Summary

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) у мышей

Published: September 23, 2018
doi:

Summary

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является лечебный метод предложил для лечения психических заболеваний. Животную модель имеет важное значение для понимания конкретных биологические изменения, вызываемые ЦТД. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов.

Abstract

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является методом неинвазивной neuromodulation, предложил в качестве альтернативного или дополнительного лечения для нескольких психоневрологических заболеваний. Биологические эффекты ЦТД полностью не поняты, которые отчасти объясняется из-за трудностей в получении ткани человеческого мозга. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов, позволяя изучение долгосрочных биологических эффектов ЦТД. В этой экспериментальной модели ЦТД изменения экспрессии генов корковых и предлагает выдающийся вклад в понимание обоснование для терапевтического использования.

Introduction

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является неинвазивным, лоу кост, терапевтический метод, который фокусируется на нейрональных модуляция с помощью малой интенсивности непрерывное токов1. Есть в настоящее время двух установок (одна и cathodal) для ЦТД. Хотя одна стимуляция оказывает текущее электрическое поле слишком слабы, чтобы вызвать потенциалы действия, электрофизиологии исследования показали, что этот метод производит изменения в синаптической пластичности2. Например доказательств показывает, что ЦТД индуцирует долгосрочные потенцирование (LTP) эффекты, такие как увеличение пиковых амплитудно возбуждающих постсинаптических потенциалов3,4 и модуляции корковой возбудимости5.

И наоборот cathodal стимуляция вызывает ингибирование, что приводит к мембране гиперполяризации6. Гипотеза для этого механизма на основе физиологических выводов, где описывается ЦТД для модуляции частоты потенциал действия и продолжительности в нейрональных тела3. В частности этот эффект не напрямую вызывают потенциалы действия, хотя он может перейти порог деполяризации и содействовать или препятствовать нейронов стрельбы7. Эти контрастных эффекты мы продемонстрировали ранее. Например одна и cathodal стимуляции противоположные последствия условных реакций зарегистрировано активности через электромиографии в кроликов8. Однако исследования также показали, что пролонгированной стимуляции одна сессий может привести к снижению возбудимости увеличение cathodal токи могут привести к возбудимости, представляя самостоятельно контрастных эффекты3.

Как одна, так и cathodal стимулам агрегирования использование электродных пар. Например одна стимуляции, «активный» или «анод» электрода помещается над областью мозга для модуляции, тогда как «ссылка» или «катод» электрод расположен над регионом, где эффект тока предполагается незначительное9. В cathodal стимуляции перевернут расположения электродов. Интенсивность стимуляции для эффективного ЦТД зависит от текущей интенсивности и электрода аспекты, которые затрагивают электрического поля по-разному10. В наиболее опубликованных исследований, средняя интенсивность тока составляет 0,10 до 2.0 мА и 0,1 мА до 0,8 мА для человека и мышей, соответственно6,11. Хотя электродов размером 35 см2 обычно используется в организме человека, отсутствует надлежащее понимание относительно размеров электродов для грызунов и более тщательное расследование является необходимой6.

ЦТД было предложено в клинических исследованиях с попыткой предоставления альтернативного или дополнительного лечения для нескольких неврологических и нервно-психических расстройств11 таких как эпилепсия12, биполярное расстройство13, ход5 , майор14депрессии, болезни Альцгеймера15, рассеянный склероз16 и болезнь Паркинсона17. Несмотря на растущий интерес к ЦТД и его использование в клинических испытаний, подробные сотовых и молекулярных вызвали изменения в ткани мозга, короткие и долгосрочные последствия, а также поведенческих результатов, являются еще более глубоко быть расследовано18, 19. Поскольку прямой человека подход к тщательно изучить ЦТД не является жизнеспособным, использование ЦТД животной модели могут предложить ценную информацию в клеточном и молекулярном события, лежащие в основе терапевтические механизмы ЦТД благодаря доступности для ткани головного мозга животного.

Имеющиеся данные ограничены относительно ЦТД моделей мышей. Большинство сообщенных моделей используются различные разработке макетов, электрод размеры и материалы. Например, Винклер и др. (2017) имплантированных головы электрода (Ag/AgCl, 4 мм в диаметре), наполненный соленой и зафиксировал его череп с акриловой цемента и винты20. Отличается от нашего подхода, их груди электрод был имплантирован (платины, 20 x 1,5 мм). Nasehi и др. (2017) используется процедура очень похож на наш, хотя грудной электрод был сделан из солевых пропитанной губкой (углерода заполнены, 9,5 см2)21. Другое исследование имплантированных обоих электродов в голову животного, которое было достигнуто с помощью фиксированной пластин и охватывающих голова животного с дирижером гидрогеля22. Здесь мы описываем ЦТД мыши модель, которая использует хронически имплантированных электродов через простой хирургических процедур и ЦТД установки (рис. 1).

