Análise da função de células Beta utilizando imagens de cálcio de célula única resolução em ilhotas de Zebrafish

Todos os procedimentos, incluindo assuntos animais foram aprovados pelo acto de bem-estar Animal e com a permissão do Landesdirektion Sachsen, Alemanha (AZ 24 – 9168.11 / 1/2013 / 14, T12/2016). 1. preparação Nota: Este protocolo é para ex vivo por imagens do zebrafish ilhéu primário de duplo Tg transgénicos (ins:nls-Renilla-mKO2; cryaa:CFP); TG (ins:GCaMP6s; cryaa:mCherry) 19 zebrafish. Nesta linha de transgênicos, o promotor de insulina (ins) conduz a expressão específica de células beta de dois transgenes: nls-Renilla-mKO2, que marca o núcleo das células-beta com monomérico Kusabira laranja 2 (mKO2) fluorescência; e GCaMP6s15, que emite fluorescência verde em resposta ao aumento nos níveis de cálcio intracelular. A expressão de beta-pilha-específico de GCaMP6s permite estudar a glicose-capacidade de resposta das células-beta sem a interferência de alterações de cálcio em torno de tipos de células. Preparar o estoque fresco fibrinogênio (10 mg/mL) dissolvendo-se 10 mg de fibrinogênio bovino em 1 mL de Ca2 +/ mg2 +-que contém a solução de sal balanceada de Hanks (HBSS) num tubo de centrífuga 1,5 mL. Vórtice vigorosamente até que o pó de fibrinogênio se dissolve completamente. Manter a solução em temperatura ambiente por mais pelo menos de 15 min.Nota: O estoque pode ser mantido em temperatura ambiente por 2 – 3 h.. descarte o estoque se a solução começa a polimerizar-se e torna-se viscoso. Prepare a solução de trabalho de fibrinogênio (3,3 mg/mL) diluindo o estoque de fibrinogênio HBSS em triplo. Por exemplo, misture 300 µ l de caldo de fibrinogênio em 600 µ l de HBSS preparar 900 µ l da solução de trabalho de fibrinogênio. Preparar a solução de trombina (10 U/mL) dissolvendo-se 10 unidades de trombina em 1 mL de HBSS ou fosfato tampão salino (PBS).Nota: Esta solução pode ser preparada com antecedência, aliquotada em 50 partes µ l e congelada a-20 ° C. Prepare 200 mM D-glucosa dissolvendo 1,8 g de D-glicose em 50 mL de água. Manter em 4 ° C para armazenamento a longo prazo. Prepare 300 mM solução KCl dissolvendo-se 1,1 g de KCl em 50 mL de água. Manter em 4 ° C para armazenamento a longo prazo. Adquirir 35mm pratos de vidro-fundo de diâmetro para a montagem dos ilhéus. Para dissecação e fixar o ilhéu, usar um microscópio estéreo equipado com lâmpada de fluorescência e cubo filtro vermelho (TRITC: excitação: 554 – 532 nm, emissão: 613 – 570 nm; ou Texas-vermelho: excitação: 540 – 580 nm, emissão: 592-667 nm). Para o influxo de cálcio em células-beta, uso um microscópio confocal invertido (Zeiss LSM 780 ou similar) com 20 X (0,8 NA) objetivo do ar e equipado com um suporte de placa para os pratos de vidro-fundo de diâmetro 35mm de imagem. Prepare uma solução de 200 mg/L de sulfonato de metano metanosulfonato (MS222) para eutanásia o zebrafish. Requisitar pratos de Petri de 90 mm para a dissecação do zebrafish. 2. Zebrafish primária ilhéu dissecação e montagem Eutanásia em um peixe usando incubação prolongada em MS222. Para isso, delicadamente Retire o peixe do aquário usando uma rede de pesca e incube-lo em uma placa de Petri contendo a solução MS222 até que o animal não mostra nenhum movimento de odontódios (brânquias); Normalmente, este leva 5 min. transferência o peixe para um prato de Petri contendo a solução HBSS com Ca2 +/ mg2 +. Sob um microscópio estéreo equipado com uma lâmpada da fluorescência e cubo filtro vermelho, disse a pele que cobre o lado direito do abdômen do animal para isolar o pâncreas. Para isso, corte a pele do zebrafish da boca a nadadeira anal usando Pinças afiadas. Descascar a pele cortada para expor o abdome; Este recorte expõe os órgãos internos. Usando a fluorescência vermelha de mKO2 expressão em células-beta, verificar a localização dos ilhéus através de exame visual, sob o microscópio. Se necessário, remova os lóbulos do fígado, como eles poderiam cobrir o ilhéu, tornando difícil de encontrar.Nota: O Ilhéu primário está localizado perto da região anterior do abdômen, geralmente no lado direito. Limpe o ilhéu primário removendo