Nous présentons ici une nouvelle méthode permettant de déterminer les affinités de liaison à l’équilibre et en solution avec la sensibilité élevée sur une grande échelle. Cela permet d’améliorer l’analyse quantitative de liaison ADN-facteur de transcription. La méthode repose sur des mesures d’anisotropie fluorescence automatisé dans un système de livraison contrôlé.
Une quantification précise de facteur de transcription (TF)-interactions ADN est essentiel pour comprendre la régulation de l’expression génique. Étant donné que les approches existantes souffrent de limitations importantes, nous avons développé une nouvelle méthode pour déterminer les affinités de liaison TF-ADN avec la sensibilité élevée sur une grande échelle. Le test repose sur le principe d’anisotropie (FA) de fluorescence établie mais introduit des améliorations techniques importantes. Tout d’abord, nous mesurons une courbe de titrage concurrentiel de FA complet dans un seul puits en y incorporant les TF et une référence fluorescent étiquetée ADN dans une matrice de gel d’agarose poreux. Sans étiquette DNA oligomère est chargé sur le dessus comme un concurrent et, par la diffusion, forme un gradient spatio-temporelle. Le gradient de FA qui en résulte est ensuite donné lecture en utilisant une configuration de microscope épifluorescence personnalisés. Cette configuration améliorée augmente considérablement la sensibilité de détection de signal de FA, ce qui permet une liaison faible et forte à doser fiable, même pour les molécules de poids moléculaires semblables. De cette façon, nous pouvons mesurer une courbe de titrage / puits d’une plaque multipuite, et grâce à une procédure d’ajustement, on peut extraire la constante de dissociation absolue (KD) et la concentration de la protéine active. En testant toutes les variantes de mutation de point unique d’un consensus donné lie séquence, nous pouvons sondage le paysage de spécificité de liaison entière de TF, généralement sur une seule plaque. Les matrices de poids position qui en résulte (PWM) surclassent celles obtenues par d’autres méthodes pour prédire en vivo occupation TF. Nous présentons ici un guide détaillé de mise en œuvre HiP-FA sur un microscope à fluorescence automatisé conventionnel et le pipeline d’analyse de données.
Étant donné le rôle central des facteurs de transcription (TFs) dans la régulation des gènes, déterminer leurs préférences de fixation de manière quantitative est d’une importance primordiale. Séminales études par von Hippel a introduit la notion que TFs réglementation reconnaissent rapidement ADN, tels que leur liaison est bien décrite par l’équilibre thermodynamique, tandis que les événements en aval de l’ARN polymérase pour le promoteur de recrutement sont contrôlés par de cinétique plus lente1. En vivo contraignantes des études récentes suggèrent que cette photo est probablement plus complexe2,3; Néanmoins, ces hypothèses générales servent de bonnes approximations et soutiennent plusieurs approches informatiques pour rechercher des éléments cis-régulateurs et prédire l’expression de séquences4,5,6. Alors que l’attache d’équilibre a ainsi été utilisée avec succès comme un concept, les méthodes actuelles de détermination des interactions ADN-TF mettre l’accent sur la spécificité de liaison et généralement ne sont pas directement mesurer les affinités de liaison à l’équilibre. La mesure systématique de la TF-DNA binding représente un défi technique considérable, et les méthodes existantes présentent plusieurs limites différentes.
