L’exosome est une nouvelle génération d’entreprises de livraison de drogue. Nous avons établi un protocole d’isolement exosome avec rendement élevé et la pureté pour la livraison de siARN. Nous aussi encapsulés fluorescent étiqueté siARN non spécifique dans des exosomes et enquêté sur l’assimilation des exosomes chargé de siARN dans les cellules cancéreuses.
Les vésicules extracellulaires, en particulier exosomes, ont récemment gagné l’intérêt comme nouveau médicament vecteurs de livraison en raison de leur origine biologique, l’abondance et la capacité intrinsèque dans livraison intercellulaire de diverses biomolécules. Cet ouvrage établit un protocole d’isolement pour atteindre un rendement élevé et haute pureté des exosomes d’ARNsi. Les cellules embryonnaires de rein humaines (cellules HEK-293) sont cultivées dans des flacons de bioréacteur et le surnageant de culture (ci-après dénommé milieu conditionné) est récolté sur une base hebdomadaire pour permettre l’enrichissement des exosomes HEK-293. Le milieu conditionné (CM) est l’objet d’une autorisation préalable des cellules mortes et les débris cellulaires par centrifugation différentielle et est soumis à l’ultracentrifugation sur un coussin de saccharose suivie d’une étape de lavage, pour recueillir les exosomes. Isolé des exosomes HEK-293 se caractérisent pour l’expression de marqueur de rendement, de morphologie et d’exosomal par analyse de suivi de nanoparticules, quantification des protéines, microscopie électronique et cytométrie en flux, respectivement. Petits ARN interférents (siARN), fluorescent marqué avec Atto655, est chargé dans les exosomes par électroporation et siRNA excès est éliminé par filtration sur gel. Apport des cellules dans les cellules cancéreuses de PANC-1, après 24 h d’incubation à 37 ° C, est confirmée par cytométrie en flux. HEK-293 exosomes sont 107,0 ± 8,2 nm de diamètre. L’exosome rendement et particules-à-protéine (Taekvando) rapport sont de 6,99 ± 0,22 × 1012 particules/mL et 8,3 ± 1,7 × 1010 particules/µg, respectivement. L’efficacité de l’encapsulation des siARN dans les exosomes est ~ 10 à 20 %. Quarante pour cent des cellules montrent des signaux positifs pour Atto655 après 24 h d’incubation après. En conclusion, exosome isolement par ultracentrifugation sur coussin de saccharose offre une combinaison de bons rendements et la pureté. siARN pouvaient être correctement chargé dans les exosomes par électroporation et envoyées par la suite dans les cellules cancéreuses in vitro. Ce protocole propose une procédure standard pour développer les exosomes siARN chargés pour une prestation efficace de cellules cancéreuses.
Exosomes sont un sous-type de vésicules extracellulaires (EV) allant de 50 à 200 nm de diamètre, sécrétée par divers types de cellules comme les cellules immunitaires1,2,3,4,5, les cellules cancéreuses 6 et cellules souches7. Exosomes montrent également d’être présents dans divers liquides physiologiques8,9,10,11. La combinaison de la capacité intrinsèque des exosomes pour transporter diverses biomolécules (p. ex., RNA et protéines)12,13,14 et la prestation efficace de ces biomolécules dans les cellules réceptrices 15 , 16 , 17 attiré l’intérêt pour leur potentiel comme vecteurs de livraison de drogue-l’échelle du nanomètre. Diverses petites molécules qui servent de médicaments anticancéreux et anti-inflammatoires ont été démontrés pour être correctement chargés dans les exosomes et livrés à la cible les cellules18,19,20, 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27. fait intéressant, les acides nucléiques tels que les siARN28,29 et microARN30 ont été correctement chargés dans les exosomes par électroporation et livrés aux cellules cibles.
Récemment, RNA interférence (ARNi) par petits ARN interférents (siARN) a gagné plus d’intérêt comme le mécanisme privilégié de silençage génique en raison de sa haute spécificité, effet puissant, des effets secondaires minimes et de siARN synthèse28, 29. siARN est des molécules d’ARN double-brin allant de 19 à 25 nucléotides de long cette précipitation d’ARNm catalytique déclencheurs séquence-spécifique. En raison de son poids moléculaire élevé et de la nature polyanioniques, absorption passive de nu siARN dans les cellules est empêchée28,29. Il n’est également pas possible de siARN nue être injecté dans la circulation systémique due à la dégradation rapide de plasma nucléases31. Ainsi, l’encapsulation des siARN dans nanocarrier faciliterait la prestation efficace et l’adoption des siARN dans les cellules cibles.
