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Bioengineering

Aorte abdominale Hydrogel imitant le tissu de fabrication fantômes pour Validation élastographie par ultrasons

Published: September 19, 2018
doi:
10.3791/57984
, , ,
1Division of Vascular Surgery,University of Rochester Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering,Rochester Institute of Technology, 3Department of Surgery,University of Rochester Medical Center

Summary

Nous décrivons ici une méthode pour fabriquer des fantômes anévrysmal, aortiques imitant le tissu pour l’utilisation en test élastographie par ultrasons. L’utilisation combinée de conception assistée par ordinateur (CAO) et 3 Dimensions (3D) impression techniques produits aortique fantômes à géométrie complexe, prévisible pour valider l’elastographic imaging algorithmes avec des expériences contrôlées.

Abstract

ELASTOGRAPHIE par ultrasons (US), ou l’imagerie d’élasticité, est complément d’imagerie technique qui utilise des images séquentielles d’US des tissus mous pour mesurer le mouvement du tissu et de déduire ou de quantifier les caractéristiques biomécaniques sous-jacents. Pour les anévrismes de l’aorte abdominales (AAA), les propriétés biomécaniques tels que les changements dans du tissu module d’élasticité et les estimations de la contrainte de tissu peuvent être indispensables pour l’évaluation de la nécessité de l’intervention chirurgicale. Anévrismes aortiques abdominaux U.S. ELASTOGRAPHIE pourrait être un outil utile pour suivre l’évolution de l’AAA et identifier les changements dans les propriétés biomécaniques caractéristiques des patients à haut risque.

Un objectif préliminaire à l’élaboration d’une technique d’élastographie AAA nous est la validation de la méthode en utilisant un modèle physique pertinent avec les propriétés des matériaux connues. Nous présentons un processus pour la production de fantômes de tissus imitant AAA avec géométries physiquement pertinentes et propriétés des matériaux dans l’espace modulées. Ces fantômes de tissus visent à imiter les propriétés US, module matériel et géométrie des anévrismes de l’aorte abdominales. Fantômes de tissus sont fabriqués à l’aide d’un cryogel d’alcool polyvinylique (PVA-c) et moulé à l’aide de pièces imprimées en 3D créés à l’aide de logiciels de conception (CAO) assistée par ordinateur. Le module des fantômes est contrôlé en modifiant la concentration de PVA-c et en changeant le nombre de cycles de gel-dégel utilisée pour polymériser le cryogel. Les fantômes de l’AAA sont reliées à une pompe hémodynamique, conçue pour déformer les fantômes avec la pression cyclique physiologique et s’écoule. Séquences d’image sonore ultra les fantômes déformant autorisés pour le calcul spatial de la souche de pression normalisée et l’identification des propriétés mécaniques de la paroi des vaisseaux. Des résultats représentatifs de la souche de pression normalisée sont présentés.

Introduction

Anévrismes de l’aorte abdominales (AAA) sont des élargissements focales de l’aorte qui se produisent préférentiellement près de la bifurcation aortique1. La cause exacte de la formation de AAA est inconnue, mais plusieurs théories suggèrent que la pathogénie est multifactorielle, avec des facteurs génétiques, comportementales, hémodynamiques et environnementaux contribuant2,3. Alors que le diagnostic d’un anévrisme de l’aorte abdominal peut être obtenu en utilisant des techniques d’imagerie non invasive, la prédiction du risque de rupture spécifique au patient n’est pas aussi précis4,5,6. La réparation chirurgicale peut réduire le risque de rupture de l’aorte, mais une réparation du dispositif de l’aorte comporte un taux élevé de morbidité et mortalité associés7. Pratiques chirurgicales actuelles utilisent les « critères de taille maximale », ou diamètre maximum absolu les anévrismes, pour prédire le risque d’un patient de rupture. Malheureusement, il a été clairement établi qu’un anévrisme se rompt encore ci-dessous, les tailles cliniquement acceptables pour la réparation chirurgicale, ce qui signifie que les patients avec un anévrisme taille comportent certains risque de rupture8,9, 10 , 11 , 12 , 13. en outre, il est connu que les rapports historiques de risque de rupture sont des estimations trop susceptibles du risque de rupture véritable, ce qui signifie que de nombreux patients sont exposés à un risque chirurgical sans avantage13. Une évaluation plus précise du risque spécifique au patient rupture est nécessaire pour aider à stratifier le rapport bénéfice-risque du patient de subir une réparation chirurgicale anévrisme.

Il a été démontré que la distribution des contraintes spatiales au sein d’un AAA est d’une importance cruciale pour déterminer le potentiel de rupture et peut être un meilleur indicateur que le diamètre maximum14,15,16,17 , 18. la plupart des récentes études qui examinent la mécanique de la rupture de l’AAA utilisent segmentés géométries de radiographies par tomodensitométrie (TDM) calculée et population moyenne des propriétés mécaniques du tissu aortique mesuré ex vivo. Modèles d’éléments finis (FE) sont ensuite utilisés pour prédire le navire mur souligne14,15,16,17,18. Toutefois, étant donné que les propriétés mécaniques sont déterminées après l’excision de tissu, on ignore si les modèles résultants décrivent avec précision les pressions en vivo spécifique au patient. Ces études généralement assument navire homogène des propriétés de matériau mur et ne tiennent pas compte de la structure très hétérogène de la paroi aortique et thrombus19,20,21,22 ,23,24,25.