Immunoprécipitation de la chromatine suivie profond séquencement (ChIP-seq)7, la plus répandue en vivo technique, ne permet pas la mesure des affinités de liaison ou la localisation précise des sites dans les fragments génomiques de liaison. Plusieurs in vitro méthodes, y compris la DNase empreinte8, mobilité électrophorétique Maj (EMSA)9, surface plasmon resonance (SPR)10et micro-échelle thermophorèse11 sont capables de mesurer les affinités de liaison, mais ils sont relativement faible débit. À l’inverse, les techniques à haut débit, notamment des protéines liant microarrays12HT-SELEX13,14et bactérienne un hybride (B1H)15 ne sont pas capables de mesurer les affinités de liaison et généralement céder trop spécifique liant les séquences, qui est principalement due à la sélection rigoureuse ou laver les étapes nécessaires. Développements plus récents incluent le séquençage en profondeur basé HiTS-FLIP16, SELEX-seq17et l’axée sur la microfluidique MITOMI18 ou19de sourire-Seq, qui permettent une extraction des affinités de liaison absolue ; Cependant, ils s’appuient sur la mesure des intensités de fluorescence de TF et d’ADN marqué. Signaux fluorescents, par conséquent, se limitant à des concentrations de faible teneur en protéines et dans la détermination de faibles valeurs de KD (< ~ 10 nM). En outre, la liaison TF-ADN dans ces méthodes se déroule sur une surface mince, soulevant des questions avec liaison non-spécifique et/ou arrière-plan auto-fluorescence, ce qui rend difficile de quantifier précisément la liaison faible.
Pour pallier ces lacunes, nous avons développé une nouvelle méthode pour déterminer les paysages d’affinité TF-ADN à l’équilibre et en solution, que nous avons appelé haute performance fluorescence anisotropie (HiP-FA)20. La technique est basée sur la fluorescence établie anisotropie (FA) dosage21 mais modifiée pour mesurer les constantes de fixation avec la sensibilité élevée et à grande échelle utilisant un microscope automatisé personnalisé et la configuration de l’analyse.
Le dosage de FA surveille l’interaction des espèces fluorescent étiquetés (comme un oligomère d’ADN) à un partenaire de liaison, dans ce cas un TF, en mesurant la rotation moléculaire de la molécule marquée. Lors de la liaison à la TF, sa vitesse de rotation diminue en raison du rayon hydrodynamique plus élevé et le poids moléculaire du complexe lié, qui se traduit par une augmentation FA. La mesure exacte de la très forte liaison (KD < ~ 1 nM) nécessite l’utilisation de faibles concentrations de référence étiquetée, ADN (c < ~ 1 nM). C’est difficile à réaliser avec un instrument commercial tel qu’un lecteur de microplaque standard. En outre, une différence de grande taille (10-100 fois) entre les complexes liées et non liées est habituellement nécessaire, interdisant la mesure des interactions entre domaines de liaison TF et courts oligomères d’ADN, qui sont typiquement des poids moléculaires à peu près semblables . Enfin, une courbe de titrage complet nécessite normalement la préparation et la mesure de plusieurs puits contenant une série de concentration pour les espèces de titration.
Pour résoudre ces problèmes, nous utilisons une configuration de microscope widefield, modifiée pour atteindre la sensibilité de détection élevé et permettent des mesures de FA à z-positions différentes d’un seul puits. Cela nous permet de surveiller les interactions de liaison entre les espèces de poids moléculaire semblable et avec des affinités élevées. Un débit plus élevé est obtenu en mesurant la FA en formats de plaque multipuits et procéder à une série de titrage complet en un seul bien à l’aide d’un contrôle système de livraison (Figure 1a). En outre, grâce à un essai de liaison compétitive, nous avons extrait non seulement les constantes de fixation, mais aussi la concentration de protéine active. Il s’agit d’une caractéristique importante de l’analyse, étant donné qu’une partie des molécules exprimées TF sont actives en raison d’un mauvais repliement des protéines ou de dégradation. Le dispositif expérimental est issu d’un microscope à épifluorescence commercial équipé d’étapes XY et Z-piezo. Nous avons modernisé le système avec excitation laser externe, puis détecté que les deux émis des composantes de la polarisation linéaire sur la puce d’une EM-CCD caméra avec un rendement quantique élevée pour la détection de lumière (Figure 1b et 1C). Le système utilise un objectif de forte ouverture numérique (NA) couplé à un capteur ultrasensible et offre ainsi des mesures hautement sensibles de FA. En enregistrant la fluorescence z-cheminées, les contraignant des interactions peut être mesurée le long de l’axe optique z lors de l’utilisation d’une matrice hétérogène pour les réactifs. Toutes ces modifications peuvent être facilement mises en œuvre sur un système existant et sont rentables.