Exosomes sont un système idéal pour l’encapsulation de siARN car sa structure est composée d’un noyau creux, aqueux, enveloppé par une double couche phospholipidique. Exosomes non seulement ont la bonne stabilité dans le sang, mais ont également des propriétés naturelles de ciblage de livraison RNA fonctionnel aux cellules32. L’étude menée avec succès par Alvarez-Erviti et coll. ont démontré une prestation efficace des siARN sur le cerveau de souris à l’aide d’ingénierie exosomes avec pratiquement aucune complications31. Il est possible que la thérapie axée sur l’exosome est relativement plus sûre que d’autres thérapies comme les exosomes ne répliquent pas endogène comme cellules et par conséquent ne présentent pas de propriétés métastatique15.
Diverses méthodes ont été signalés à isoler avec succès les exosomes de culture de cellules ou des liquides physiologiques. La méthode la plus populaire utilise ultracentrifugation pour granuler exosomes depuis le départ de matériel31,32,33. Cette méthode peut être très sévère sur les exosomes et habituellement des précipités co protéines de l’échantillon. Combinant l’ultracentrifugation avec une séparation basée sur la densité comme les gradients de sucrose devient plus fréquent, à réduire la contamination protéique et non-exosomal dans les exosomes isolé19,34. Chromatographie d’exclusion stérique (SEC) permet la séparation des exosomes des autres types de vésicules extracellulaires (EV) selon la taille et peut également entraîner une contamination de protéine minime mais est limitée par la faible quantité de matière qu’il peut traiter35, première 36. Capture d’immunoaffinité utilise perles recouvertes d’anticorps qui se lient à des protéines de surface d’exosomal comme tetraspanins ou autre marqueur spécifique des cellules qui permet de capture spécifiques des exosomes plutôt que des véhicules électriques ou d’autres protéines, en plus d’isoler la sous-population de exosomes des échantillons entiers, mais est encore limitée par la quantité de matière première et est coûteux36,37. Base de polymères de précipitation des exosomes utilisé pour être populaire aussi, mais puisque c’est une précipitation assez sommaire, elle conduit à un supérieur non-exosomal vésicule et protéine contamination38,39.
Électroporation a été signalée pour son inefficacité en tant que méthode pour charger les exosomes avec siARN due à l’agrégation de protéines15,28,31. Approches axées sur la transfection ont démontré que le chargement mieux efficacité et stabilité des protéines, mais il n’est pas souhaitable en raison de sa toxicité et les effets secondaires des agents de transfection dans l’altération de gènes cellulaires expression28. Ainsi, électroporation a été plus largement utilisée en siARN chargeant dans exosomes comme c’est une méthode plus sûre. Toutefois, une méthode d’encapsulation optimisé doit être établi afin de fournir des quantités suffisantes d’ARNsi vers le site cible pour un knockdown gène puissant.
Ici, nous vous proposons un protocole d’isolement exosome aide axée sur la densité ultracentrifugation sur juste un coussin de saccharose 25 % (p/p) unique préparé dans l’oxyde de deutérium, plutôt qu’un gradient de densité de saccharose. Il s’agit d’une méthode peu coûteuse qui contourne la préparation de gradient de densité laborieux et permet de traiter de grandes quantités de matériel de départ, mais se traduit par les exosomes intact de rendement élevé et une pureté appropriée pour chargement ultérieur avec siARN. Fluorescent Atto655 conjugué non-spécifiques siARN a été chargé dans le rein embryonnaire humain (cellules HEK-293) dérivés exosomes par électroporation et livrés aux cellules cancéreuses humaines adénocarcinome pancréatique (PANC-1) in vitro.