L’imagerie élasticité axée sur l’échographie est utilisée cliniquement pour diagnostiquer et surveiller une variété de maladies pathologies26. Cette technologie fournit un moyen non invasif d’interroger les interactions physiques des tissus mous. Imagerie d’élasticité vasculaire aux États-Unis a été utilisé comme adjuvant imagerie modalité d’évaluation américaine clinique dans le dépistage et le suivi de l’AAAs. La combinaison de ces techniques fournit deux informations géométriques, comme diamètre et longueur, ainsi que des données mécaniques, comme la rigidité relative et de la variation de la rigidité. Tandis que plusieurs techniques d’imagerie de l’élasticité nécessitent une charge extérieure pour induire une déformation du tissu mesurables, le mouvement du tissu à mesurer ici est induit par des changements dans la pression aortique causée par le cœur battant. De nombreuses méthodes ont été publiées pour résoudre dans l’espace des champs de déformation en déformation des navires, toutefois, des études de validation de ces méthodes ont été limitées aux patients humains, des modèles animaux ou ex vivo des tissus échantillons27,28 ,29,30,31,32. A ce jour, peu de méthodes permettant de créations de géométries personnalisées avec les propriétés des matériaux dans l’espace varié27,29.

Nous présentons ici une méthode de fabrication nous compatibles, tissus imitant des fantômes qui peuvent être adaptés à une variété de géométries aortiques pertinentes et propriétés des matériaux pour la validation des techniques ELASTOGRAPHIE US. Bien que les groupes précédents ont été en mesure de concevoir des fantômes de géométrie complexe pour imiter les géométries de AAA à l’aide de 3D printing technology33,34, caoutchoucs imprimables sont connus pour avoir une forte atténuation aux Etats-Unis et n’ont pas de moyen à plus tard leur Propriétés des matériaux. Fantômes sont fabriqués à partir de cryogel d’alcool polyvinylique (PVA-c), qui a déjà été démontré que l’être idéal pour imiter les tissus vasculaires propriétés35. Ces fantômes peuvent être utilisés dans les Etats-Unis, résonance magnétique et elastographic d’imagerie36,37,38. La géométrie de l’anévrisme de l’aorte a été conçue de la même façon pour que le modèle de simulation créé par PRVD et al. 14. le navire a un diamètre nominal de 22,5 mm et possède un renflement anévrismal qui est renflement de 64 mm de long, 47 mm de diamètre et excentrique (β = 0,6)14 à la face antérieure du fantôme. La dernière section imite la bifurcation iliaque distale de diamètre de 15 mm. Le fantôme a été choisi pour avoir une épaisseur constante d’environ 5 mm. Raghavan et coll. ont signalé dans une petite étude que l’épaisseur de navire de AAA varie de 0,23-4,26 mm, avec une valeur médiane de 1,48 mm39. Une épaisseur nominale de navire sur l’extrémité la plus grande de ce spectre a été choisie ici pour la fabrication des préoccupations avec l’espoir que l’amélioration des techniques d’impression 3D améliorera l’épaisseur minimale de fantôme qui peut être moulé. Moules fantômes ont été conçus en dollars canadiens et sont 3D imprimées à l’aide de lampes à incandescence et des imprimantes disponibles dans le commerce.

Les moules sont injection remplis avec la solution de PVA-c et soumis à une série de cycles de gel/dégel (-20 ° C et + 20 ° C) à la réticulation du polymère de PVA-c et polymériser le gel. Le module d’élasticité de la PVA-c est contrôlé en modifiant la concentration de gel PVA-c ou le nombre de cycles de gel-dégel. La section anévrysmal du moule pour enlever de la lumière interne du vaisseau fantôme perte nécessaire. Cela a été accompli par l’utilisation d’un alcool polyvinylique, filament imprimante 3D (PVA). Bien que chimiquement semblable à la poudre de PVA-c, le filament PVA ne pas polymériser lorsque congelés et, à ce titre, peut être dissous dans l’eau après que le PVA-c a été fixé. Echantillon de moules sont imprimés pour créer des éprouvettes de traction essais, dans une configuration « dog bone », avec la même concentration de PVA-c. Ces moules subissent les mêmes cycles de gel/dégel et sont utilisés pour l’essai de traction pour mesurer indépendamment le module d’élasticité des sections fantômes. Un matériau de fond a été fabriqué avec le plus doux de PVA-c, faite pour simuler les tissus du rétropéritoine40,41. Cette toile de fond fantôme a été fabriqué comme un tube cylindrique axisymétrique homogène avec un diamètre intérieur de 4 cm, un diamètre extérieur de 16,5 cm et une longueur de 16,5 cm. Il a été fabriqué à partir d’une solution PVA de 5 % et soumis à un total de deux cycles de gel-dégel.

Les fantômes de AAA finales ont été placés dans le fantôme de l’arrière-plan et connecté, via les raccords pour tubes et brides de serrage, d’une pompe à eau hémodynamiques conçu pour déformer les fantômes avec flux cycliques physiologiques et des pressions. La vitesse de la pompe a été réglée pour délivrer environ 6-7 kPa pression légume sec à un taux d’environ 1 séquences image sonore Ultra Hz. les fantômes de déformation ont été recueillies, et la souche de pression normalisée a été calculée pour identifier les différences dans l’espace varié de propriétés mécaniques. Résultats représentatifs de la pression normalisée souche images au sein de la région de navire sont présentées. Les différences régionales croissantes dans la souche normalisée des fantômes hétérogènes plus rigides, par rapport à la phantom homogène, démontrent les différences dans la rigidité du bateau et notre capacité à le mesurer.