Nous employons un essai de liaison compétitive dans laquelle l’affinité d’un oligomère d’ADN sans étiquette est mesurée par rapport à l’ADN fluorescent étiqueté, qui sert de référence. TF et référence ADN sont incorporés à des concentrations fixes dans une matrice de gel d’agarose poreux (pore taille ~ 1 µm) qui constitue un environnement sans interaction pour la liaison. La référence ADN est étiqueté avec Cy5. Ce colorant s’est avéré bien adapté pour les mesures de FA en raison de sa durée de vie de fluorescence relativement longue (~ 1ns) et émission de fluorescence dans l’infra-rouge du spectre visible (fond faible auto-fluorescence). La concentration de TF est en excès molaire sur ADN Cy5-référence, veiller à ce que tous les ADN de référence est lié aux protéines. Une solution de concurrent sans étiquette ADN est alors déposée sur la surface du gel et se diffuse à l’intérieur de la matrice poreuse, établir un gradient de concentration c (z, t) qui change sur le z-position du plan focal et du temps t (Figure 1a, Figure 2a-2C). Le TF liaison à l’ADN Cy5-référence est donc localement exposé à différentes concentrations du concurrent ADN qui est en concurrence pour la liaison, conduisant à une FA change dynamiquement de l’ADN de Cy5-référence FAREF(z, t) (Figure 2b et 2C).
Pour déterminer le c(z,t) de concentration concurrent, nous mesurons en puits séparés (puits d’étalonnage), la FA change dynamiquement du signal du Nil bleu (n.-b.), FANB(z, t) (Figure 2un et 3). Ce colorant s’intercale dans l’ADN et agit ainsi comme une sonde d’ADN pour le concurrent de l’ADN. Avec ce système de livraison contrôlé, des dizaines ou des centaines de différentes affinités de liaison des protéines et l’ADN peuvent être mesurées au sein d’une seule plaque multipuite (format de plaque de 96 ou 384 puits). Mesure est ensuite exécutée séquentiellement jusqu’à un déplacement complet de la référence marqué l’ADN de la TF. Nous avons déterminé la spécificité de liaison pour un facteur donné en mesurant les affinités de toutes les mutations de base unique de 3 N de la séquence consensus de longueur N. Hanche-FA nécessite de faibles quantités de protéines (~ pmols par la courbe de titrage) et spectacles à faible variabilité dans la détermination de KDs [coefficient de variation (CV) < 20 %], tout en permettant des mesures à relativement grande échelle. La méthode peut être effectuée manuellement ou entièrement automatisée à l’aide d’un système robotisé, ayant pour résultat encore plus bas CVs (Figure 4, panneau supérieur). Constantes de dissociation sont mesurés avec une grande précision jusqu’à 0,5 nM. Pour une affinité extrêmement élevée (KD < 500 pM), nous utilisons un titrage concurrentiel standard (Figure 5) en raison des imprécisions dans la mesure des concentrations d’ADN aux concurrents à des niveaux faibles (< 100 nM).
Hanche-FA peuvent être mis en œuvre sur presque n’importe quelle norme, inversé, fluorescent microscope à épifluorescence, fourni la disponibilité d’un XY-stade automatisé et une étape d’axe z piezo. Composants optiques ont été construits autour d’une installation automatisée widefield équipée d’un objectif de longue distance. Dans la pratique, le dosage peut être adapté aux objectifs présentant d’autres caractéristiques (dans un travail particulier, distance et ouverture numérique). Cependant, cette technique nécessite optimisation des paramètres (distances entre les z-tranches, la porosité et la hauteur du gel d’agarose, etc..). L’utilisation d’autres types de lasers ou de la caméra est également possible. Une description détaillée de l’ensemble de la procédure expérimentale et analyse des données est donnée ci-dessous dans la section protocole.