Obtenir un rendement décent exosomes des cellules cultivées, qui suffisent pour plusieurs séances d’études in vitro ou in vivo , est toujours un défi. Selon le fabricant, les fioles de bioréacteur étaient destinés à la production d’anticorps et de protéines à haut rendement de la culture de diverses lignées cellulaires immortalisées. Ceci permet aux cellules d’enrichir en permanence le milieu de culture avec le produit désiré, résultant en un milieu concentré conditionné (CM) dans le compartiment de la cellule. Théoriquement, le même concept serait bénéfique dans l’exosome production de diverses lignées cellulaires, et cultivant en effet ces cellules dans les fioles de bioréacteur a été démontrée pour augmenter sensiblement l’exosome rendement40. Le grand réservoir moyen continuellement fournit des nutriments à et élimine les déchets du compartiment de la cellule à travers une membrane semi-perméable 10 kDa, permettant la culture prolongée sans nécessiter une grande quantité de moyen d’être en contact avec les cellules, ou ordinaire flacons, changeant, qui peuvent sauver en fin de compte le coût global et le travail de grande échelle exosome production40. On a également démontré que la morphologie, de phénotype, mais aussi les fonctions immunomodulatrices des exosomes isolement des cellules, cultures de flacons de bioréacteur à long terme sont similaires à celles provenant de cellules cultivées en régulier 75 cm2 flacons40. La culture des autres lignées cellulaires immortalisées comme sources de l’exosome dans la fiole de bioréacteur aiderait donc augmenter leur rendement exosome tout en conservant leur intégrité et leur fonction. Cette forme de culture est toutefois pas applicable aux cellules primaires avec des cycles de division limitée et ceux qui ne peuvent pas être cultivées en haute densité.
Étant donné que la récolte de la CM est fait chaque semaine, et les cellules en culture ont été repiquées jamais, on peut supposer que les cellules dans la fiole de bioréacteur ne grandissent pas dans une monocouche comme la culture de cellules régulières. Ils sont plus susceptibles de former des grappes avec des centres nécrotiques, ou simplement détacher de la surface et meurent quand les cellules sont trop confluentes pour une monocouche. Inspection visuelle du compartiment cellulaire de la fiole de bioréacteur n’est pas possible de confirmer cette hypothèse, mais se traduite par le grand nombre de cellules mortes obtenues au cours de la récolte de CM. Éloignement régulier des cellules mal adhérentes et non viables de la fiole de bioréacteur peut prévenir l’accumulation de matériaux sur la membrane semi-perméable qui peuvent nuire à l’échange de gaz, de nutriments et de déchets entre le compartiment de la cellule et le milieu réservoir, permettant ainsi une culture prolongée dans les fioles de bioréacteur pour > 6 mois40. Dans ce contexte, cette non-régularité de la croissance cellulaire dans les fioles de bioréacteur est idéale car nous croyons qu’elle imite l’état réel de la croissance tumorale in vivo plus étroitement que la culture cellulaire monocouche conventionnel, et il est à espérer que les exosomes produites par le cancer des cellules dans la fiole de bioréacteur serait plus semblables à celle sécrétée par les tumeurs in vivo. Cela serait particulièrement utile dans les études sur le rôle des exosomes dérivées de tumeurs dans la progression de la pathologie tumorale. Les exosomes dérivées de tumeurs ont été signalés à intrinsèquement et préférentiellement abritent leur tissu d’origine32, donc avoir des exosomes produite par un système imitant leur en vivo production serait également souhaitable dans les études en regardant Explorer la capacité de ciblage passive des exosomes comme médicament nanocarriers.
Le ratio de Taekvando a été rapporté en tant que paramètre pour évaluer la pureté des exosomes isolés de contaminer des protéines à partir du milieu de culture des fluides physiologiques d’où les exosomes provenaient de41. Le ratio Taekvando de 8,3 ± 1,7 × 1010 p/µg obtenus dans cette étude se situe dans la fourchette de haute pureté proposée dans l’étude. Ce rapport met en évidence le danger de l’utilisation de la concentration de protéines pour exprimer le rendement ou la dose d’exosomes isolé ou utilisés dans des études en aval respectivement, car cela ne reflète pas le montant réel des exosomes disponible dans l’échantillon étant donné le problème de la protéine contamination lors de l’isolation. NTA via des instruments tels que NanoSight, qui mesure la concentration des exosomes en termes de nombre de particules, est une manière plus sensible et plus précise de quantifier les exosomes.
