Summary

Une méthode Invasive pour l’Activation du Gyrus denté souris par Stimulation haute fréquence

Published: June 02, 2018
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Summary

Ce protocole indique comment mettre en place une méthode fiable de HFS chez la souris. Neurones dans l’hippocampe gyrus denté sont stimulés électriquement par HFS directement et indirectement in vivo. L’activité neuronale et la signalisation moléculaire sont examinés par c-fos et immunofluorescence Notch1, respectivement ; neurogenèse est quantifiée par la bromodéoxyuridine dosage d’étiquetage.

Abstract

Stimulation électrique de haute fréquence (HFS), utilisant des électrodes implantées, ciblant les différentes régions du cerveau, s’est avérée comme un traitement efficace pour divers troubles neurologiques et psychiatriques. HFS dans la région profonde du cerveau, également appelée stimulation profonde du cerveau (DBS), devient de plus en plus important dans les essais cliniques. Les progrès récents dans le domaine de la chirurgie de haute fréquence DBS (HF-DBS) a commencé à se répandre la possibilité d’utiliser cette technique invasive à d’autres situations, telles que le traitement pour la maladie de dépression majeure (MDD), les troubles obsessionnels compulsifs (TOC) et donc sur.

Malgré ces indications en expansion, les mécanismes sous-jacents des effets bénéfiques du HF-DBS restent énigmatiques. Pour répondre à cette question, une approche consiste à utiliser implanté des électrodes qui activent peu distribué des sous-populations de neurones par HFS. Il a été signalé que HFS dans le noyau antérieur du thalamus pourrait être utilisé pour le traitement de l’épilepsie réfractaire à la clinique. Les mécanismes sous-jacents pourraient être liées à la neurogenèse accrue et modifié l’activité neuronale. Par conséquent, nous sommes intéressés à explorer les altérations physiologiques de la détection de l’activité neuronale, mais aussi la neurogenèse dans le gyrus denté de souris (DG) avant et après traitement de HFS.

Dans ce manuscrit, les auteurs décrivent les méthodologies pour HFS cibler l’activation de la DG chez la souris, directement ou indirectement et de façon aiguë ou chronique. En outre, les auteurs décrivent un protocole détaillé pour la préparation des coupes de cerveau de c-fos et Notch1 immunofluorescence souillant pour surveiller l’activité neuronale et activation de la signalisation et de bromodéoxyuridine (BrdU) étiquetage afin de déterminer la neurogenèse après l’induction HF-DBS. L’activation de l’activité neuronale et la neurogenèse après le traitement HF-DBS fournit une preuve directe neurobiologique et bénéfices thérapeutiques potentiels. En particulier, cette méthodologie peut être modifiée et appliquée pour cibler d’autres régions du cerveau concernées telles que les noyaux gris centraux et subthalamique régions pour les troubles spécifiques du cerveau à la clinique.

Introduction

HF-DBS est une technologie de neurochirurgie pour la stimulation électrique dans le cerveau, qui s’est développée depuis les années 18701. Dans les années 1980, HFS servit tout d’abord une intervention thérapeutique potentielle pour la maladie de Parkinson et troubles de l’autre mouvement2. Dans les dernières décennies, HF-DBS a été plus largement utilisé dans le traitement des troubles du cerveau qui sont actuellement impossibles à traiter par une stratégie thérapeutique traditionnelle. En particulier, en raison de l’amélioration de la précision de l’électrode HFS, les résultats très efficaces et des effets secondaires minimes, le nombre de troubles du cerveau traitée par HF-DBS a considérablement augmenté au cours des dernières décennies3,4, 5. Par exemple, HF-DBS a été approuvé par la US Food and Drug Administration (FDA) pour le traitement de la maladie de Parkinson (MP), démence de type Alzheimer, tremblement essentiel et d’autres types de mouvement troubles2,6, 7. dans les patients Parkinsoniens, le médicament dopaminergique est réduit jusqu’à 50 % au cours de la HF-DBS8. En plus de la réussite du traitement des troubles du mouvement, HF-DBS a également démontré ses effets puissants dans le traitement des maladies psychiatriques dans la clinique et pour l’augmentation des cognitive comme bien2,9, 10 , 11. il convient de noter que la recherche de HFS pour le traitement d’autres troubles psychiatriques sont à divers stades, offrant très prometteur pour les patients de12.