cuidadosamente o tecido circundante como fígado e adipócitos. Tomar precauções para não ferir ou picar o ilhéu; Depois de limpar o tecido circundante, as células individuais na superfície do Ilhéu tornam-se perceptíveis. Pipete uma gota de 30 µ l de HBSS no centro de um prato fundo de vidro. Transferi o ilhéu dissecado para essa queda. Lave cuidadosamente o ilhéu, uma vez com HBSS e uma vez com 30 µ l da solução de trabalho de fibrinogênio (3,3 mg/mL). Certifique-se de evitar a secagem do Ilhéu durante as etapas de lavagem, pois se assim resulta na morte celular. Lenta e suavemente, adicione 10 µ l da solução de trombina (10 U/mL). O ilhéu e o prato deixe intocado por 15 – 20 min, observar que a gota de fibrinogênio-trombina se torne viscoso e ligeiramente opaco neste momento. 3. Ex Vivo ao vivo-imagem latente da intensidade de fluorescência GCaMP em ilhotas de Zebrafish primária Adicionar 200 µ l de HBSS em cima do molde e coloque o prato com cuidado sobre o suporte da placa do microscópio confocal. Use um objectivo de ar X, at 0.8, 20 para a imagem latente confocal. Localize o ilhéu usando a opção brightfield. Usando o filtro para fluorescência vermelha para visualizar a fluorescência nuclear mKO2 em células-beta, o foco na ilhota. Núcleos individuais devem ser claramente visíveis. Localize um avião claro imagem alterando manualmente o plano focal do microscópio confocal a fim de mover-se através da espessura da ilhota ao longo de seu eixo z. Certifique-se de que o avião de imagem contém um número suficiente (50-100) de células-beta para a imagem latente, e o brilho da fluorescência nuclear mKO2 é uniforme, especialmente no centro da ilha. Configurar uma aquisição sequencial para GCaMP6s e mKO2 de fluorescência usando as seguintes configurações no “Menu Setup inteligente”: GCaMP6s, excitação: 488 nm, emissão: 500 – 555 nm, falsa-cor: verde (selecione “GFP”); mKO2, excitação: 561 nm (mCherry), de emissão: 570 – 630 nm, falsa-cor: vermelho (selecione “mCherry”).Nota: Com esta configuração, o canal vermelho irá gravar a posição dos núcleos de células beta, enquanto o canal verde irá gravar a intensidade de fluorescência de GCaMP. No modo de”aquisição” definir a resolução da imagem a 1.024 x 1.024 pixels, a velocidade em 10 e em média em 1. Iniciar uma contínua gravação selecionando a opção para “Séries temporais”, e definindo a “duração” para 500 ciclos, com tempo de aquisição de s aproximadamente 2 por quadro.Nota: Os primeiros 50 quadros do tempo-série correspondem a atividade das células-beta na concentração de glicose de 5 mM. Esta é a resposta de linha de base. Uma resposta beta-célula mostrará depilação e diminuindo a intensidade de fluorescência verde com o tempo. Temos observado que alguns (1 – 5%) das células-beta oscilar em glicose de 5 mM. Fique de olho no ciclo de imagem. Após os primeiros 50 quadros, aumente a concentração de glicose da solução circundante de 10 mM sem parar a gravação. Sem distorçer a aquisição de imagens, gentilmente Pipete 5 µ l da solução de D-glicose em cima do gel segurando o ilhéu de 200 mM. Adquira 150 quadros na glicose 10 mM.Nota: O aumento da concentração de glicose aumentará o número de células-beta passando por GCaMP fluorescentes oscilações no canal verde. Certifique-se de que os núcleos das células permanecem estáveis durante o processo. Se o Ilhéu está tremendo extensivamente durante a aquisição e os núcleos estão se movendo fora do plano focal, descarte a amostra (se necessário). Espere um período suficiente para permitir a polimerização do molde de fibrinogênio-trombina para garantir a estabilidade das amostras subsequentes. A 200 quadros, aumente ainda mais a concentração da solução de 20mm suavemente pipetando 10 µ l de 200 milímetros solução de D-glicose. Adquira 150 quadros para a concentração de 20 mM. Após 350 quadros, despolarizar o ilhéu com 30 mM de KCl. Para isso, adicione 20 µ l da 300 mM solução KCl. Nesta fase, observe que as oscilações de fluorescência GCaMP6s irão parar e consertar em uma alta intensidade; células-beta que não respondeu a glicose também podem exibir um aumento na intensidade de fluorescência verde