Protocol

1. Téléchargez les modèles STL de l’échange impression 3D de NIH Accédez à l’échange de l’impression 3D NIH (3dprint.nih.gov) et dans l’entrée de recherche tapez Simulé anévrismale aortique Phantom moule et appuyez sur la touche entrée. Dans la liste suivante retournée par la recherche, trouver le modèle « 3DPX-009210» et cliquez sur cette entrée. Cliquez sur le bouton Télécharger et ensuite cliquez sur le fichier Simulé anévrismale aortique Phantom Mold.zip dans la liste déroulante pour télécharger ce fichier. Double-cliquez sur le fichier téléchargé pour le décompresser et de stocker les fichiers (InnerDistSTL.stl, InnerProxSTL.stl, OuterAntSTL.stl, OuterPostSTL.stl, BackgroundMoldSTL.stl et SampleMoldSTL.stl) à l’ordinateur utilisé pour l’impression 3D en étapes 2.1-2,7.Remarque : On peut également télécharger chacun des fichiers répertoriés dans l’étape 1.4 séparément. 2. 3D impression de moules Ouvrez le logiciel d’interface imprimante 3D et utilisez le bouton Connect pour vous connecter à l’imprimante. Importez le fichier STL OuterAntSTL.stl (Figure 1a, bleu) dans le logiciel d’impression 3D. Dans le logiciel d’impression 3D, cliquez sur le bouton modifier et orienter la partie moule en cliquant sur le menu rotation , puis en cliquant sur les boutons X, You Z pour aligner l’axe parallèle au lit impression avec l’en dehors du moule face à l’impression lit. Cliquez sur le bouton Enregistrer et puis cliquez sur le bouton Imprimer et imprimer la partie de moule à l’aide de polylactique acide filament de plastique (PLA) sur une simple extrudeuse. Figure 1 : Représentation CAD des Phantom et de l’échantillon moules. (a) – images 3D (b) CAD de moule de bateau et l’orientation des pièces pour l’assemblage. Inscription entretoises (i), pins (ii), trous (iii) et l’orifice de remplissage sont indiquées. (c) dessin de lumière interne mettant en lumière les dimensions intérieure de navire. rendu (d) CAD des moules échantillon. rendu (e) CAD du moule fond fantôme. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Répétez l’étape 2.2 pour le fichier OuterPostSTL.stl (Figure 1a, rouge). Suivant le même processus de l’étape 2.2, importez le fichier STL InnerDistSTL.stl (Figure 1a, blanc) dans le logiciel d’impression 3D et cliquez sur le bouton « Edit » et dans la rotation menu cliquez sur le X, You Z de boutons d’aligner l’axe long perpendiculaire à l’impression lit et dont la contre-griffe (i) est en contact avec le lit de l’impression. Cliquez sur le bouton Enregistrer et puis cliquez sur le bouton Imprimer et imprimer la partie du moule à l’aide de filament en plastique PLA sur une extrudeuse simple.Remarque : N’imprimez pas cette partie avec la structure de soutènement. Faire le remplissage pas utiliser plus de 30 % pour cette partie imprimée. Importez le fichier STL SampleMoldSTL.stl (Figure 1d) dans le logiciel d’impression 3D. Cliquez sur le bouton modifier et dans le menu de la rotation , cliquez sur les boutons X, You Z pour aligner la partie telle que l’intérieur du moule soit vers le haut du lit impression. Cliquez sur le bouton Enregistrer et puis cliquez sur le bouton Imprimer et imprimer la partie du moule à l’aide de filament en plastique PLA sur une extrudeuse simple.Remarque : N’imprimez pas cette partie avec la structure de soutènement. Imprimer les moules 3 ou plus l’échantillon. Importez le fichier STL BackgroundMoldSTL.stl (Figure 1e) dans le logiciel d’impression 3D. Cliquez sur le bouton « Edit » et dans le menu de la rotation , cliquez sur les boutons X, You Z pour aligner la partie tel que le fond du moule (c’est-à-dire l’extrémité fermée du cylindre) est confrontée à l’impression lit. Cliquez sur le bouton Enregistrer et puis cliquez sur le bouton Imprimer et imprimer la partie du moule à l’aide de filament en plastique PLA sur une extrudeuse simple.Remarque : N’imprimez pas cette partie avec la structure de soutènement. Importez le fichier STL InnerDistSTL.stl (Figure 1a, jaune) dans le logiciel d’impression 3D. Cliquez sur le bouton «Edit» et dans le menu de la rotation , cliquez sur les boutons X, You Z pour aligner la partie tel que le grand axe est perpendiculaire au lit impression et goupilles d’enregistrement de bifurcation (i) sont confrontés à la imprimer le lit. Cliquez sur le bouton Enregistrer et puis cliquez sur le bouton Imprimer et imprimer la partie du moule à l’aide de polyvinyle filament de plastique acide (PVA) sur une simple extrudeuse. Retirez tout matériel de soutien des pièces imprimées 3D d’étapes 2.1-2,7 (Figure 2a).Remarque : Il n’est pas nécessaire d’enlever la structure de soutènement sur les parties du moule extérieur si elles n’interfèrent pas avec l’assemblage de moulage. Figure 2 : Vaisseau fantôme moule Assemblée et dernier navire fantôme. (a) le moule imprimé final de moules de lumière intérieure et extérieure. L’extrémité distale de la lumière interne imprimés en plastique soluble PVA et est attachée à l’extrémité proximale du moule lumière interne à l’aide de cire déformable. (b) le tube attaché à l’orifice d’injection de la moule de la lumière extérieure et la butée de la seringue. (c) le moule de la lumière interne après jet enduit de mastic souple. (d) Assemblée du côté des Ardennes la lumière extérieure moisissures et lumière interne avec PVA-c (teinté en rouge) ajouté pour les fantômes de l’anévrisme raide. e moule bateau pleine assemblés et fixés. (f) déformable cire appliquée aux veines du moule lumière extérieure pour éviter la fuite du moule PVA-c. (g) fantôme de PVA-c final après 5 cycles de gel/dégel et élimination du moule. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. 3. préparation de l’Hydrogel Mélanger 22,2 g de PVA-c poudre dans 200 mL d’eau du robinet (10 % en masse) dans un bécher en verre. Chauffer la solution à ébullition et remuer. Répétez cette étape jusqu’à ce que toute la poudre PVA est dissoute et la solution semble translucide. Suspendre 0,4 g de poudre de carbonate de calcium (0,2 % en masse) dans 10 mL d’eau et ajoutez à la solution du point 2.1 à agir en tant que diffuseurs de l’échographie. Mélanger soigneusement. Couvrir la solution et laisser refroidir à la température ambiante (RT).Remarque : Pour les phantoms homogènes passez à l’étape 3.5 Mélanger 17,6 g de poudre de PVA-c dans 100 mL d’eau du robinet (15 % en masse, ou comme vous le souhaitez) dans un bécher de verre distinctes. Chauffer la solution à ébullition et remuer. Répétez cette étape jusqu’à ce que toute la poudre PVA est dissoute et la solution semble translucide. Suspendre 0,4 g de poudre de carbonate de calcium (0,2 % en masse) dans 5 mL d’eau et ajoutez à la solution d’étape 2.3. Mélanger soigneusement. Couvrir la solution et laisser refroidir à la RT. Mélanger 183,7 g de poudre de PVA-c dans 3,5 L d’eau du robinet (5 % en masse) dans une grande casserole séparée. Porter la solution à ébullition et remuer. Retirer la casserole du feu dès que la poudre PVA est dissoute et la solution semble translucide. Suspendre les 7,4 g de poudre de carbonate de calcium (0,2 % en masse) dans 10 mL d’eau et ajoutez à la solution de 2,5 de l’étape. Mélanger soigneusement. Couvrir la solution et laisser refroidir à la RT. 4. montage de moules Fixer environ 100 mm du tuyau flexible à l’orifice d’injection de la moule de la lumière extérieure. À l’extrémité opposée du tuyau, fixer un robinet avec raccords seringue (Figure 2b). Alignez les encoches de l’enregistrement de la moule de la lumière interne et, à l’aide de cire déformable, respecter la partie bombée de navire du moule lumière interne à la partie de droite de navire du moule lumière interne. Dans un endroit bien aéré, appliquer une couche de spray flexible en caoutchouc sur l’extrémité anévrysmal de la moulure de la lumière interne pour empêcher l’hydrogel de dissoudre la partie du moule PVA pendant le