Hanche-FA est une nouvelle méthode complète pour déterminer les paysages de préférence de liaison des interactions ADN-TF. Il mesure des affinités de liaison de mutational ADN motif variantes directement, en évitant toute hypothèse sous-jacente que les préférences de fixation sont reflétées dans la fréquence d’apparition des nucléotides dans un ensemble de liants au-dessus de seuil. Mesure a lieu dans la solution sans immobilisation et d’interférence mécanique ou chimique dans la réaction de liaison, se rapprochant des conditions d’équilibre autant que possible. Le système de livraison contrôlé permet de mesurer une courbe de titrage complet au sein d’un même bien et augmente le débit et la fiabilité tout en économisant des protéines. À l’aide d’un objectif avec une grande ouverture numérique et EM-CCD caméra avec un rendement élevé de collecte lumineuse permet une détection lumière fluorescente hautement sensible. Donc, avec cette configuration, FA petit changements aussi bas que 10-15 mP peut être détectée avec précision ; dans la pratique, cela signifie que toute réaction de liaison dont l’augmentation de la masse après que liaison est minime (aussi bas qu’un rapport de masse des 2) est facilement détectable. Ce n’est généralement pas le cas avec les systèmes commerciaux comme des lecteurs de microplaque. Grâce à sa haute sensibilité, HiP-FA étend la gamme des constantes de dissociation qui peut être évalué de façon fiable dans la gamme picomoles. Énergies de liaison sont déterminés avec précision plusieurs ordres de grandeur.
Pour évaluer la qualité de la PWM révisé, nous avons réalisé deux types d’analyse20. Nous avons testé, pour cinq facteurs du réseau gène segmentation, comment bien différents PWM permet de prédire des profils de ChIP-seq expérimentaux dans les régions génomiques de 21 gènes de segmentation. Un deuxième test, nous avons utilisé un modèle d’expression de la séquence4 qui prédit les profils d’expression des exhausteurs de segmentation sur la base de la liaison préférence et la concentration protéique de TFs participantes. Dans les deux exercices, nous avons constaté que la moins spécifique PWM HiP-FA effectuer beaucoup mieux que l’empreinte plus spécifique et B1H PWM20.
Contrairement aux méthodes de novo , HiP-FA nécessite une connaissance préalable de préférence de liaison de donnée TF. Toutefois, des séquences consensus sont connus pour TFs beaucoup, et beaucoup de méthodes existantes peut leur fournir13,14,15. Le cas échéant, la séquence de la véritable fixation optimale se trouve par itération.
Nous avons utilisé des oligomères de référence ADN fluorescent étiquetés Cy5 et Bodipy-650. Ces colorants sont avérés pour effectuer bien pour les mesures de la FA, l’anisotropie de l’ADN marqué-référence dépendant et indépendant étant le plus important parmi les différents colorants testés. Cela garantit une portée dynamique maximale pour les valeurs de la FA. En règle générale, n’importe quel colorant fluorescent avec une fluorescence lifetime ≥ 1 ns est susceptible d’être adapté mais doit être mis à l’essai d’abord. Si possible, il est conseillé d’utiliser des colorants réagissant dans la gamme de l’infrarouge proche pour minimiser la protéine autofluorescence.
