L’induction et l’évaluation des croisements de consanguinité à l’aide de la fourmi, Vollenhovia Emeryi
Summary
Dans le présent protocole, les méthodes pour effectuer des croisements de consanguinité et à l’évaluation de la réussite de ces croisements, sont décrites pour la fourmi Vollenhovia emeryi. Ces protocoles sont importants pour les expériences visant à comprendre les bases génétiques des systèmes de détermination du sexe dans les hyménoptères.
Abstract
Les composantes génétiques et moléculaires de la cascade de détermination sexuelle ont été largement étudiées dans l’abeille, Apis mellifera, un organisme modèle hyménoptères. Cependant, on connaît les mécanismes de détermination du sexe trouvés chez les autres taxons hyménoptères non-modèle, comme les fourmis. En raison de la nature complexe des cycles de vie qui ont évolué en espèces hyménoptères, il est difficile de maintenir et d’effectuer des croisements expérimentaux entre ces organismes dans le laboratoire. Nous décrivons ici les méthodes pour effectuer des croisements de consanguinité et d’évaluer le succès de ces croisements chez fourmi Vollenhovia emeryi. Induire la consanguinité dans le laboratoire à l’aide de V. emeryi, est relativement simple en raison de la biologie particulière de l’espèce. En particulier, cette espèce produit androgénétique mâles et femelles reproducteurs pièce polymorphisme de l’aile, qui simplifie l’identification des phénotypes dans les croisements génétiques. En outre, l’évaluation de la réussite de la consanguinité est simple, comme mâles peuvent être produites en permanence par consanguinité Croix, tandis que les mâles normaux apparaissent pendant une saison de reproduction bien définie uniquement dans le domaine. Notre protocole permettent avec V. emeryi comme modèle pour étudier les bases génétiques et moléculaires du système de détermination du sexe chez les espèces de fourmis.
Introduction
Taxons hyménoptère eusocial, tels que les fourmis et les abeilles, ont développé un système de détermination sexuelle haplodiploïdes dans lequel les individus qui sont hétérozygotes à la détermination de sexe complémentaire d’un ou plusieurs loci (CSD) devenue des femelles, tandis que ceux qui sont homo – ou hémizygotes devenir des hommes (Figure 1A)1.
Les composantes génétiques et moléculaires impliquées dans la cascade de détermination du sexe ont été bien étudiés chez l’abeille, Apis mellifera, un modèle hyménoptères organisme2,3,4. Génomique comparative des études récentes suggèrent que les fourmis et les abeilles partagent plusieurs homologues putatifs dans la voie de détermination du sexe, tel que le gène de détermination de sexe initiale, CDD5. Cependant, preuve de conservation fonctionnelle de ces homologues fait encore défaut à fourmis.
Pour résoudre ce problème, les lignes de consanguinité devront être établies car ils sont essentiels pour la cartographie génétique et les études moléculaires. Toutefois, il est difficile de maintenir et d’effectuer des croisements expérimentaux entre ces organismes en laboratoire en raison de la nature complexe des cycles de vie qui ont évolué.
Ici, nous utilisons Vollenhovia emeryi comme modèle pour étudier les fondements génétiques et moléculaires de la système de détermination de sexe dans fourmis6,7. Les lignes de la consanguinité de cette espèce ont été développées précédemment pour la cartographie génétique du locus de caractères quantitatifs (QTL) pour les caractères liés à la détermination du sexe pour la première fois dans les fourmis6. En outre, la cascade de détermination sexuelle moléculaire a été étudié7. Cette espèce a évolué d’un système de reproduction inhabituel qui emploie la gynogenèse et androgenèse (Figure 1B)8,9. La plupart des nouvelles reines et les mâles sont par clonage produits des génomes maternels et paternels, respectivement. En outre, les travailleurs et des reines sont produites sexuellement8. Ce système de reproduction est particulièrement bien adapté aux études génétiques parce que les croisements de consanguinité produites à l’aide de sexuellement produit des reines et les mâles sont génétiquement équivalentes à un rétrocroisement classique. Reines sexuellement produites diffèrent morphologiquement de queens produites à partir de génomes maternelle10 (Figure 1B), mener et évaluer des croisements de consanguinité sont grandement simplifiée en utilisant cette méthode.
