290 (22), 13779-13790 (2015).
  28. Zhong, J., Frases, S., Wang, H., Casadevall, A., Stark, R. E. Following fungal melanin biosynthesis with solid-state NMR: biopolymer molecular structures and possible connections to cell-wall polysaccharides. Biochemistry. 47 (16), 4701-4710 (2008).
  29. Kang, X., et al. Molecular architecture of fungal cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 9 (1), 2747 (2018).
  30. Takahashi, H., et al. Solid-state NMR on bacterial cells: selective cell wall signal enhancement and resolution improvement using dynamic nuclear polarization. Journal of the American Chemical Society. 135 (13), 5105-5110 (2013).
  31. Wang, T., Hong, M. Solid-state NMR investigations of cellulose structure and interactions with matrix polysaccharides in plant primary cell walls. Journal of Experimental Botany. 67, 503-514 (2016).
  32. Mentink-Vigier, F., Akbey, &. #. 2. 2. 0. ;., Oschkinat, H., Vega, S., Feintuch, A. Theoretical aspects of magic angle spinning-dynamic nuclear polarization. Journal of Magnetic Resonance. 258, 102-120 (2015).
  33. Gupta, R., et al. Dynamic nuclear polarization enhanced MAS NMR spectroscopy for structural analysis of HIV-1 protein assemblies. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (2), 329-339 (2016).
  34. Takahashi, H., Hediger, S., De Paëpe, G. Matrix-free dynamic nuclear polarization enables solid-state NMR 13 C-13 C correlation spectroscopy of proteins at natural isotopic abundance. Chemical Communications. 49 (82), 9479-9481 (2013).
  35. Ni, Q. Z., et al. High frequency dynamic nuclear polarization. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1933-1941 (2013).
  36. Koers, E. J., et al. NMR-based structural biology enhanced by dynamic nuclear polarization at high magnetic field. Journal of Biomolecular NMR. 60 (2-3), 157-168 (2014).
  37. Saliba, E. P., et al. Electron Decoupling with Dynamic Nuclear Polarization in Rotating Solids. Journal of the American Chemical Society. 139 (18), 6310-6313 (2017).
  38. Mentink-Vigier, F., et al. Efficient cross-effect dynamic nuclear polarization without depolarization in high-resolution MAS NMR. Chemical Science. 8 (12), 8150-8163 (2017).
  39. Smith, A. N., Twahir, U. T., Dubroca, T., Fanucci, G. E., Long, J. R. Molecular Rationale for Improved Dynamic Nuclear Polarization of Biomembranes. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (32), 7880-7888 (2016).
  40. Su, Y., Andreas, L., Griffin, R. G. Magic angle spinning NMR of proteins: high-frequency dynamic nuclear polarization and 1H detection. Annual Reviews of Biochemistry. 84, 465-497 (2015).
  41. Hediger, S., Lee, S., Mentink-Vigier, F., Paepe, G. D. MAS-DNP Enhancements: Hyperpolarization, Depolarization, and Absolute Sensitivity. eMagRes. 7, 1-13 (2018).
  42. Ni, Q. Z., et al. In Situ Characterization of Pharmaceutical Formulations by Dynamic Nuclear Polarization Enhanced MAS NMR. The Journal of Physical Chemistry B. 121 (34), 8132-8141 (2017).
  43. Hill, T. W., Kafer, E. Improved protocols for Aspergillus minimal medium: trace element and minimal medium salt stock solutions. Fungal Genetics Reports. 48 (1), 20-21 (2001).
  44. Rossini, A. J., et al. Dynamic nuclear polarization surface enhanced NMR spectroscopy. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1942-1951 (2013).
  45. Sauvée, C., et al. Highly efficient, water-soluble polarizing agents for dynamic nuclear polarization at high frequency. Angewandte Chemie International Edition. 125 (41), 11058-11061 (2013).
  46. Phyo, P., et al. Gradients in Wall Mechanics and Polysaccharides along Growing Inflorescence Stems. Plant physiology. 175 (4), 1593-1607 (2017).
