Summary

生物学的文化とワタアブラムシ neriiの遺伝子発現を測定を維持する: 植物・昆虫間の相互作用の非モデル系

Published: August 31, 2018
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Summary

アブラムシワタアブラムシ nerii付いているバシクルモン家族 (Apocyanaceae) で強く擁護した植物の定着植物昆虫の相互作用を研究する多くの機会を提供しています。ここでは、我々 の文化と生成分子の解析植物とアブラムシの保守のためのプロトコルのシリーズの紹介とA. nerii用プロファイルー データ。

Abstract

アブラムシは宿主植物と昆虫の相互作用をめぐる質問に共生の進化と polyphenisms の開発に至る生物の質問の様々 な優れた実験的モデルです。アブラムシ数種の遺伝子資源があり、非モデル生物のゲノムを欠いているに延長されるトランスクリプトーム研究次世代シーケンシングの進化により、です。さらに、アブラムシの文化はフィールドから収集し、生態学的な遺伝学の間のギャップを埋めるための生物・分子の実験で使用する実験室で飼育できます。最後に、多くのアブラムシは無性再現遺伝子型の比較を可能にする永久的な単為のライフ サイクルでの優先ホスト植物研究所で維持できます。ワタアブラムシ nerii、トウワタ キョウチクトウ アブラムシは、生物分子の実験を使用して有毒な植物と昆虫の相互作用を研究するようなの 1 つのモデルを提供します。世代と温室効果と研究所、DNA および RNA の抽出、マイクロ サテライト解析、 de novoトランスクリプトーム アセンブリおよび注釈、トランスクリプトーム発現の植物とアブラムシの文化の維持の方法分析、および特異的発現遺伝子の qPCR 検証は概説し、ここで説明します。

Introduction

アブラムシは、世界中の多様な植物家族の植民地 hemimetabolous、小さな昆虫です。最も特にから不足している栄養素を供給する酵母や細菌の共生とその偏栄養共生と離散 polyphenisms 循環単為生殖を含む複雑なライフ サイクルのいくつかの機能の独特であります。sap の1工場の彼らの食事療法。ほとんどアブラムシはホスト植物の専門家、いくつか種がどちらか直接にある作物で、かなりの経済ダメージを与える重要な作物害虫や病原体やウイルスを介して彼らはベクトル2。最初アブラムシにおけるゲノム学 2010 年エンドウ アブラムシエンドウヒゲナガアブラムシ3、パブリケーション アブラムシの生物学の研究で重要なマイルス トーンをマークは、昆虫のアドレス指定についての遺伝子資源を提供されているため良いコントロールの戦略4につながる可能性のあるものを含む、草食性のライフ スタイルに適応します。それ以来、追加ゲノム リソース大豆アブラムシワタアブラムシ グリシン5注釈ゲノムと別の 3 アブラムシ種 (モモアカアブラムシの公に利用可能な全ゲノム リソースのパブリケーションと蓄積してきたcerasi (ブラック チェリー アブラムシ)、モモアカアブラムシ(桃ジャガイモ アブラムシ)した padi (鳥チェリー エンバク アブラムシ)6。貴重なデ novoトランスクリプトーム リソースが他のアブラムシの数も利用可能 (e.g.,Aphis gossypii (綿アブラムシ)7, Sitobion 褐(穀物アブラムシ)8, Cinarapinitabulaeformis (松アブラムシ)9ワタアブラムシ nerii (トウワタ キョウチクトウ アブラムシ)10)。

アブラムシは植物11植物昆虫相互作用と生命の生態学の私達の理解に永続的な貢献をしたも。アブラムシが特に重要な貢献をした 1 つの領域は、宿主植物の化学生態学の私達の理解にあります。共同植物の防御、自分の選ぶも克服する植物の防御、およびいくつかの草食性昆虫表現多様な適応は利益12,13,14です。たとえば、トウワタ キョウチクトウ モモアカアブラムシ、ワタアブラムシ neriiは、明るい黄色、侵襲的なアブラムシ世界中の温帯、熱帯地域は、トウワタ家族 (キョウチクトウ科) 植物の定着です。キョウチクトウ科の植物は、乳状のラテックスとカチオン キャリア Na, K-atpase をバインドし、ジェネラ リスト草食動物15,に効果的な抑止力は、cardenolides として知られている強心配糖体などを含む、多様な化学防御を進化しています。16. トウワタ専門家エクスプレス、cardenolides に対する抵抗性のさまざまなモード、選択的または受動的蓄積や捕食を阻止するための手段としてまたは他の利点の17のための組織の cardenolides を変更あり。A. neriiはこの方法で cardenolides を隔離するメカニズムと機能上の利点のまま不明10,18です。