Protocol

Отдельно расположенный взрослых мужчин (8-12 недель) мышей C57BL/6 были использованы в этом эксперименте. Животные получили должного ухода до, во время и после экспериментальных процедур с пищей и водой ad libitum. Все процедуры были утверждены Комитетом животных этики из федерального унив?…

Representative Results

Хирургический протокол представлен долгосрочной стабильности имплантата для по крайней мере один месяц, без воспалительных сигналы на объекте стимулируется, ни любой другой нежелательный эффект. Все животные выжили хирургические процедуры и ЦТД сессий (n = 8). В этом э…

Discussion

В последние годы нейростимуляция методы ввода клинической практике как перспективный процедура для лечения нервно-психиатрическими расстройствами23. Чтобы уменьшить ограничения, налагаемые отсутствие знаний о механизмах нейростимуляция, мы представили здесь модель мыш…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим г-н Родриго де Соуза за помощь в поддержании мыши колоний. L.A.V.M-Докторантура научный накидки. Эта работа была поддержана Грант PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

Materials

BD Ultra-Fine 50U Syringe BD 10033430026 For intraperitonially injection.
Shaver (Philips Multigroom) Philips (Brazil) QG3340/16 For surgical site trimming.
Surgical Equipment
Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console KOPF 940 For animal surgical restriction and positioning.
Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars KOPF 922 For animal surgical restriction and positioning.
Cannula Holder KOPF 1766-AP For implant positioning.
Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand WPI PZMIII-BS For bregma localization and implant positioning.
Temperature Control System Model  KOPF TCAT-2LV For animal thermal control.
Cold Light Source  WPI WA-12633 For focal brightness
Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging VetEquip 901820 For isoflurane delivery and safety.
VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter VetEquip 931401 Delivery system safety measures. 
Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder KOPF 923-B For animal restriction and O2 and isoflurane delivery.
Oxygen regulator, E-cylinder  VetEquip 901305 For O2 regulation and delivery.
Oxygen hose – green  VetEquip 931503 For O2 and isoflurane delivery.
Infrared Sterilizer 800 ºC Marconi MA1201 For instrument sterilization.
Surgical Instruments
Fine Scissors – ToughCut Fine Science Tools 14058-11 For incision.
Surgical Hooks INJEX 1636 In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur.
Standard Tweezers or Forceps For skin grasping.
Surgical Consumables
Vetbond 3M SC-361931 For incision closing.
Cement and Catalyzer KIT (Duralay) Reliance 2OZ For implant fixation.
Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) JnJ 75U For surgical site antisepsis. 
24 Well Plate (Tissue Culture Plate) SARSTEDT 831,836 For cement preparation.
Application Brush parkell S286 For cement mixing and application.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P10160 For anesthesia induction.
Ketamine (DOPALEN 10%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P30101 For anesthesia induction.
Isoflurane (100%) Cristália (Brazil) 100ML For anesthesia maintenance.
Lidocaine (XYLESTESIN 5%) Cristal Pharma For post-surgical care.
Ketoprofen (PROFENID 100 mg) Sanofi Aventis 20ML For post-surgical care.
Ringer's Lactate Solution SANOBIOL LAB ############ For post-surgical care.
TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) Alcon 631 For eye lubrification and protection. 
Stimulation
Animal Transcranial Stimulator Soterix Medical 2100 For current generation.
Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) Soterix Medical 2100 Electrode support (Implant).
Pin-type electrode (Ag/AgCl) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Pin-type electrode cap Soterix Medical 2100 For implant protection.
Body Electrode (Ag/AgCl Coated) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Saline Solution (0.9%) FarmaX ############ Conducting medium for current delivery.
Standard Tweezers or Forceps For tDCS setup.
Real Time Polymerase Chain Reaction
BioRad CFX96 Real Time System BioRad C1000 For qPCR
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) BioRad 1725271 For qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 BioRad HSP9601 For qPCR
Microseal "B" seal pct c/ 100 BioRad MSB1001 For qPCR

References

  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer’s disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson’s disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).

Play Video

Cite This Article
de Souza Nicolau, E., de Alvarenga, K. A. F., Tenza-Ferrer, H., Nogueira, M. C. A., Rezende, F. D., Nicolau, N. F., Collodetti, M., de Miranda, D. M., Magno, L. A. V., Romano-Silva, M. A. Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice. J. Vis. Exp. (139), e58517, doi:10.3791/58517 (2018).

View Video