Haute précision de pesage lors de la préparation de la solution de saccharose de 25 % dans l’oxyde de deutérium est crucial car cette méthode est un isolement basé sur la densité. Exosomes ont une gamme assez étroite de la densité de flottaison dans une solution de saccharose pour préparation précise du coussin de saccharose réduira la contamination des vésicules non-exosomal comme corps apoptotiques ou vésicules de Golgi dérivés au cours de l’isolement42. Il est conseillé de ne pas garder une solution de saccharose de restes et de l’utiliser même après une journée afin d’éviter le risque de facteurs pouvant modifier sa densité tels que la perte ou l’ajout d’eau dans la solution par évaporation ou condensation de l’air dans le tube. Utilisation d’un rotor à balancier est également essentielle lors de la centrifugation sur le coussin de saccharose pour permettre la migration même des exosomes de la CM à la solution de saccharose.
Retrait de la centrifugation après de solution de saccharose est également une étape délicate, et il consiste à trouver un compromis entre maximiser le montant des exosomes récupérés et pas trop que protéine de milieu de culture est introduit à l’échantillon de l’exosome retirée . L’interface entre la solution de saccharose et le milieu de l’État est où les protéines à partir du milieu de culture recueillent après centrifugation et peuvent généralement être considérées comme un anneau brun foncé qui se trouve sur l’interface. Dans nos mains, retirer 2 mL du coussin de saccharose de la mL 3 initial ajouté est le volume optimal qui est en accord avec le compromis mentionné ci-dessus. Les volumes décrits dans le présent protocole sont pour les rotors spécifiques utilisés ; par conséquent, il est conseillé pour optimiser le volume de saccharose à être retirée lorsque l’échelle vers le haut ou vers le bas les volumes pour les types de rotors disponibles dans différents établissements. Il est également important éviter le droit de la zone au centre de la partie inférieure du tube en retirant le saccharose, car cela est où des particules de densité plus élevée que le saccharose aura des sédiments et peut généralement être considérée comme une pastille écru.
L’étape de lavage avec une quantité relativement grande de PBS contribue à réduire encore le degré de contamination de protéines au cours de l’exosome isolement41. Cette étape est également essentielle à retirer les exosomes afin d’éviter d’endommager les exosomes osmotique de saccharose excès eux-mêmes ou les biomolécules dans la lumière d’exosomal, mais aussi de réduire le risque de croissance bactérienne ou fongique dans le stock de l’exosome. Préparation de la solution de saccharose dans l’oxyde de deutérium plutôt que l’eau contribue à réduire la quantité de saccharose nécessaire pour atteindre la densité de flottaison exosome pour l’isolation, ce qui réduira le risque de dommages osmotique et de contamination microbienne. Après la première centrifugation sur le coussin de saccharose, contenant de l’exosome couche de saccharose retiré et on ajoute le PBS peut être conservée à 4 ° C et traitée le lendemain lorsqu’ils sont confrontés à des contraintes de temps.
Au meilleur de notre connaissance, le rapport molaire de l’exosome/siARN est un facteur important pour déterminer l’efficacité de l’électroporation. Dans ce protocole, nous avons utilisé 1/60 comme l’exosome siARN ratio molaire. Comme la capacité d’encapsulation de différents types d’exosomes sont différentes, nous vous suggérons fortement de cela pour être optimisé sur une base de cas-par-cas. Cependant, l’efficacité de l’encapsulation ici proposée peut toujours être un paramètre pour sélectionner les conditions optimales d’électroporation.
En outre, agrégation des siARN est censée être l’un des problème plus fréquent dans l’électroporation. Il est prouvé qu’électroporation peut induire forte agrégation des siARN, rendant encore plus difficile d’entrer dans les exosomes. agrégations de siARN sont interprétées souvent à tort comme l’encapsulation de siARN dans exosome contrôles donc appropriés ont été utilisées dans cette étude comme la formation d’agrégats de siARN est inévitable au cours de l’électroporation28. L’efficacité d’encapsulation de pourcentage de notre méthode de purification a été calculée en utilisant les valeurs normalisées pour minimiser l’influence d’autres sources comme les agrégations de bruit, exosome et siRNA de fond qui auraient une incidence sur la fiabilité des données. D’après nos constatations, il y avait des agrégations de siARN négligeable observées dans le contrôle échantillon soit à l’aide de siARN électroporation et ONU-électroporation.