Bien que plusieurs études ont démontré qu’une focale HFS a des effets les et distants dans tout le cerveau13, les mécanismes neurologiques et moléculaires des effets demeurent insaisissables2,14. Dans la clinique, thérapeutique HF-DBS est généralement appliquée de manière à long terme pour le traitement de la maladie de Parkinson et de douleurs chroniques, etc. que beaucoup d’opinions est déclenchés pour expliquer l’amélioration produite par un traitement HF-DBS, parmi laquelle une possibilité que le courant HFS module l’activité du réseau neuronal, probablement par une dépolarisation répétitive des axones dans le voisinage de l’électrode implantée de HFS. Ou, HF-DBS peuvent modifier le taux de décharge des neurones de sortie et les cibles projetées. Aussi, HF-DBS peut conduire à des changements de synaptiques à long terme, y compris la potentialisation à long terme (LTP) et dépression à long terme (DLT), qui peuvent contribuer à une amélioration symptomatique. Jusqu’à présent, on ignore encore si HFS influences principaux événements moléculaires qui régulent les cellulaires traite tel comme in vivode la neurogenèse adulte. Plusieurs lignes des études ont démontré que HFS chez les rongeurs pouvaient imiter des réponses neurones similaires de clinique appliquée DBS15,16. Pour comprendre les mécanismes cellulaires sous-jacents du HF-DBS, dans cette étude, nous tout d’abord mis en place un en vivo méthodologie HFS chez la souris dans un aigu (un jour) ou de manière chronique (cinq jours). Deuxièmement, nous avons mis en place une méthodologie d’analyse par activation pour déterminer la modification de l’activité neuronale et la neurogenèse après une livraison HF-DBS.

Étant donné que la production neuronale de cellules souches neuronales est abondante durant le développement embryonnaire mais continue tout au long de la vie d’adulte, la zone subgranulaire hippocampe est l’un des principaux domaines où la neurogenèse se produit. Le processus de neurogenèse est influencé par de nombreux facteurs physiologiques et pathologiques. Dans certains cas d’épilepsie, la neurogenèse hippocampique est considérablement diminuée de17,18. En outre, une thérapie par électrochocs unique pouvant accroître considérablement la production neuronale dans le gyrus denté19. Ces observations suggèrent que l’activité électrophysiologique joue un rôle essentiel dans la régulation de la neurogenèse adulte et la plasticité synaptique dans les neurones de l’hippocampe. Par conséquent, pour démontrer davantage les effets du HF-DBS sur l’activité neuronale et la neurogenèse, nous avons tout d’abord effectuer un dosage immuno-coloration de la gène (IEG) début immédiat c-fos qui est un marqueur connu de l’activité neuronale à court terme résultant de 20de l’expérience. Signalisation Notch1 est également détectée pour contrôler l’activation de signalisation après les HFS livraison21,22. En outre, nous détectons également la production neuronale par un BrdU étiquetage analyse après l’induction HF-DBS de diverses manières, mais BrdU coloration peut également être un marqueur pour gliogenesis.

Dans la présente étude, deux méthodes HFS sont adaptés pour cibler l’activation de l’hippocampe DG directement et indirectement. L’électrode est implantée directement dans le DG ou implanté dans la voie de perforante médial (PP) qui envoie des projections pour activer les neurones de la DG. Pour l’induction HF-DBS, un stimulateur programmable est présenté pour une stimulation continue par l’électrode fixe sur la tête de la souris. Pour déterminer les effets de HFS sur activation neuronale et la neurogenèse, nous détectons l’expression de c-fos et Notch1 par immunofluorescence et le nombre de neurones positifs BrdU-incorporé dans la région de l’hippocampe DG, respectivement, après le traitement de HFS. En particulier, les effets de l’HF-DBS sur la neurogenèse dans le DG sont comparés entre aiguë et un mode de stimulation chronique, ou entre un direct et un mode de stimulation indirecte, respectivement.

Protocol

Les procédures expérimentales animales conformé aux directives institutionnelles de la Beijing Institute of Basic Medical Sciences (Beijing, Chine) et des règlements gouvernementaux chinois pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les souris (adulte masculin, 26 ~ 30 g) ont été logés et conservé à une température constante de 23 ° C, avec de l’eau et l’alimentation ad libitum, sous un cycle foncé de lumière/12 h 12 h (lampes allumées à 07:00). Toutes les procédures expérim…