processus de moulage (Figure 2c).Remarque : Pour fantômes homogènes, passez à l’étape 4.6. Avec le plus grand côté de la partie anévrysmal de la moule extérieur vers le bas, remplissez les Ardennes avec 15 mL de la solution créée aux étapes 3.3-3.4 (Figure 2b). Placez les pièces moule interne monté dans la partie du moule extérieur avant (Figure 2d). Utilisent des bandes de caoutchouc pour tenir la partie de la lumière interne en place.Remarque : Dans la Figure 2, PVA-c est teint en rouge pour la visibilité. Figer l’assemblage de moulage dans un congélateur à-20 ° C pendant 12 h et sortir du congélateur. Passez à l’étape 4.6 sans laisser la solution dans le dégel de l’Assemblée de moule. En attendant le moule de geler (étape 4.4), appliquez une quantité généreuse de cire déformable à la surface du dos d’un moule d’échantillon imprimé et la fixer à une feuille de plastique plat coupée à la taille minimale d’environ 100 mm par 60 mm de 10 mm (Figure 3a). Remplir l’espace entre le moule et la feuille de plastique avec la même solution PVA utilisée à l’étape 4.3. Congeler le moule de l’échantillon dans le même congélateur (-20 ° C) comme le moule bateau en étape 4.4. Figure 3 : Échantillon moule et échantillon Final et fond Phantoms. (a) serré moule d’échantillon et de la feuille en plastique transparent. PVA-c est coulé dans le moule de l’échantillon et les bulles d’air sont autorisés à faire surface. (b) PVA-c échantillon après cycles de gel/dégel final. installation d’imagerie expérimental (c) U.S. de fantôme attaché à pompe de simulateur et placé dans le fond c-PVA fantôme. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Assembler et fixer ensemble le moule bateau entier dans l’orientation illustrée dans la Figure 1a et 1 b (Figure 2e). Ligne les coutures des moules lampe externe à l’aide d’une cire déformable pour s’assurer que l’hydrogel ne fuit pas au cours de l’injection (Figure 2f). Remplir une seringue de 60 mL avec la solution de PVA-c faite aux étapes 3.1 et 3.2. Avec la fin de la bifurcation du moule vers le haut injecter la solution de PVA-c dans les bulles d’air en évitant moisissures Assemblée dans la solution injectée.Remarque : Si des fuites se produisent pendant l’injection, interrompre l’injection et zones perméables patch avec de la cire déformable. Répéter les injections de seringue jusqu’à ce que la solution de PVA-c remplit le moule. Permettre à la moisissure de s’asseoir pendant 30 min, en tapotant le moule délicatement toutes les 10 min pour permettre aux bulles d’air s’élever vers le haut du moule. Répéter l’injection seringue si nécessaire pour compléter le moule. Figer l’assemblage tout moule pendant 12 h et sortir du congélateur. Permettre l’assemblage de moulage décongeler à ta pendant 12 h. Alors qu’attend le moule de geler (étape 4.8), assembler et fixer un autre moule d’échantillon et plat en plastique feuille coupée comme décrit à l’étape 4.5 (Figure 3a). Remplir l’espace entre le moule et la feuille de plastique avec la même solution PVA utilisée dans l’étape 4.7. Congeler et décongeler le moule de l’échantillon dans le même congélateur (-20 ° C) et en même temps que les moisissures de navire étape 4.8 et l’échantillon de 4.5 étape. Congeler et décongeler le moule de bateau et les deux moules échantillon de mesures 4.5, 4.8 et 4.9 quatre fois plus, pour un total de cinq 24h – gel/dégel cycles. Après le cycle de gel/dégelth 5, supprimer les échantillons PVA-c de leurs moules (Figure 3b). Coupez tout excès cryogel des échantillons et entreposez-les dans un contenant scellé d’un 5 % de volume de la solution eau de Javel et d’eau à température ambiante. Retirer le récipient du PVA-c du moule de la lumière extérieure. Soigneusement séparer la partie de droite de navire du moule lumière interne de la partie anévrysmal et retirer le navire de PVA-c. Couper les entretoises d’enregistrement dès la fin de deux volets de la partie anévrysmal de la moule de la lumière interne pour exposer le filament PVA imprimé. Placer dans un bain-marie à RT pour dissoudre la partie anévrysmal de PVA.Remarque : Cela peut prendre 24 h ou plus, cependant, ajouter de l’eau chaude pour le bain peut accélérer le processus de dissolution. Après que dissolution et en supprimant le PVA imprimé partie d’à l’intérieur de la phantom navire, stocker le fantôme dans un récipient fermé de 5 % par volume de la solution eau de Javel et d’eau à température ambiante. Remplissez le moule de fond avec environ 3,3 L de la solution de PVA-c faite en étapes 3.5 et 3.6. Gel (-20 ° C) le moule de fond pendant 12 h et sortir du congélateur. Laisser le moule à décongeler à ta pendant 12 heures et répéter pour un total de 2 cycles de gel/dégel. En même temps comme étape 4.13, remplir un assemblage de moulage d’échantillon avec la même solution de PVA-c utilisé dans l’étape 4.13 et le mettre dans les mêmes échantillons de gel/dégel comme le moule de fond. Après le dégel du 2nd , retirer l’échantillon de fond et le fond fantôme de leurs moules et entreposez-les dans un contenant scellé d’un 5 % de volume de la solution eau de Javel et d’eau à température ambiante. 5. phantom et essai d’échantillon Placez le fantôme du navire et le fond fantôme dans un bain d’eau. Attacher la grande extrémité du navire à la sortie de l’hémodynamique eau pompe42,43 à l’aide de colliers de serrage de tuyau (Figure 3c). Placer le navire fantôme en arrière-plan fantôme et puis attacher les extrémités bifurquées du fantôme à l’entrée de la pompe hémodynamique à l’aide de colliers de tuyaux. Placer un cathéter de capteur de pression à l’état solide dans le système du navire et pompe près de l’entrée de la pompe hémodynamique. Faire fonctionner la pompe hémodynamique, tels que les pressions des déformations mur sont entre un minimum de 0 kPa et une maximale 7,5 kPa (Figure 4a). Figure 4 : Protocole d’imagerie. (a) profil de pression mesurée lors de l’installation d’imagerie fantôme. (b) une image représentative de B-mode du fantôme à la pression minimale. (c) B mode de pression maximale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Utiliser un système d’échographie (US) et un transducteur convexe avec une fréquence d’environ 5 MHz pour recueillir les Images nous les fantômes de fond et le navire en coupe transversale à l’endroit où le diamètre du vaisseau maximale (Figure 4b et 4c de ). Enregistrer les données de pression à l’aide d’un système d’acquisition numérique (Figure 4a).Remarque : Les détails permettant d’effectuer l’acquisition de l’image dans cette étape se trouvent en Mix et al.,44. Obtenir les estimations de déplacement en utilisant une technique fondé sur l’enregistrement d’image non rigides, tel que décrit dans le Mix et al. 44. partir des mesures du déplacement à deux dimensions (2D) champui(x), calculer le champ de tenseur de déformation 2D (εij(x)) en évaluant la partie symétrique du gradient de le champ de déplacement : Puis, calculez la déformation principale maximale (εp) comme la principale composante maximale du champ de tenseur de déformation à l’aide de l’équation suivante : Enfin, déterminer le cadre de la souche principale à la pression de crête et de diviser ce champ de tenseur de déformation par différence dans le cathéter maximal et minimal mesurées de pression (Figure 4a), ou la pression différentielle (PP), à résolue spatialement pression normalisée souche principe (εp/PP). Figure 5 : Pression normalisée souche Images. Des images représentatives de la pression in%/kPa souche normalisée (εp/PP) mesurée à bord du navire pour les 10 % homogènes de masse navire fantôme (a) et les fantômes hétérogènes avec 15 % de la masse (b), 20 % en masse et 25 % en masse antérieur anévrysmal section (en haut du navire). Ce chiffre a été modifié par Mix et al. 44. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Representative Results