手で、ゲノム リソース、 A. neriiを提供します優れた実験モデル有毒な宿主植物との専門家の化学生態学的相互作用に関与する分子および遺伝のメカニズムの調査のため草食動物。A. nerii cardenolides19, その時以来の隔離に焦点を当てたの初期の研究のいくつか、 a. neriiの研究が広範な進化と生態学的な質問に洞察力を提供している注目に値する侵襲的な昆虫20と草食動物密度21のボトムアップとトップダウンの規則間の相互作用の遺伝的構造を含みます。A. neriiはこうして特に広範な昆虫植物相互作用の研究のための実験モデルとしての良い候補です。重要なA. neriiと任意の研究の成功に注意カルチャですアブラムシの植物のアブラムシが依存の文化を含む集団として高品質弔データの効率的な生成。私たちの目標は、両方を介してリーダーを指導することです。世代やメンテナンス、温室効果と研究所、DNA と RNA の抽出、マイクロ サテライト解析、 de novoトランスクリプトーム アセンブリおよび注釈、トランスクリプトームで植物とアブラムシの文化のための方法を以下に発現解析と qPCR 性遺伝子が発現。一方、これらのメソッドは、 A. neriiの書かれている、培養、抽出、および分析の一般的な方法をさまざまな種のアブラムシに拡張できます。

Protocol

1. 植物培養 任意の商用ベンダーから種子を購入または分野で成熟した植物から収集します。注: このプロトコルは、ほとんどの市販のトウワタ種 (例えば、トウワタ属 incarnata、 A. syriaca、 A. さんに感謝、 Gomphocarpus physocarpus) に適しています。冷たい成層をする必要がありますいくつかの種と種の製造者からの指示をチェックする必要があります。 …

Representative Results

植物の文化:種子は季節に応じて約 2 〜 4 週間の時間がかかります、大きく十分に鉢植え (図 1A)。再鉢植え苗は、アブラムシの文化 (図 1B) の最適なサイズに成長する別の 2 〜 4 週間かかります。 アブラムシ文化:大人A. nerii</e…

Discussion

長いこと、ディアボルスA. neriiパターンと植物の防御、特に化学隔離18,37への抵抗のメカニズムに洞察力を提供できるが認識されています。ゲノム リソースの数は、 A. nerii10, A. neriiを使用して、モデルとして生態学的機能のゲノム研究の新しい機会を提供するため最近浮上しています。アブラムシ、植物文化の…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

写真についてミシェル月 (ヴァンダービルト大学) に感謝したいと思います。PA と SSLB にヴァンダービルト大学提供のサポートは、地区ガバナーエレクト ・ 1445197 によってサポートされます。

Materials

Sun Gro Fafard Germination Mix Hummert International 10-0952-2
Sun Gro Fafard 3B/ Metro Mix Hummert International 10-0951-2
2x 4" Round Standard Pot Anderson Pots 1503
DreamTaq DNA Polymerase ThermoFisher Scientific EP0701
Trizol ThermoFisher Scientific 15596026
SuperScript® III First-Strand Synthesis kit ThermoFisher Scientific 18080051
Power SYBR Green PCR Master Mix ThermoFisher Scientific 4367659