sobre adição de KCL. 4. quantificação do traço de fluorescência GCaMP Beta-células individuais Nota: Para localizar e quantificar as respostas das células-beta individuais para diferentes níveis de glicose, quantificar a intensidade de fluorescência GCaMP durante todo o período de imagem. Quantificação é realizada no celular resolução. Para isso, use FIJI20 para extrair os valores de intensidade de fluorescência GCaMP das imagens (etapas 4.1 – 4.6) e software de planilha ou R21 para realizar a análise (etapas 4.8 – 4,9). Abra o arquivo de imagem em FIJI, usando a caixa de ferramentas”LSM”. Para isso, selecione “Plugin | Caixa de ferramentas LSM | Mostre a caixa de ferramentas LSM”. No “Toolbox LSM”, clique em “Open LSM” e selecione o arquivo de imagem.Nota: Para formatos não suportados pelo LSM “Toolbox”, convertê-los primeiro para tiff para análise. Extrair as respostas das células usando a ferramenta de região de interesse (ROI) em FIJI. Abra o “Gerenciador de ROI” no menu “Analisar” em “Ferramentas”. Desenhe manualmente o ROI usando a ferramenta de seleção”polígono” localizada na barra de ferramentas. Desenhe o ROI no canal vermelho em que os núcleos de células beta são visíveis. Selecione o ROI tal que cobre uma área que é maior do que o núcleo da célula, a fim de incluir alguns do citoplasma da célula. Certifique-se de que a posição de ROI é consistente entre quadros e ajustar a posição, se necessário. Adicione o ROIs selecionado para o “Gerenciador de ROI”, clicando no botão “Adicionar [t]”. Selecionar e adicionar ROIs múltiplos para o ROI para a obtenção de dados em várias células. Em seguida, no menu “Analisar”, selecione “Definir medidas”. Selecione “Densidade integrada” para especificar a extração da intensidade de fluorescência total dentro da área. Mudar para o canal verde, contendo a fluorescência GCaMP e selecione “Multi medida” no “Gerenciador de ROI”.Nota: Isto irá fornecer as medições de intensidade para as células em toda a série de tempo. No caso da posição de ROI precisa ser ajustada devido ao movimento de ilhota, compile manualmente as medições de intensidade em diferentes quadros. Copiar e colar os valores para uma planilha separada. Obter os carimbos de hora dos quadros da imagem da caixa de ferramentas”LSM”. Uso “aplicar selos | Aplicar selos t | Nome do arquivo | Despejar a textfile”para obter os carimbos de hora. Salvar os carimbos de hora usando a opção “Salvar como”, ou copiá-los para a planilha. Após compilar os valores de intensidade para todas as células, realize a análise uma célula de cada vez ou automaticamente (por exemplo, usando fórmulas do Excel ou R). Analise as células individuais em duas etapas. Na primeira etapa, calcule a intensidade de fluorescência acima da linha de base. Para este fim, calcule a intensidade fluorescente de base (F0) como a média das intensidades de fluorescência para os primeiros 50 quadros (glicose de 5 mM). Subtrair a linha de base (F0) toda a série de tempo (F – F0).Nota: algumas células podem mostrar clara GCaMP oscilações sob glicose basal, que normalmente continuam após estimulação com concentrações mais elevadas. Para tais células, somente é possível estimar F0 , tendo a intensidade média dos quadros iniciais no qual as células mostraram uma gota em fluorescência. Na segunda etapa da análise, obter a intensidade de fluorescência GCaMP final normalizando a intensidade de fluorescência.Nota: Esta é realizada para remover as diferenças entre ilhotas de animais diferentes. Ilhéus individuais exibem diferentes níveis de emissão de fluorescência após estimulação de glicose. Normalize a intensidade da fluorescência, dividindo-o com o valor mais alto de intensidade. Para isso, calcular a intensidade de pico (Fmáx – F0) e dividir os valores basais subtraído pelo pico de intensidade para produzir a final GCaMP a intensidade de fluorescência (F – F0) / (Fmáx – F0). Descarte as células que não apresentam uma alteração na intensidade após estimulação de KCl, como eles podem ser insalubre ou danificados. Para realizar a análise (medidas 4.9 – 4.10) em R, use o script de R (plotcelltrace. R) fornecido com este manuscrito.