Images de mode B représentant le navire imitant les fantômes sont indiqués pour les pressions minimales et maximales mesurées par le cathéter (Figure 4b et 4C, respectivement). La in%/kPa pression normalisée souche (εp/PP) s’affiche pour quatre fantômes fabriqués différents (Figure 5). Figure 5 une montre la souche normalisées pression mesurée dans un fantôme homogène fabriqué avec un 10 % en masse de la solution de PVA-c. Le ratio de la souche moyenne mesurée dans le quart postérieur (bas de l’image) du fantôme à la souche moyenne du trimestre antérieur (haut de l’image) était de 0,92. Figure 5 b indique εp/PP pour un fantôme où la section anévrysmal du fantôme a été fabriquée avec un 15 % de solution de masse PVA-c et le reste du fantôme a été effectuée à l’aide de 10 % en masse PVA-c. Le rapport postérieur à la souche antérieure de ce fantôme s’est avéré 1,87. Figure 5 c indique εp/PP pour le fantôme hétérogène avec 20 masse PVA-c, avec un postérieur à anisotropie antérieure de 4,23 %. Figure 5 d indique εp/PP pour le fantôme hétérogène avec 25 % de la masse PVA-c, avec un postérieur à anisotropie antérieure de 7.37. Les résultats présentés ici montrent que des fantômes aortiques abdominales ont été créés avec des géométries complexes et la variées spatiale des propriétés matérielles. Conception des géométries fantômes ont été, ou plus précisément, les moules fantômes ont été effectuées à l’aide de logiciels qui facilite les modifications de géométrie fantôme (Figure 1a et 1 b). Moules peuvent être facilement 3D imprimés et assemblés et géométries complexes moule peuvent être imprimés à l’aide de filament PVA et cire perdue supprimée, comme techniques de moulage. Les fantômes de navire final peuvent être pressurisés dynamiquement et sont stables dans des charges importantes (Figure 4a). Fantômes sont compatibles avec des ultrasons d’imagerie (Figure 4b et 4C) et ont des propriétés des matériaux imitant la rigidité aortique abdominale. Les variations dans les ratios de souche dans l’antéro-postérieures régions des images souche démontrent que les régions ont des propriétés matérielles différentes (Figure 5) et la mécanique des tests indépendants sur des échantillons de quantifier les valeurs exactes de leurs modules de cisaillement respectifs.