References

  1. Brisson, J. A., Stern, D. L. The pea aphid, Acyrthosiphon pisum.: an emerging genomic model system for ecological, developmental and evolutionary studies. BioEssays. 28, 747-755 (2006).
  2. Dixon, A. F. G. . Aphid Ecology: An Optimization Approach. , (1985).
  3. Consortium, T. I. A. G. Genome Sequence of the Pea Aphid Acyrthosiphon pisum. PLoS Biology. , 1000313 (2010).
  4. Srinivasan, D. G., Brisson, J. A. Aphids: A Model for Polyphenism and Epigenetics. Genetics Research International. 2012, 1-12 (2012).
  5. Wenger, J. A., et al. Whole genome sequence of the soybean aphid, Aphis glycines. Insect Biochememistry and Molecular Biology. , 1-10 (2017).
  6. Li, Z. -. Q., et al. Ecological adaption analysis of the cotton aphid (Aphis gossypii) in different phenotypes by transcriptome comparison. PLoS ONE. 8, 83180 (2013).
  7. Wang, D., Liu, Q., Jones, H. D., Bruce, T., Xia, L. Comparative transcriptomic analyses revealed divergences of two agriculturally important aphid species. BMC Genomics. 15 (1), 1023-1024 (2014).
  8. Wu, S., et al. De novo characterization of the pine aphid Cinara pinitabulaeformis Zhang et Zhang transcriptome and analysis of genes relevant to pesticides. PLoS ONE. 12, 0178496-0178517 (2017).
  9. Birnbaum, S. S. L., Rinker, D. C., Gerardo, N. M., Abbot, P. Transcriptional profile and differential fitness in a specialist milkweed insect across host plants varying in toxicity. Molecular Ecology. , (2017).
  10. Dixon, A. F. G. . Insect Herbivore-Host Dynamics. , (2005).
  11. Goggin, F. L. Plant-aphid interactions: molecular and ecological perspectives. Current Opinion in Plant Biology. 10, 399-408 (2007).
  12. Will, T., Furch, A., Zimmermann, M. R. How phloem-feeding insects face the challenge of phloem-located defenses. Frontiers in Plant Science. 4, 1-12 (2013).
  13. Webster, B. The role of olfaction in aphid host location. Physiological Entomology. 37, 10-18 (2012).
  14. Agrawal, A. A., Petschenka, G., Bingham, R. A., Weber, M. G., Rasmann, S. Toxic cardenolides: chemical ecology and coevolution of specialized plant-herbivore interactions. New Phytologist. 194, 28-45 (2012).
  15. Dobler, S., Petschenka, G., Pankoke, H. Coping with toxic plant compounds- the insect’s perspective on iridoid glycosides and cardenolides. Phytochemistry. 72, 1593-1604 (2011).
  16. Opitz, S. E. W., Müller, C. Plant chemistry and insect sequestration. Chemoecology. 19, 117-154 (2009).
  17. Birnbaum, S. S. L., Abbot, P. Insect adaptations toward plant toxins in milkweed-herbivores systems – a review. Entomologia Experimentalis et Applicata. 58, 579-610 (2018).
  18. Rothschild, M., von Euw, J., Reichstein, T. Cardiac glycosides in the oleander aphid, Aphis nerii. Journal of Insect Physiology. 16, 1141-1145 (1970).
  19. Harrison, J. S., Mondor, E. B. Evidence for an invasive aphid ‘superclone’: extremely low genetic diversity in oleander aphid (Aphis nerii) populations in the southern United States. PLoS ONE. 6, 17524 (2011).
  20. Mooney, K. A., Halitschke, R., Kessler, A., Agrawal, A. A. Evolutionary trade-offs in plants mediate the strength of trophic cascades. Science. 327, 1642-1644 (2010).
  21. Grabherr, M. G., et al. Full-length transcriptome assembly from RNA-Seq data without a reference genome. Nature Biotechnology. 29, 644-652 (2011).
  22. Haas, B. J., et al. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-seq using the Trinity platform for reference generation and analysis. Nature Protocols. 8, 1494-1512 (2013).
  23. Finn, R. D., et al. The Pfam protein families database: towards a more sustainable future. Nucleic Acids Research. 44, 279-285 (2016).
  24. The UniProt Consortium. UniProt: the universal protein knowledgebase. Nucleic Acids Research. 45, 158-169 (2017).
  25. Johnson, M., et al. NCBI BLAST: a better web interface. Nucleic Acids Research. 1 (36), 5-9 (2008).
  26. Fu, L., Niu, B., Zhu, Z., Wu, S., Li, W. CD-HIT: accelerated for clustering the next generation sequencing data. Bioinformatics. 28 (23), 3150-3152 (2012).
  27. Simão, F. A., Waterhouse, R. M., Ioannidis, P., Kriventseva, E. V., Zdobnov, E. M. BUSCO: assessing genome assembly and annotation completeness with single-copy orthologs. Bioinformatics. 31, 3210-3212 (2015).
  28. Bolger, A. M., Lohse, M., Usadel, B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics. 30, 2114-2120 (2014).
  29. Langmead, B., Salzberg, S. L. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nature Methods. 9, 357-359 (2012).
  30. Li, H., et al. The Sequence Alignment/Map format and SAMtools. Bioinformatics. 25, 2078-2079 (2009).
  31. Love, M. I., Huber, W., Anders, S. Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biology. 15, 31 (2014).
  32. Rieu, I., Powers, S. J. Real-time quantitative RT-PCR: design, calculations, and statistics. Plant Cell. 21, 1031-1033 (2009).
  33. Malcolm, S. B. Chemical defence in chewing and sucking insect herbivores: plant-derived cardenolides in the monarch butterfly and oleander aphid. Chemoecology. 1, 12-21 (1990).
  34. Agrawal, A. A., Underwood, N., Stinchcombe, J. R. Intraspecific variation in the strength of density dependence in aphid populations. Ecological Entomology. 29, 521-526 (2004).
  35. Zehnder, C. B., Hunter, M. D. A comparison of maternal effects and current environment on vital rates of Aphis nerii, the milkweed-oleander aphid. Ecological Entomology. 32, 172-180 (2007).
  36. Hartbauer, M. Collective defense of Aphis nerii and Uroleucon hypochoeridis (Homoptera, Aphididae) against natural enemies. PLoS ONE. 5, 10417 (2010).

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Birnbaum, S. S., Rinker, D. C., Abbot, P. Maintaining Biological Cultures and Measuring Gene Expression in Aphis nerii: A Non-model System for Plant-insect Interactions. J. Vis. Exp. (138), e58044, doi:10.3791/58044 (2018).

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