Dans cet article, les méthodes pour l’établissement de colonies de laboratoire pour l’essai de passage, demande de consanguinité traverse à l’aide de paires de fratrie et l’évaluation de la réussite de ces croisements à l’aide de génotypage des membres de la colonie et la dissection de la progéniture mâle les organes génitaux sont décrites dans V. emeryi.
Quel que soit le système de reproduction employé, application de croisements de consanguinité est souvent la première étape essentielle dans toute enquête sur les systèmes de détermination du sexe dans les hyménoptères. Par exemple dans Cardiocondyla obscurior, l’absence presque totale de mâles diploïdes après 10 générations de fratries d’accouplement en laboratoire montre absence de CSD locus11. Il est possible de prédire le nombre de loci CSD de la proportion de mâles produites en consanguinité Croix6,12,13.
Protocol
Representative Results
Discussion
Cet article explique les protocoles qui peuvent être utilisés pour induire des croisements de consanguinité et d’évaluer la présence de la consanguinité dans la fourmi V. emeryi. Dans les expériences, génotypage des individus utilisés pour les croisements est nécessaire pour s’assurer que les croisements de consanguinité ont réussi. Cependant, l’efficacité de ces tests de passage à niveau est clairement apparente comme mâles diploïdes peuvent être produites tout au long de l’année, tand…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions M. Taku Shimada, le délégué de AntRoom, Tokyo, Japon, pour nous avoir fourni sa photo de V. emeryi reproducteurs. Ce projet a été financé par la société japonaise pour la bourse de recherche de Promotion of Science (JSPS) pour jeunes scientifiques (16J00011) et Grant aide des jeunes scientifiques (B)(16K18626).
Materials
| Plaster powder | N/A | N/A | Any brand can be used |
| Charcoal, Activated, Powder | Wako | 033-02117,037-02115 | |
| Slide glass | N/A | N/A | Any brand can be used |
| Dry Cricket diet | N/A | N/A | Any brand can be used |
| Brown shuger | N/A | N/A | Any brand can be used |
| Styrene Square-Shaped Case | AS ONE | Any size | Size varies by number of ants |
| Incbator | Any brand can be used | ||
| Aluminum block bath Dry thermo unit DTU-1B | TAITEC | 0014035-000 | |
| 1.5mL Hyper Microtube,Clear, Round bottom | WATSON | 131-715CS | |
| Ethanol (99.5) | Wako | 054-07225 | |
| Stereoscopic microscope | N/A | N/A | Any brand can be used |
| Forseps | DUMONT | 0108-5-PO | |
| Chelex 100 sodium form | SIGMA | 11139-85-8 | |
| Phosphate Buffer Saline (PBS) Tablets, pH7.4 | TaKaRa | T9181 | |
| Paraformaldehyde | Wako | 162-16065 | |
| -Cellstain- DAPI solution | Dojindo Molecular Technologies | D523 | |
| VECTASHIELD Hard・Set Mounting Medium with TRITC-Phalloidin | Vector Laboratories | H-1600 | |
| ABI 3100xl Genetic Analyzer | Applied Biosystems | Directly contact the constructor formore informations. | |
| Confocal laser scanning microscope Leica TCS SP8 | Leica | Directly contact the constructor formore informations. | |
| HC PL APO CS2 20x/0.75 IMM | Leica | Directly contact the constructor formore informations. | |
| HC PL APO CS2 63x/1.20 WATER | Leica | Directly contact the constructor formore informations. | |
| Leica HyDTM | Leica | Directly contact the constructor formore informations. | |
| Leica Application Suite X (LAS X) | Leica | Directly contact the constructor formore informations. |
References
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