Discussion

Cet article présente une technique pour fabriquer des tissus imitant des fantômes pour le test élastographie ou élasticité algorithmes d’imagerie. L’utilisation combinée de CAD et l’impression 3D permet de conception efficace aortique fantômes imitant avec des géométries complexes, au-delà des fantômes tubulaires, y compris les renflements anévrismale. La création du fantôme se faite en 4 étapes ; 1 conception de la géométrie fantôme, 2) impression des pièces moule fantôme, 3) mélange des solutions cryogel qui imitent en fin de compte les ultrasons caractéristiques et propriétés mécaniques des vaisseaux fantômes ainsi 4) coulée/injection du cryogel solution dans le moule, définissant le PVA-c avec des cycles de gel-dégel et l’enlèvement du fantôme du moule. L’utilisation de la CAO dans la dans la conception des moules obtenus à l’étape 1 permet un moyen simple de modifier précisément la géométrie des fantômes. Impression des pièces moule actuellement prend environ 5 à 8 h selon la taille de l’impression et donc peut être facilement faite des modifications répétées pour les moules.

À l’étape 3, les solutions cryogel sont créées pour imiter le navire, l’anévrisme et fond de tissu avec les particules de carbonate de calcium, imitant le scatter US du tissu. Les solutions cryogel doivent être agitées avant l’utilisation si les particules de calcium sont déposent dans le mélange. La concentration exacte du mélange de la cryogel permettra de déterminer les propriétés mécaniques finales des fantômes. Ainsi, il est important de créer les échantillons indépendants de chacune des solutions utilisées dans le vaisseau fantôme et l’arrière-plan. Bien que ne faisant pas partie du protocole ici, des mesures indépendantes du module d’élasticité de l’échantillon doivent être obtenus en utilisant les essais de tension uniaxiale. Indépendante des essais mécaniques des échantillons PVA-c pour les 10 %, 15 %, 20 % et 25 % fantômes créés dans les résultats représentatifs avaient mesuré module de cisaillement de 17,4 ± 1,0 kPa, 48,3 ± 5,7 kPa, 95,1 ± 0,4 kPa et 170.0 ± 4,1 kPa, respectivement.

Étape 4 est l’étape la plus importante dans la création de ces fantômes. Bien que les goupilles d’inscriptions sont en place pour maintenir les pièces de la moule dans leur position correcte par rapport aux autres, il est important de veiller à ce que le moule ne distinguent pas les parties durant le processus de moulage. Ainsi, l’utilisation de la pince pour tenir le moule. La considération la plus importante de l’étape 4 est de minimiser les bulles d’air piégées dans le moule avant le premier cycle de gel-dégel. Il est souvent utile de démonter un côté du moule externe et d’inspecter le fantôme après le premier gel-dégel cycle pour s’assurer elle formée correctement. Cela peut économiser le temps perdu en mettant un fantôme « mauvais » par le biais de cycles supplémentaires. Une fois que le fantôme a été retiré du moule entièrement, il peut être stocké dans l’eau pendant plusieurs semaines avec l’utilisation continue.

Les fantômes de PVA-c mis au point dans ce travail ont été créés afin de reproduire précisément la rigidité ultrasonique et matérielle du tissu aortique. L’utilisation d’alcool polyvinylique cryogel permet un large éventail de rigidité mécanique possible, imite mieux les propriétés matérielles changeantes de tissu aortique par rapport au caoutchouc plus comme matériaux33,34. En outre, l’utilisation d’hydrogel et moulage capte mieux les propriétés acoustiques du caoutchouc coulé ou imprimés directement 3D33,45. Quelques bulles d’air peuvent se retrouvent piégés dans nos moules avant le premier cycle de gel-dégel. Cela peut faire apparaître des intervalles dans le fantôme et conduire à la faiblesse importante ou des artéfacts acoustiques. Ainsi, il est recommandé d’inspecter les fantômes hors du moule après le premier gel-dégel afin de déterminer si le processus doit être redémarré. En outre, les auteurs ont trouvé que le moule interne peut parfois changer au cours de la congélation de la portion anévrismale des fantômes. Dans ce cas, une modification dudit protocole serait de créer une pièce 3D imprimée ou autrement conçue, pour tenir fermement le moule de la lumière interne au moule externe antérieure au cours de la congélation de la présente section. Les auteurs ont trouvé qu’en utilisant le côté postérieur de la moule extérieur et une entretoise de 5 mm entre le moule extérieur postérieur et le moule interne fonctionne bien à cette fin.

Le fantôme développé ici est idéal pour l’étude de l’influence des variations de diamètre anévrysmal et épaisseur luminale, voire la présence de thrombus dans les tissus en éditant les fichiers originaux de CAD. Toutefois, les travaux antérieurs ont montré aussi que cette technique de fabrication peut être modifiée pour produire des géométries fantômes spécifiques au patient en utilisant les images de tomographie par ordinateur et logiciel de segmentation, plutôt que de conception CAO, la 3D pour créer imprimé moules fantômes 44. les résultats présentés ici montrent que l’algorithme a été en mesure de visualiser les variations manufacturées dans les propriétés mécaniques des sections fantômes. Il est à noter que bien que ces fantômes ont été utilisés pour tester des techniques d’imagerie basée aux Etats-Unis, ils sont également compatibles avec la résonance magnétique et la tomographie par ordinateur, systèmes d’imagerie et qu’ils peuvent aussi être utilisés au-delà de l’objectif d’élasticité d’imagerie, pour une large gamme de modalités et de nouvelles techniques d’imagerie.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par le Centre National pour faire progresser des Sciences translationnelle de la National Institutes of Health, par le biais de prix no UL1 TR000042 et le National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering des instituts nationaux de la santé par le biais de prix no R21 EB018432.