L’étape la plus critique de la méthode expérimentale est le pipetage du gel dans les plats. Bonne reproductibilité exige le gel des volumes être aussi uniformes que possible. Changements de hauteur de gel sont traduites en changements de diffusivité de l’oligomère ADN concurrentiel et donc au changements apparents d’affinité lorsqu’on évalue les données. Il s’agit de la principale source de variance dans une adaptation technique. L’utilisation d’une techniques de pipette ou automatisation électronique améliore la reproductibilité. Bulles d’air dans le gel peuvent être évités en pipettant également, lente et minutieuse. Il est également important d’ajouter les toutes les solutions de concurrent sur le dessus des puits de titrage avec peu de retard que possible. Pour une meilleure reproductibilité, l’ensemble du processus peut être automatisé à l’aide d’un robot de pipetage avec incubateurs de chaleur. La nécessaire optimisation de la température de l’incubateur et les temps d’incubation est essentiel pour le transfert du protocole à l’automatisation. Assurez-vous de trouver un équilibre optimal entre la viscosité du gel (i.e., pas trop froid) et de la stabilité des protéines (c.-à-d., pas trop chaud). Cela dépend à la fois sur la vitesse de distribution des gels dans le puits et la stabilité de la protéine utilisée.
Hanche-FA fait usage d’un système de livraison contrôlé pour les oligomères d’ADN de concurrent. Pour construire les courbes de titrages, il est nécessaire de déterminer la concentration d’ADN concurrent c(z,t) pour chaque donnée z-positionner dans le gel et le point tdu temps. Il s’agit d’une autre étape critique, étant donné que la détermination de KDs dépend directement de c(z,t). Puits de calibration contenant le colorant NB comme un capteur pour la concentration d’ADN sont utilisés à cet effet (dde laFigure 1, Figure 2a). 3-5 puits de calibrage contenant NB par plaque sont généralement suffisants. Avant d’évaluer toute hanche-FA expérimenter, une courbe d’étalonnage NB devrait être construite pour l’installation en exécutant une série de classiques de titrage du NB dissous dans le gel d’agarose avec un concurrent de l’ADN de n’importe quelle séquence à différentes concentrations (Figure 3 un), comme cela est expliqué en détail à l’étape 8. Dans le cas de très forte liaison (KD < 500 h), l’extrapolation utilisée pour la détermination de faibles concentrations de concurrent ADN devient limitant, car il est moins précis qu’une mesure directe. Toutefois, pour TFs avec ce bas KDs, le programme d’installation de hanche-FA peut servir à effectuer un titrage concurrentiel conventionnels dans le tampon de liaison sans l’utilisation d’une matrice de gel d’agarose (Figure 5). Par exemple, un titrage complet avec 12 différentes concentrations d’ADN concurrent peut être effectuée en une seule rangée d’une plaque de 96 puits.
Le système de livraison contrôlé nécessite également les cinétique de liaison rapide TF-ADN et protéines stables, depuis la diffusion si le gel d’agarose est dynamique (bien que lente). Ces deux propriétés peuvent être testées directement avec l’installation de hanche-FA en se conformant, au fil du temps, la FA le TFS d’intérêt lorsqu’elle est liée à leurs respectifs fluorescent étiqueté référence ADN. Nous avons mesuré le taux KON et KOFF pour les facteurs étudiés et les ai trouvés est de l’ordre des millisecondes à secondes20, conformément à d’autres études30. C’est suffisamment rapide pour s’assurer que les mesures se déroulent à l’équilibre. Dans le cas d’autres réactions de liaison avec une cinétique plus lente, la diffusivité du concurrent peut être réglée en abaissant sa concentration ou réduire la taille de pore de gel. Dans le cas de la TSF testées, qui tous ont vite TOFF (~ secondes), un temps de mesure totale d’environ 1-2 h est suffisant pour assurer l’équilibre thermodynamique à chaque mesure.
Un autre problème potentiel lié à la protéine est la formation d’agrégats de protéines qui peuvent altérer les mesures de FA. L’utilisation d’autres conditions de tampon contenant différents additifs (comme tensides) peut empêcher la formation globale, si nécessaire.