Ce protocole a démontré avec succès l’encapsulation des siARN dans les exosomes et leur livraison intracellulaire des siARN au cancer des cellules in vitro. Par conséquent, différents types d’exosomes de différentes lignées cellulaires peuvent être isolé et caractérisée en utilisant le protocole proposé et par la suite chargé avec des siARN thérapeutiques différentes pour différents types de cibles oncogènes surexprimées dans différents cancers. Une application intéressante serait d’étudier l’efficacité de livraison et absorption siARN utilisant diverses permutations de l’exosome source cible cellulaire paire in vitro. Ceci puis peut se traduire de modèles animaux pour évaluer l’efficacité de la livraison et l’efficacité thérapeutique des siARN encapsulé exosomes in vivo.
The authors have nothing to disclose.
F. N. Faruqu est financé par l’Agence du gouvernement malaisien Majlis Amanah Rakyat (MARA). L. Xu est récipiendaire des bourses individuelles Marie Sklodowska-Curie (Horizon 2020) (H2020-ACEM-IF-2016). K. T. Al-Jamal reconnaît financement du BBSRC (BB/J008656/1) et Wellcome Trust (WT103913). Les auteurs tiens également à remercier le Dr Paul Lavender et Dr David Fear (département de médecine respiratoire et allergie, College London Kings) pour la fourniture de l’électroporateur.
Material | |||
Sterile Newborn Calf Serum Heat Inactivated | First Link | 08-05-850 | 500 ml |
EMEM medium | Thermo Fisher Scientific | 11090081 | 500 ml |
Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140-122 | 100 ml |
GlutaMax | Thermo Fisher Scientific | 35050-038 | 100 ml |
Sucrose | Fisher Scientific | S/8600/60 | 1 kg |
Deuterium oxide (D2O) | Sigma-Aldrich | 151882 | 250 g |
1X Phosphate Buffered Saline | Thermo Fisher Scientific | 10010015 | 500 ml |
Glycine | VWR Chemicals | 101196X | 1 kg |
Sepharose CL-2B | GE Healthcare Life Sciences | 17-0140-01 | 1 L; Particle Size 60 μm-200 μm |
Trypsin-EDTA 0.05% | Thermo Fisher Scientific | 25300096 | 100 ml |
Aldehyde/sulfate latex beads | Thermo Fisher Scientific | A37304 | 4% w/v, 4 µm, 15 ml |
MicroBCA kit | Thermo Fisher Scientific | 23235 | |
CD81 antibody (APC) | Thermo Fisher Scientific | 17-0819-42 | Lot: E15950-104. RRID: AB_11150235. 1:10 dilution in 50 µl sample |
CD81 isotype (APC) | Thermo Fisher Scientific | 17-4714-81 | Lot: 4291563. RRID: AB_763650. 1:10 dilution in 50 µl sample |
CD9 antibody (FITC) | Thermo Fisher Scientific | 11-0098-41 | Lot: 4345870. RRID: AB_10698007. 1:10 dilution in 50 µl sample |
CD9 isotype (FITC) | Thermo Fisher Scientific | 11-4714-41 | Lot: 4299784. RRID: AB_10598647. 1:10 dilution in 50 µl sample |
CD63 antibody (PE) | Thermo Fisher Scientific | 12-0639-41 | Lot: 1930435. RRID: AB_2572564. 1:10 dilution in 50 µl sample |
CD63 isotype (PE) | Thermo Fisher Scientific | 12-4714-81 | Lot: 1937696. RRID: AB_470059. 1:10 dilution in 50 µl sample |
Atto655-siRNA | Eurogentec | SQ-SIRNA | (Labelled-S) UGC-GCU-ACG-AUC-GAC-GAU-G55; (Unlabelled-AS) CAU-CGU-CGA-UCG-UAG-CGC-A55. |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Equipment | |||
Millex-GP Syringe Filter Unit 0.22 µm | Millipore | SLGP033RS | |
CELLine AD1000 bioreactor flasks | Wheaton | WCL1000ad | |
Ultracentrifuge | Beckman Coulter | Optima XPN-80 | |