Materials

PLA filament MatterHackers, MatterHackers.com MEEDKTKU
PVA filament MatterHackers, MatterHackers.com M4MJTECR
LeakSeal RPM International Inc., Rustoleum.com 265495
Polyvinyl alcohol powder (Elvanol 71-30) DowDuPont Inc., ChemistryStore.com SKU: 81015
Calcium Carbonate Powder greenwaybiotech.com via amazon.com Amazon: B00HFFCBYQ
Tacky Wax bards.com via amazon.com Bards: BB759
Amazon: B016KBDYRS
Rostock max 3D Printer SeeMeCNC, seemecnc.com SKU: 84459
Onshape CAD software OnShape, onshape.com
Mattercontrol printer software MatterHackers, MatterHackers.com
Mikro-Cath pressure catheter and device Millar, Inc., millar.com 4501016/B
BNC digital acquisition National Instruments Corporation, ni.com NI USB-6251 BNC
clear cast acrylic sheet mcmaster-carr Supply Company, mcmaster.com 8560K274
Cole-Parmer Stopcocks with Luer Connections; 3-way; male lock, Non-sterile Cole-Parmer, coleparmer.com EW-30600-02
BD Disposable Syringes (60 mL, Luer lock) Cole-Parmer, coleparmer.com EW-07945-28
6 Inch Ratchet Bar Clamp / 12 Inch Spreader Tekton, Inc., www.tekton.com 39181
Tygon PVC Clear Tubing mcmaster-carr Supply Company, mcmaster.com 6516T53
MTS Qtest Q/5 MTS Systems Corperation, www.mts.com 4501016
MTS 5N Load Cell MTS Systems Corperation, www.mts.com 4501016/B
Abaqus FEA Dassault Systèmes, 3ds.com
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References