Nous avons travaillé dans l’hypothèse de linéarité de la PWM ; Cependant, HIP-FA peut être redimensionnée afin d’inclure toutes les mutations possibles di-nucléotides de la séquence consensus. Enfin, HiP-FA peut être adapté pour mesurer les autres types d’interactions de liaison. Le prérequis est d’avoir une molécule de référence approprié disponible lié par la protéine qui peut être étiquetée fluorescent. Avec le système de livraison contrôlé, un gradient de concentration peut être généré pour tout type de ligand ; par conséquent, interactions protéine-protéine et protéine-médicament peuvent être mesurées de la même façon de haute fidélité et un débit.
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions J. Müller de clones d’ADNc et les membres du laboratoire de la Gaule, en particulier S. Bergelt, de précieux conseils et discussion animée. Ce travail a été soutenu par SFB 646, réseaux de régulation dans l’Expression du génome et l’entretien (juge en chef, P.B.), le centre pour Science de la protéine intégrée (UG) et la Graduate School de Munich de Biosciences Quantitative (M.S.). U.G. reconnaît soutenir par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 646, SFB 1064, CIPSM, QBM), le Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF : ebio – Innovationswettbewerb Systembiologie) et la Fondation Humboldt (Alexander von Humboldt, Poste de professeur).
Cy5-labled 16- / 18-bp DNA-oligomers | Eurofins | Custom synthesis | |
16- / 18-bp DNA-oligomers | Eurofins | Custom synthesis | |
Nile Blue A | Sigma | N5632-25G | |
Sensoplate plus microplate 96- or 384-well, PS | Greiner | 655891 | 175 µm thick glass bottom |
384 Well Sensoplate, black | Greiner | 788896 | |
Agarose, low gelling temperature | Sigma | A9414-50G | |
Sodium Chloride | Merck | 1.06404.1000 | |
Tween-20 | Sigma | P1379-1L | |
Di-Potassium hydrogen phosphate trihydrate | Merck | 1.05099.1000 | |
Potassium dihydrogen phosphate | Merck | 1.04873.1000 | |
Q-POD Element | Merck Millipore | ZMQSP0DE1 | |
Millipak 40 Gamma Gold Filter | Merck Millipore | MPGL04GK2 | |
Milli-Q Integral 3 Water Purification System | Merck Millipore | ZRXQ003WW | |
Quantum TIX | Merck Millipore | QTUMOTIX1 | |
DL-Dithiothreitol | Sigma | 43815-1G | |
Mastercycler gradient | Eppendorf | Z316083 | |
SafeSeal tube 1.5 mL | Sarstedt | 72.706.200 | |
Tube 15 mL | Sarstedt | 62.554.502 | |
Multiply-Pro cup 0.2 mL PP | Sarstedt | 72.737.002 | |
MICROSCOPY SETUP: | |||
Automated widefield microscope | LEICA | DMI6000 | |
Long distance objective | LEICA | HCX PL FLUOAR L 60x/0.60 N.A. Dry | |
638 nm line continuous diode laser | Omicron | PHOxX 638-40, 40mW | |
Back-illuminated EM-CCD Camera | Andor | iXon DV897 | |
Dichroic mirror | AHF | 640nm cut-off | |
Bandpass filter | AHF | ET bandpass 700/75 | |
Linear polarizer | Thorlabs | LPVISC050-MP2 | |
Polarizing beam splitter | Thorlabs | BS010 | |
Achromatic lens | Thorlabs | 200 mm focal length | |
Multimode optical fiber | Optronis | FVP600660710 | |
ROBOTIC SYSTEM: | |||
Our robotic system includes a Biomek NXP workstations with a 96-channel head and with Span-8 pipettors, connected with a servo-shuttle, are used for all liquid transfer steps. In addition, the system is equipped with orbital shakers and a microplate reader (Paradigm, Molecular device) served by the Span-8 gripper | Beckman Coulter | Biomek NXP | |
SOFTWARE: | |||
Programming language | National Instruments | Labview 9.0 | |
Script for the HiP-FA software available at | https://github.com/GeneCenterMunich/HiP-FA |