Representative Results

Suite à la stimulation de HF-DBS à la sous-région DG hippocampe directement ou la sous-région PP pour activer le DG indirectement via inséré les électrodes à l’aide des réglages stéréotaxiques, les rongeurs ont été anesthésiés au pentobarbital et échantillonné 3 h après la dernière stimulation HF-DBS pour le c-fos et Notch1 immunostaining. Pour la coloration BrdU, 36 h après la dernière injection de BrdU après 1 jour ou 5 jours de stimulation HF-D…

Discussion

La technique HF-DBS a été largement utilisée comme un outil puissant pour le traitement de nombreux troubles neurologiques depuis les années 1990. Jusqu’ici, les travaux de point de repère du HF-DBS sont pour le traitement de la maladie de Parkinson et tremblement essentiel, qui a attiré beaucoup d’attention et intérêt aussi bien dans la clinique et de la communauté scientifique. Il existe différents types d’études en cours de HF-DBS par de nombreux groupes pour application thérapeutique du HF-DBS dans …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine subventions 31522029, 31770929 et 31371149 (à Haitao Wu), programme 973 (2014CB542203) du programme de développement clés Etat pour la recherche fondamentale de la Chine (à Haitao Wu) et Grant Z161100000216154 de la Beijing Municipal Science et Technology Commission (Haitao Wu). Les auteurs tiennent à remercier tous les membres du laboratoire Haitao Wu pour leur encouragement et discussions. Les auteurs sont extrêmement reconnaissants à Zhenwei Liu pour son aide avec le débogage de l’appareil.

Materials

Brain stereotaxic instrument Stoelting 51730D Stereotactic intracranial implantation for mouse
Stimulator A-M systems Model 3800 MultiStim 8-Channel programmable stimulator
Dental driller Saeshin Precision Co., Ltd STRONG 90 For drilling and crainiotomy 
Burr Meisinger HM1 005# For drilling and crainiotomy 
Digidata 1550 Digitizer Molecular Devices AXON 1550 High-resolution data acquisition
Cryotome Thermo Fisher Scientific Thermo Cryotome FSE Cutting frozen sections of specimens
Confocal microscope Olympus FV-1200 Japan, with 20x Objective (NA 0.45)
Mouse surgery tools F.S.T. 14084-08,11254-20,16109-14 Scissors, forceps, bone cutter, holders etc.
Pentobarbital sodium R&D systems 4579 20-50mg/kg for i.p. injection
Penicillin G  Sigma-Aldrich P3032 75,000 U for i.m. injection
Carprofen Sigma-Aldrich SML1713 5-10mg/kg, for s.c. injection
4% Paraformaldehyde (PFA) Beijing Solarbio Sci-Tech Co.  P1110 stocking solution for tissue fixation
Phosphate buffer (PBS) Invitrogen 10010023 pH7.4, 500ml in stocking
Tissue-Tek O.C.T. compound Sakura 4583 Formulation of water-soluble glycols and resins
anti-BrdU antibody Abcam ab6326 Dilutions:1/800
anti-c-fos antibody Abcam ab209794 Dilutions:1/500
Goat Anti-Rabbit IgG (Alexa Fluor 568) Thermo Fisher Scientific A11036 Dilutions:1/500
Donkey Anti-Rat IgG (Alexa Fluor 488) Jackson ImmunoResearch 712-546-150 Dilutions:1/500
Antifade mounting medium with DAPI Vector Laboratories H-1200 Counterstaining with DAPI
anti-Notch1 antibody (C-20) Santa Cruz Biotech sc-6014 Dilutions:1/50
Donkey Anti-Goat IgG (Alexa Fluor 488) Abcam ab150073 Dilutions:1/1000