  1. Taylor, S. M. The Juxtarenal Abdominal Aortic Aneurysm. Archives of Surgery. 129 (7), 734-734 (1994).
  2. Nevitt, M. P., Ballard, D. J., Hallett, J. W. Prognosis of Abdominal Aortic Aneurysms. The New England Journal of Medicine. 321 (15), 1009-1014 (1989).
  3. Crane, C. Arteriosclerotic Aneurysm of the Abdominal Aorta. The New England Journal of Medicine. 253 (22), 954-958 (1955).
  4. IMPROVE Trial Investigators. Endovascular or open repair strategy for ruptured abdominal aortic aneurysm: 30-day outcomes from IMPROVE randomised trial. British Medical Journal. 348, 7661 (2014).
  5. Robinson, W. P., et al. Endovascular repair of ruptured abdominal aortic aneurysms does not reduce later mortality compared with open repair. Journal of Vascular Surgery. 63 (3), 617-624 (2016).
  6. Starnes, B. W., et al. Management of ruptured abdominal aortic aneurysm in the endovascular era. Journal of Vascular Surgery. 51 (1), 9-18 (2010).
  7. Schermerhorn, M. L., et al. Endovascular vs. Open Repair of Abdominal Aortic Aneurysms in the Medicare Population. The New England Journal of Medicine. 358 (5), 464-474 (2008).
  8. Darling, R. C., et al. Autopsy study of unoperated abdominal aortic aneurysms. The case for early. Circulation. 56, 161-164 (1977).
  9. Szilagyi, D. E., Smith, R. F., DeRusso, F. J., Elliott, J. P., Sherrin, F. W. Contribution of abdominal aortic aneurysmectomy to prolongation of life. Annals of Surgery. 164 (4), 678-699 (1966).
  10. Skibba, A. A., et al. Reconsidering gender relative to risk of rupture in the contemporary management of abdominal aortic aneurysms. Journal of Vascular Surgery. 62 (6), 1429-1436 (2015).
  11. Parkinson, F., et al. Rupture rates of untreated large abdominal aortic aneurysms in patients unfit for elective repair. Journal of Vascular Surgery. 61 (6), 1606-1612 (2015).
  12. Grant, S. W. W., et al. Calculating when elective abdominal aortic aneurysm repair improves survival for individual patients: development of the Aneurysm Repair Decision Aid and economic evaluation. Health technology assessment. 19 (32), 1-154 (2015).
  13. Lederle, F. a., et al. Rupture rate of large abdominal aortic aneurysms in patients refusing or unfit for elective repair. JAMA: the journal of the American Medical Association. 287 (22), 2968-2972 (2002).
  14. Vorp, D. A., Raghavan, M. L. L., Webster, M. W. Mechanical wall stress in abdominal aortic aneurysm: Influence of diameter and asymmetry. Journal of Vascular Surgery. 27 (4), 632-639 (1998).
  15. Vande Geest, J. P., et al. Towards a noninvasive method for determination of patient-specific wall strength distribution in abdominal aortic aneurysms. Annals of Biomedical Engineering. 34 (7), 1098-1106 (2006).
  16. Stringfellow, M. M., Lawrence, P. F., Stringfellow, R. G. The influence of aorta-aneurysm geometry upon stress in the aneurysm wall. Journal of Surgical Research. 42 (4), 425-433 (1987).
  17. Maier, A., et al. A comparison of diameter, wall stress, and rupture potential index for abdominal aortic aneurysm rupture risk prediction. Annals of Biomedical Engineering. 38 (10), 3124-3134 (2010).
  18. Raghavan, M. L. L., Vorp, D. A., Federle, M. P., Makaroun, M. S., Webster, M. W. Wall stress distribution on three-dimensionally reconstructed models of human abdominal aortic aneurysm. Journal of Vascular Surgery. 31 (4), 760-769 (2000).
  19. Di Martino, E. S., et al. Biomechanical properties of ruptured versus electively repaired abdominal aortic aneurysm wall tissue. Journal of Vascular Surgery. 43 (3), 570-576 (2006).
  20. Gasser, T. C., Ogden, R. W., Holzapfel, G. a. Hyperelastic modelling of arterial layers with distributed collagen fibre orientations. Journal of the Royal Society, Interface / the Royal Society. 3 (6), 15-35 (2006).
  21. Ruddy, J. M., Jones, J. A., Spinale, F. G., Ikonomidis, J. S. Regional heterogeneity within the aorta: Relevance to aneurysm disease. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 136 (5), 1123-1130 (2008).
  22. Raut, S. S., Chandra, S., Shum, J., Finol, E. A. The role of geometric and biomechanical factors in abdominal aortic aneurysm rupture risk assessment. Annals of Biomedical Engineering. 41 (7), 1459-1477 (2013).
  23. Tavares Monteiro, J. A., et al. Histologic, histochemical, and biomechanical properties of fragments isolated from the anterior wall of abdominal aortic aneurysms. Journal of Vascular Surgery. 59 (5), (2014).
  24. Vallabhaneni, S. R., et al. Heterogeneity of tensile strength and matrix metalloproteinase activity in the wall of abdominal aortic aneurysms. Journal of endovascular therapy: an official journal of the International Society of Endovascular Specialists. 11 (4), 494-502 (2004).
  25. Zou, Y., Zhang, Y. Mechanical evaluation of decellularized porcine thoracic aorta. The Journal of Surgical Research. 175 (2), 359-368 (2012).
  26. Ophir, J., et al. Elastography: Imaging the elastic properties of soft tissues with ultrasound. Journal of Medical Ultrasonics. 29 (4), 155-171 (2002).
  27. Lopata, R. G. P., et al. Performance evaluation of methods for two-dimensional displacement and strain estimation using ultrasound radio frequency data. Ultrasound in Medicine and Biology. 35 (5), 796-812 (2009).
  28. Fromageau, J., et al. . Ultrasonics Symposium, 2005 IEEE. , 257-260 (2005).
  29. Lopata, R. G. P., et al. Vascular elastography: A validation study. Ultrasound in Medicine and Biology. 40 (8), 1882-1895 (2014).
  30. Mascarenhas, E. J. S., et al. Assessment of mechanical properties of porcine aortas under physiological loading conditions using vascular elastography. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 59, 185-196 (2016).
  31. Brekken, R., et al. Strain estimation in abdominal aortic aneurysms from 2-D ultrasound. Ultrasound in Medicine and Biology. 32 (1), 33-42 (2006).
  32. Vonk, T., Nguyen, V., Schurink, G., van de Vosse, F., Lopata, R. . Ultrasonics Symposium (IUS), 2014 IEEE International. , 9-12 (2014).
  33. Cloonan, A. J., et al. 3D-Printed Tissue-Mimicking Phantoms for Medical Imaging and Computational Validation Applications. 3D Printing and Additive Manufacturing. 1 (1), 14-23 (2014).
  34. Doyle, B. J., et al. Experimental modelling of aortic aneurysms: novel applications of silicone rubbers. Medical Engineering and Physics. 31 (8), 1002-1012 (2009).
  35. Zell, K., Sperl, J., Vogel, M., Niessner, R., Haisch, C. Acoustical properties of selected tissue phantom materials for ultrasound imaging. Physics in Medicine and Biology. 52 (20), 475 (2007).
  36. Surry, K., Austin, H., Fenster, A., Peters, T. Poly (vinyl alcohol) cryogel phantoms for use in ultrasound and MR imaging. Physics in Medicine and Biology. 49 (24), 5529 (2004).
  37. Chu, K. C., Rutt, B. K. Polyvinyl alcohol cryogel: An ideal phantom material for MR studies of arterial flow and elasticity. Magnetic Resonance in Medicine. 37 (2), 314-319 (1997).
  38. Richards, M. S., et al. Investigating the impact of spatial priors on the performance of model-based IVUS elastography. Physics in Medicine and Biology. 56 (22), 7223-7246 (2011).
  39. Raghavan, M. L., et al. Regional distribution of wall thickness and failure properties of human abdominal aortic aneurysm. Journal of Biomechanics. 39 (16), 3010-3016 (2006).
  40. Farsad, M., Zeinali-Davarani, S., Choi, J., Baek, S. Computational Growth and Remodeling of Abdominal Aortic Aneurysms Constrained by the Spine. Journal of Biomechanical Engineering. , (2015).
  41. Kim, J., Peruski, B., Hunley, C., Kwon, S., Baek, S. Influence of surrounding tissues on biomechanics of aortic wall. International Journal of Experimental and Computational Biomechanics. 2 (2), 105-117 (2013).
  42. Lillie, J. S., et al. Pulse Wave Velocity Prediction and Compliance Assessment in Elastic Arterial Segments. Cardiovascular Engineering and Technology. 6 (1), 49-58 (2015).
  43. Varble, N., et al. In vitro hemodynamic model of the arm arteriovenous circulation to study hemodynamics of native arteriovenous fistula and the distal revascularization and interval ligation procedure. Journal of Vascular Surgery. 59 (5), 1410-1417 (2014).
  44. Mix, D. S., et al. Detecting Regional Stiffness Changes in Aortic Aneurysmal Geometries Using Pressure-Normalized Strain. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (10), 2372-2394 (2017).
  45. Browne, J., Ramnarine, K., Watson, A., Hoskins, P. Assessment of the acoustic properties of common tissue-mimicking test phantoms. Ultrasound in Medicine and Biology. 29 (7), 1053-1060 (2003).

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Mix, D. S., Stoner, M. C., Day, S. W., Richards, M. S. Manufacturing Abdominal Aorta Hydrogel Tissue-Mimicking Phantoms for Ultrasound Elastography Validation. J. Vis. Exp. (139), e57984, doi:10.3791/57984 (2018).
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