Um protocolo otimizado de Rhizobox para visualizar o crescimento da raiz e receptividade aos nutrientes localizadas
Summary
Visualizar e medir raiz crescimento em situ são extremamente desafiador. Apresentamos um método rhizobox personalizável para controlar o desenvolvimento radicular e proliferação ao longo do tempo em resposta ao enriquecimento de nutrientes. Este método é usado para analisar diferenças genotípicas milho na plasticidade da raiz em resposta a uma fonte de nitrogênio orgânico.
Abstract
As raízes são notoriamente difíceis de estudar. O solo é tanto uma barreira visual e mecânica, tornando difícil rastrear raízes em situ sem colheita destrutiva ou equipamento caro. Apresentamos um método de rhizobox acessível e personalizável que permite a visualização não-destrutiva de crescimento das raízes ao longo do tempo e é particularmente bem adaptado para estudar a plasticidade da raiz em resposta a patches de recurso localizado. O método foi validado pela avaliação milho variação genotípica em respostas de plasticidade para patches contendo resíduo vegetal N-rotulado de 15. Métodos são descritos para obter medições do desenvolvimento representante ao longo do tempo, medir a densidade de comprimento raiz em patches contendo recursos e controle, calcular taxas de crescimento de raiz e determinar recuperação 15N pela planta raízes e brotos. Vantagens, limitações e potenciais aplicações futuras do método também são discutidas. Embora deve ter cuidado para garantir que as condições experimentais não viés dados de crescimento de raiz, o protocolo de rhizobox apresentado aqui produz resultados confiáveis se realizado com suficiente atenção aos detalhes.
Introduction
Embora muitas vezes negligenciado em comparação com suas contrapartes na superfície, as raízes desempenham um papel fundamental na aquisição de nutrientes de planta. Dado o custo do carbono substancial de manutenção e construção de raiz, as plantas desenvolveram mecanismos para desenvolver raízes somente onde forrageamento vale a pena o investimento. Sistemas da raiz pode, portanto, eficientemente e dinamicamente a mina patches de recurso por proliferando em hotspots, estrogenos taxas de absorção e rapidamente se nutrientes para o floema por mais transporte1. Respostas de plasticidade podem variar amplamente entre planta espécies ou genótipos2,3 e dependendo da forma química do nutriente envolvido4,5. Variação na plasticidade de raiz deve ser explorada ainda mais, como compreensão respostas raiz complexa de recursos heterogêneos solo poderiam informar reprodução e estratégias de gestão para aumentar a eficiência de utilização de nutrientes na agricultura.
Apesar de sua necessidade e relevância para os sistemas de planta de entendimento, Visualizar e quantificar a plasticidade de raiz em escalas relevantes coloca desafios técnicos. Escavando a coroa da raiz do solo (6de “shovelomics”) é um método comum, mas raizes finas exploram pequenos poros entre agregados de solo, e escavação, inevitavelmente, leva a algum grau de perda dessas raízes frágeis. Além disso, colheita destrutiva torna impossível acompanhar as mudanças em um sistema de raiz ao longo do tempo. In situ métodos de imagem como tomografia computadorizada de radiografia computadorizada permitem a visualização directa dos recursos de solo e raízes em alta resolução espacial7, mas são caros e requerem o equipamento especializado. Hidropônicas experiências evitar restrições associadas com a extração de raízes do solo, mas arquitetura e morfologia da raiz diferem em meios aquosos em comparação com as restrições mecânicas e complexidade biofísica dos solos8,9. Finalmente, funções e processos de rizosfera não podem ser integradas com plasticidade do desenvolvimento nestes meios artificiais.
Apresentamos um protocolo para a construção e uso de rhizoboxes (recipientes retangulares estreitas, clear-face) como um método de baixo custo, personalizável para caracterizar o crescimento da raiz no solo ao longo do tempo. Quadros especialmente projetados incentivam as raizes cresçam preferencialmente contra o painel traseiro devido ao geotropismo, aumentando a precisão das medições de comprimento de raiz. Rhizoboxes são comumente usados para estudar o crescimento das raízes e rizosfera interações10,11,12, mas o método apresentado aqui oferece uma vantagem na simplicidade, com seu design único compartimento e barato materiais e é projetado para estudar respostas de raiz para nutrientes localizadas. No entanto, o método também pode ser adaptado para estudar uma gama de outros processos de raiz e rizosfera como concorrência intra/interspecies, distribuição espacial de compostos químicos, micróbios ou atividade enzimática. Aqui, vamos investigar diferenças genotípicas entre híbridos de milho em resposta a patches de 15N-rotulado vegetal resíduo e destaque resultados representativos para validar o método de rhizobox.
Protocol
Representative Results
Discussion
O rhizoboxes descrito neste protocolo pode ser usado para responder a perguntas variadas em raízes e rizosfera de ciência e ter encontrado diversas noutro local usa10,20,21,22,23 , 24 , 25. outros pesquisadores capturaram imagens do tempo-lapso de rhizoboxes21,…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Os autores gostaria de reconhecer os revisores anônimos para seus comentários, bem como J.C. Cahill e Tan Bao para orientação inicial no desenvolvimento do protocolo rhizobox. O financiamento foi fornecido pela Fundação para alimentos e agricultura Research, Instituto Nacional nos departamento de agricultura (USDA) de alimentos e agricultura, agrícola Experiment Station projeto CA-D-PLS-2332-H, a A.G. e pela UC Davis departamento de planta Ciências através de uma bolsa de J.S.
Materials
| 1.27 cm diameter PVC pipe | JM Eagle | 530048 | 305 cm per box, cut into lengths as specified in the protocol |
| PVC side elbows | Lasco | 315498 | 2 per box |
| PVC 90-degree elbows | Charlotte | PVC 02300 0600 | 4 per box |
| PVC T joints | Charlotte | PVC 02402 0600 | 4 per box |
| Extruded acrylic panes | TAP Plastics | N/A | 2 per box, 0.64 cm thick x 40.5 cm wide x 61 cm long |
| HDPE spacers (sides) | TAP Plastics | N/A | 2 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 57 cm long |
| HDPE spacers (bottom) | TAP Plastics | N/A | 1 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 40.5 cm long |
| HDPE spacers (patch) | TAP Plastics | N/A | 2 per box, 0.64 cm thick x 3.8 cm wide x 28 cm long |
| Polyester batting | Fairfield | #A-X90 | 2.5 cm x 40.5 cm strip per box |
| 20-thread screws | N/A | N/A | 3.2 cm long, 0.64 cm diameter |
| Washers | N/A | N/A | 0.64 cm internal diameter |
| Hex nuts | N/A | N/A | sized to fit the screws |
| Light deprivation fabric | Americover, Inc. | Bold 8WB26.5 | 1 piece 95 cm wide and 69 cm long per box |
| Sand | Quikrete | No. 1113 | |
| Field soil | N/A | N/A | |
| Transparencies for tracing | FXN | FXNT1319100S | One per side of the box to be traced |
References
- Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
- Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
- Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
- Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
- Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
- Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
- Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
- Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
- Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
- Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography – A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
- Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
- Hewitt, E. J. . Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , (1966).
- Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
- Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013 (2013).
- McNear, D. H. The Rhizosphere – Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
- Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
- . Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018)
- Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
- Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
- Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
- Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
- Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
- Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
- Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
- Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
- Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44 (2018).
- Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
- Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
- Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation – Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
- Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
- Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
- Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
- Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
- Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
- Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1 (2013).
- Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
- Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. . Root Methods: A Handbook. , (2000).
- van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
- Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17 (2015).