  47. White, P. B., Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Water-polysaccharide interactions in the primary cell wall of Arabidopsis thaliana from polarization transfer solid-state NMR. Journal of the American Chemical Society. 136 (29), 10399-10409 (2014).
  48. Jippo, T., Kamo, O., Nagayama, K. Determination of long-range proton-carbon 13 coupling constants with selective two-dimensional INEPT. Journal of Magnetic Resonance. 66 (2), 344-348 (1969).
  49. Morris, G. A. Sensitivity enhancement in nitrogen-15 NMR: polarization transfer using the INEPT pulse sequence. Journal of the American Chemical Society. 102 (1), 428-429 (1980).
  50. Cadars, S., et al. The refocused INADEQUATE MAS NMR experiment in multiple spin-systems: interpreting observed correlation peaks and optimising lineshapes. Journal of Magnetic Resonance. 188 (1), 24-34 (2007).
  51. Lesage, A., Bardet, M., Emsley, L. Through-bond carbon− carbon connectivities in disordered solids by NMR. Journal of the American Chemical Society. 121 (47), 10987-10993 (1999).
  52. Bennett, A. E., et al. Homonuclear radio frequency-driven recoupling in rotating solids. The Journal of Chemical Physics. 108 (22), 9463-9479 (1998).
  53. Lu, X., Guo, C., Hou, G., Polenova, T. Combined zero-quantum and spin-diffusion mixing for efficient homonuclear correlation spectroscopy under fast MAS: broadband recoupling and detection of long-range correlations. Journal of Biomolecular NMR. 61 (1), 7-20 (2015).
  54. Wang, T., Zabotina, O., Hong, M. Pectin-cellulose interactions in the Arabidopsis primary cell wall from two-dimensional magic-angle-spinning solid-state nuclear magnetic resonance. Biochemistry. 51 (49), 9846-9856 (2012).
  55. Wang, T., Yang, H., Kubicki, J. D., Hong, M. Cellulose Structural Polymorphism in Plant Primary Cell Walls Investigated by High-Field 2D Solid-State NMR Spectroscopy and Density Functional Theory Calculations. Biomacromolecules. 17 (6), 2210-2222 (2016).
  56. Kirui, A., et al. Atomic Resolution of Cotton Cellulose Structure Enabled by Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. Cellulose. , (2019).
  57. Wang, T., et al. Sensitivity-enhanced solid-state NMR detection of expansin’s target in plant cell walls. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (41), 16444-16449 (2013).
  58. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  59. Liao, S. Y., Lee, M., Wang, T., Sergeyev, I. V., Hong, M. Efficient DNP NMR of membrane proteins: sample preparation protocols, sensitivity, and radical location. Journal of Biomolecular NMR. 64 (3), 223-237 (2016).
  60. Kang, X., et al. Lignin-Polysaccharide Interactions in Plant Secondary Cell Walls Revealed by Solid-State NMR. Nature Communications. 10, 347 (2019).
  61. Takahashi, H., et al. Rapid Natural-Abundance 2D 13C-13C Correlation Spectroscopy Using Dynamic Nuclear Polarization Enhanced Solid-State NMR and Matrix-Free Sample Preparation. Angewandte Chemie International Edition. 51 (47), 11766-11769 (2012).

Tags

Fungal MaterialsPlant MaterialsSolid-state NMRDynamic Nuclear PolarizationBiomaterialsCarbohydratesFungal Cell WallsCell CultureYPD MediumLabeled Minimal MediumIsotope LabelingCarbon-13Nitrogen-15SterilizationAutoclaveCell Culture Techniques

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kirui, A., Dickwella Widanage, M. C., Mentink-Vigier, F., Wang, P., Kang, X., Wang, T. Preparation of Fungal and Plant Materials for Structural Elucidation Using Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. J. Vis. Exp. (144), e59152, doi:10.3791/59152 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image