References

  1. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual Review of Neuroscience. 29, 229-257 (2006).
  2. Lozano, A. M., Lipsman, N. Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation. Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).
  3. Kohl, S., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC Psychiatry. 14, 214 (2014).
  4. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Madler, B., Coenen, V. A. Rapid effects of deep brain stimulation for treatment-resistant major depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  5. Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  6. Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular Psychiatry. 15 (1), 64-79 (2010).
  7. Kalia, S. K., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation for Parkinson’s disease and other movement disorders. Current Opinion in Neurology. 26 (4), 374-380 (2013).
  8. Garcia, L., D’Alessandro, G., Bioulac, B., Hammond, C. High-frequency stimulation in Parkinson’s disease: more or less. Trends in Neurosciences. 28 (4), 209-216 (2005).
  9. Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behavioural Brain Research. 281, 125-130 (2015).
  10. Bossert, J. M., Marchant, N. J., Calu, D. J., Shaham, Y. The reinstatement model of drug relapse: recent neurobiological findings, emerging research topics, and translational research. Psychopharmacology (Berlin). 229 (3), 453-476 (2013).
  11. Grubert, C., et al. Neuropsychological safety of nucleus accumbens deep brain stimulation for major depression: effects of 12-month stimulation. The World Journal of Biological Psychiatry. 12 (7), 516-527 (2011).
  12. Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic Proceedings. 86 (7), 662-672 (2011).
  13. McIntyre, C. C., Hahn, P. J. Network perspectives on the mechanisms of deep brain stimulation. Neurobiology of Disease. 38 (3), 329-337 (2010).
  14. Kringelbach, M. L., Green, A. L., Owen, S. L., Schweder, P. M., Aziz, T. Z. Sing the mind electric – principles of deep brain stimulation. European Journal of Neuroscience. 32 (7), 1070-1079 (2010).
  15. Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of Neurosurgery. 108 (1), 132-138 (2008).
  16. Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. Analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus. Journal of Visualized Experiments. (97), e52457 (2015).
  17. Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, 26-41 (2008).
  18. Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of Disease. 17 (3), 473-490 (2004).
  19. Madsen, T. M., et al. Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy. Biological Psychiatry. 47 (12), 1043-1049 (2000).
  20. Feldman, L. A., Shapiro, M. L., Nalbantoglu, J. A novel, rapidly acquired and persistent spatial memory task that induces immediate early gene expression. Behavioral and Brain Functions. 6, 35 (2010).
  21. Feng, S., et al. Notch1 deficiency in postnatal neural progenitor cells in the dentate gyrus leads to emotional and cognitive impairment. The FASEB Journal. 31 (10), 4347-4358 (2017).
  22. Alberi, L., et al. Activity-induced Notch signaling in neurons requires Arc/Arg3.1 and is essential for synaptic plasticity in hippocampal networks. Neuron. 69 (3), 437-444 (2011).
  23. Halpern, C. H., Attiah, M. A., Tekriwal, A., Baltuch, G. H. A step-wise approach to deep brain stimulation in mice. Acta Neurochirurgica.(Wien). 156 (8), 1515-1521 (2014).
  24. Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. A General method for evaluating deep brain stimulation effects on intravenous methamphetamine self-administration. Journal of Visualized Experiments. (107), e53266 (2016).
  25. Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation. Journal of Visualized Experiments. (104), e53066 (2015).
  26. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).
  27. Paxinos, G., Franklin, K. The mouse brain in stereotaxic coordinates. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, 3rd edition. 28 (03), 6 (2007).
  28. McHugh, T. J., et al. Dentate gyrus NMDA receptors mediate rapid pattern separation in the hippocampal network. Science. 317 (5834), 94-99 (2007).
  29. Gonzalez, C., et al. Medial prefrontal cortex is a crucial node of a rapid learning system that retrieves recent and remote memories. Neurobiology of Learning and Memory. 103, 19-25 (2013).
  30. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  31. Tse, N., et al. The neuromuscular junction: measuring synapse size, fragmentation and changes in synaptic protein density using confocal fluorescence microscopy. Journal of Visualized Experiments. (94), e52220 (2014).
  32. Pizzolato, G., Mandat, T. Deep brain stimulation for movement disorders. Frontiers in Integrative Neuroscience. 6, 2 (2012).
  33. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta Neurochirurgica Supplement. 117 (117), 87-92 (2013).
  34. Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer’s disease. Annals of Neurology. 68 (4), 521-534 (2010).
  35. Min, H. K., et al. Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals. NeuroImage. 63 (3), 1408-1420 (2012).
  36. Kukurba, K. R., Montgomery, S. B. . RNA sequencing and analysis. 2015 (11), 951-969 (2015).
  37. Kawashima, T., Okuno, H., Bito, H. A new era for functional labeling of neurons: activity-dependent promoters have come of age. Frontiers in Neural Circuits. 8, 37 (2014).
  38. Liu, J., Solway, K., Messing, R. O., Sharp, F. R. Increased neurogenesis in the dentate gyrus after transient global ischemia in gerbils. Journal of Neuroscience. 18 (19), 7768-7778 (1998).
  39. Kuhn, H. G., Dickinson-Anson, H., Gage, F. H. Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation. Journal of Neuroscience. 16 (6), 2027-2033 (1996).

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Cite This Article
Zhao, Z., Wu, H. An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation. J. Vis. Exp. (136), e57857, doi:10.3791/57857 (2018).

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