Swing-out rotor | Beckman Coulter | SW45 Ti | |
Fixed-angle rotor | Beckman Coulter | Type 70 Ti | |
Ultracentrifuge tubes | Beckman Coulter | 355631 | Polycarbonate. Max. fill 32 ml |
Ultracentrifuge bottles | Beckman Coulter | 355618 | Polycarbonate. Min. fill 16 ml, max. fill 25 ml |
NanoSight | Malvern | LM10 | Software: NanoSight NTA v3.2 |
Flow Cytometer | BD Biosciences | FACSCalibur | |
Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
Plate reader | BMG Labtech | FLUOstar Omega | |
Flow cytometry tubes | BD Biosciences, Falcon | 352052 | |
Microfuge tubes | Starlab | S1615-5500 | 1.5 ml |
Cell culture flasks | Fisher Scientific | 156499 | 75 cm2 |
Transmission electron microscope | FEI Electron Optics | Philips CM 12 | with Tungsten filament and a Veleta – 2k × 2k side-mounted TEM CCD Camera (Olympus, Japan) |
Amaxa Nucleofector I | Lonza | Nucleofector I | with Amaxa’s Nucleofector Kits |
24-well flat-bottom plates | Corning | Costar | |
Blunt fill needle | BD Biosciences | 305180 | 18G x 1 1/2" (1.2 mm x 40 mm) |
Glass pipettes | Fisher Scientific | 1156-6963 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Reagents | Composition | ||
Normal medium | Eagle's Minimum Essential Medium supplemented with 10% foetal bovine serum (FBS), 1% penicillin/streptomycin and 1% GlutaMax. | ||
Exosome-depleted medium | Eagle's Minimum Essential Medium supplemented with 10% exosome-depleted FBS (see below), 1% penicillin/streptomycin and 1% GlutaMax. | ||
Exosome-depleted FBS | Subject FBS to ultracentrifugation at 100,000 g for 18 h at 4°C. The FBS supernatant post-centrifugation was collected and sterile-filtered using 0.22 µm filters. | ||
25% w/w sucrose cushion | Add 1.9 g (± 0.001 g) of sucrose in a universal tube, and top up with D2O until the weight reaches 7.6 g (± 0.001 g). This makes ~6ml of the 25% w/w sucrose cushion. | ||
3% FBS/PBS | Add 1.5 ml exosome-depleted FBS to 48.5 ml 1X PBS to prepare 50 ml of 3% FBS/PBS. | ||
100 µM BSA solution | Prepare 1mM BSA solution by adding 0.3325 g to 50 ml PBS. Make 1:10 dilution of this stock to obtain 100 µM BSA solution. Make 5-10 µl aliqouts of this 100 µM BSA solution (for single use) and store them at -20°C. All BSA solution should be stored at -20°C, and discard solutions that have undergone ≥2 freeze-thaw cycles. | ||
100 mM glycine solution | Add 0.375 g of glycine to 50 ml PBS to obtain 100 mM glycine solution, store at 4°C. | ||
Citric acid buffer with EDTA | Mix 0.1954 g citric acid and 0.2087 g disodium phosphate in 50 mL of deionised water. Add EDTA to 0.1 mM. Adjust pH to 4.4. | ||
Fixing solution | Prepare formaldehyde/glutaraldehyde, 2.5% (w/v) each in 0.1 M sodium cacodylate buffer, and adjust pH to 7.4. | ||
Aqueous uranyl acetate | Prepare 25% (v/v) uranyl acetate in methanol. | ||
50% methanol/H2O | Mix methanol and H2O 1:1 (v/v). | ||
SEC Column packed with Sepharose CL-2B | Dilute 37.5 ml Sepharose CL-2B resin with 12.5 ml PBS to obtain 75% Sepharose CL-2B solution. Pour the Sepharose CL-2B solution into a column of dimension 2.9 cm [H] x 1.3 cm [W]. Pour the Sepharose CL-2B to 3-4 mm above the stated height, and then press it down to the stated height with the filter for optimal packing. |