Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica terapéutica que se propone para el tratamiento de enfermedades psiquiátricas. Un modelo animal es esencial para la comprensión de las alteraciones biológicas específicas evocadas por pinza. Este protocolo describe un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo implantado crónico.
Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica no invasiva de la neuromodulación propuesta como un tratamiento alternativo o complementario para algunas enfermedades neuropsiquiátricas. Los efectos biológicos de tDCS no son entiende completamente, que se explica en parte debido a la dificultad de obtener tejido cerebral humano. Este protocolo describe un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo implantado crónico permitiendo el estudio de los efectos biológicos de la larga duración de tDCS. En este modelo experimental, tDCS cambia la expresión génica cortical y ofrece una destacada contribución a la comprensión de las razones para su uso terapéutico.
Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica no invasiva, de bajo costo y terapéutica, que se centra en la modulación neuronal mediante el uso de corriente continua de baja intensidad1. Actualmente hay dos configuraciones (anódicas y cathodal) para tDCS. Mientras que la estimulación anódicas ejerce un campo eléctrico actual demasiado débil para desencadenar potenciales de acción, estudios de electrofisiología han demostrado que este método produce cambios en la plasticidad sináptica2. Por ejemplo, hay evidencia que tDCS induce efectos a largo plazo (LTP) la potenciación como el pico de mayor amplitud de los potenciales postsinápticos excitatorios3,4 y modulación de la excitabilidad cortical5.
Por el contrario, cathodal estimulación induce inhibición, dando por resultado la hiperpolarización de la membrana6. Una hipótesis para este mecanismo se basa en los hallazgos fisiológicos donde se describe la tDCS para modular la frecuencia del potencial de acción y duración en el cuerpo neuronal3. En particular, este efecto no directamente evocar potenciales de acción, aunque se puede cambiar el umbral de despolarización y facilitar u obstaculizar el disparo neuronal7. Estos efectos de contraste han demostrado previamente. Por ejemplo, anódicas y cathodal estimulación produce efectos opuestos en condicionado respuestas registradas mediante electromiografía actividad en conejos8. Sin embargo, los estudios también han demostrado que sesiones de estimulación anódicas prolongada pueden disminuir excitabilidad mientras aumento cathodal corrientes puede conducir a la excitabilidad, que presenta efectos auto contraste3.
Estímulos tanto anódicas como cathodal agregan el uso de pares de electrodos. Por ejemplo, en estimulación anódicas, el “activo” o “ánodo” electrodo se coloca sobre la región del cerebro a ser modulada mientras que el electrodo de “referencia” o el “cátodo” está situado en una región donde el efecto de la corriente se supone que es insignificante9. En la estimulación cathodal, disposición de electrodos se invierte. La intensidad de estimulación para pinza eficaz depende de la intensidad de corriente y dimensiones del electrodo, que afectan el eléctrico campo diferente de10. En estudios más publicados, la intensidad de corriente promedio es entre 0.10 a 2.0 mA y 0.1 mA a 0,8 mA de humanos y ratones, respectivamente6,11. Aunque el tamaño de electrodo de 35 cm2 se utiliza normalmente en los seres humanos, no hay adecuada comprensión en cuanto a dimensiones de electrodos para los roedores y una investigación más exhaustiva es necesario6.
Pinza se ha propuesto en los estudios clínicos con la tentativa de ofrecer un tratamiento alternativo o complementario para varios trastornos neurológicos y neuropsiquiátricos11 como epilepsia12, trastorno bipolar13, carrera5 , mayor depresión14, enfermedad de Alzheimer15, esclerosis múltiple16 y17de la enfermedad de Parkinson. A pesar del creciente interés en pinza y su uso en ensayos clínicos, detalle celular y alteraciones moleculares evocados en el tejido cerebral, corto y efectos de larga duración, así como medidas de resultado conductuales, son sin embargo ser más profundamente investigado18, 19. desde un enfoque humano directo estudiar a fondo tDCS no es viable, el uso de un modelo animal de tDCS puede ofrecer información valiosa sobre los acontecimientos celulares y moleculares subyacentes a los mecanismos terapéuticos de la tDCS debido a la accesibilidad a la tejido fino del cerebro del animal.
Evidencia disponible es limitada con respecto a modelos de tDCS en ratones. La mayoría de los modelos reportados utiliza diferentes diseños de implantación, electrodo de dimensiones y materiales. Por ejemplo, Winkler et al. (2017) implantado el electrodo principal (Ag/AgCl, 4 mm de diámetro) llenado de solución salina y se fija al cráneo con tornillos y cemento acrílico20. A diferencia de nuestro enfoque, los electrodos del pecho fue implantado (platino, 20 x 1.5 mm). Nasehi et al. (2017) utilizan un procedimiento muy similar al nuestro, aunque el electrodo torácico fue hecho de una esponja empapada en solución salina (carbón lleno, 9.5 cm2)21. Otro estudio implanta dos electrodos en la cabeza del animal, que fue alcanzada usando las placas fijas y cubriendo la cabeza del animal con un hidrogel conductor22. Aquí, describimos un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo crónicamente implantado a través de la simple instalación quirúrgica procedimientos y pinza (figura 1).
En los últimos años, técnicas de neuroestimulación han entrando práctica clínica como un procedimiento prometedor para el tratamiento de desordenes neuropsiquiátricos23. Para reducir la restricción impuesta por la falta de conocimiento de los mecanismos de la neuroestimulación, presentamos aquí un modelo de ratón de tDCS lleva un electrodo que puede dirigirse a las regiones del cerebro. Ya que el electrodo es crónico implantable, este modelo animal permite la investigación de efectos …
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos al Sr. Rodrigo de Souza para asistencia en el mantenimiento de colonias de ratón. L.A.V.M es un becario postdoctoral de la CAPES. Este trabajo fue financiado por la beca PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
Surgical Equipment | |||
Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
Surgical Instruments | |||
Fine Scissors – ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur. |
Standard Tweezers or Forceps | – | – | For skin grasping. |
Surgical Consumables | |||
Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
Pharmaceutics | |||
Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | – | For post-surgical care. |
Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | ############ | For post-surgical care. |
TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
Stimulation | |||
Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
Saline Solution (0.9%) | FarmaX | ############ | Conducting medium for current delivery. |
Standard Tweezers or Forceps | – | – | For tDCS setup. |
Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |