JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

Phloem ve Hemipteran böcekler bitki su besleme RNA müdahale ikna etmek için çift iplikçikli RNA Oral teslim yöntemleri

Published: May 04, 2018
doi:
10.3791/57390
, , ,
1Invasive Insect Biocontrol and Behavior Laboratory, Agricultural Research Service,United States Department of Agriculture, 2Horticultural Research Laboratory, Agricultural Research Service,United States Department of Agriculture

Summary

Bu makalede damar doku bitkiler için RNA müdahale (RNAi) böcekler besleme phloem sap ile çift iplikçikli RNA (dsRNA) oral teslimat için geliştirilen roman tekniklerini gösterir.

Abstract

Phloem ve bitki su besleme böcekler bitkileri ve meyve gıda bitkileri zarar sürecinde besin almak için bütünlüğünü istila. Hemipteran böcekler bitkilerin bitkileri zarar phloem sap üzerinde besleyerek ekonomik açıdan önemli zararlıları bir dizi hesap. Kahverengi marmorated koku hata (BMSB), Halyomorpha halys (Heteroptera: Pentatomidae) ve Asya narenciye psyllid (ACP), Diaphorina citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae) çoğu Kuzey Amerika’da tanıttı hemipteran böcek zararlıları nerede onlar Ne zaman onlar kapalı toplam değeri yüksek özel, satır ve elyaf bitkileri ve narenciye invaziv bir tarımsal haşere yanı sıra bir baş belası zararlı vardır. Pek çok tür böcek ilacı direniş haşere Yönetim Stratejileri alternatif yöntem geliştirme için açmıştır. Çift iplikçikli RNA (dsRNA)-aracılı RNA müdahale (RNAi) fonksiyonel genomik çalışmalar için böcek zararlıları yönetimi için bir araç olarak potansiyel uygulamalar olan mekanizma susturmak bir gen olduğunu. Exogenously sentezlenen dsRNA veya küçük müdahale RNA (siRNA) sunulan bu homolog endojen RNA bozulması ile yüksek verimli gen susturmak tetikleyebilir. Etkili ve çevresel RNAi moleküler biopesticides olarak için kullanımı biyolojik hemipteran böceklerin besleme yoluyla dsRNAs vivo içinde teslim gerektirir. Burada dsRNA teslim edilmek üzere böcekler yöntemleri göstermektedir: dsRNA yeşil fasulye daldırma tarafından yükleme ve gene özgü dsRNA yenmesi ile oral teslimat ile emici. Biz de transgenik olmayan bitki teslim yaklaşımlar yaprak Spreyleri, kök drench, gövde enjeksiyonları yanı sıra kil granülleri, tüm bunların dsRNA sürekli serbest bırakılması için gerekli olabilir kullanarak belirttiğimiz. Verimli bir şekilde teslim sözlü olarak alınan dsRNA tarafından hedeflenen genler, Juvenil hormon asit O-Metiltransferaz gibi (JHAMT) ve vitellogenin (Vg) ifadesi önemli bir azalma ikna etmek için etkili bir doz olarak teyit edildi. Bu yenilikçi yöntemler stratejileri bitki koruma kullanın ve haşere yönetimi için çevresel zorlukların üstesinden gelmek için dsRNA teslim etmek için temsil eder.

Introduction

Hemipteran böcekler bazı yüksek nüfus artışı elde ettiği ve bitki hastalık yaymak için agriculturebecause yeteneklerini en ekonomik olarak önemli zararlıları oluşturmaktadır. BMSB, H. halys Stål, yanlışlıkla Allentown, Pennsylvania (Çin, Tayvan, Kore ve Japonya) Asya’dan Batı yarımkürede 19961‘ de rapor ilk nişan ile kullanılmaya başlanan bir invaziv zararlı olduğunu. Yana, BMSB 43 Devletler’de, Orta Atlantik (DE, MD, PA, NJ, VA ve WV) yanı sıra Kanada ve Avrupa’da, en yüksek nüfus ile tespit etti ve tarım2için potansiyel bir tehdit temsil eder. Polyphagous baş belası BMSB elma, üzüm, süs bitkileri, tohum bitkileri, soya ve Mısır gibi yüksek değerli bitkileri de dahil olmak üzere yaklaşık 300 tanımlanan bitki ana bilgisayarlara zarar isteyip başlatabilir. Hasar nedeniyle öncelikle hayvan ana ürün erişmek için besin damar doku2,3, iğne gibi stylet ile delip geçiyor nerede lacerate ve floş olarak bilinen besleme modu neden olur. BMSB okullar gibi yaşam alanları içinde ikamet bulabilirsiniz ayrıca kapalı bir haşere ve sonbahar kış2sırasında evler. Kimyasallar ve BMSB tarafından yayımlanan aeroallergens meyve kırpma işçileri yasadışı Alerjik reaksiyon için rapor edilmiştir. BMSB de alerjik hastalık Kontakt Dermatit, konjonktivit ve duyarlı bireyler4,5rinit için katkıda bulunabilir. Başka bir hemipteran böcek, ACP, D. citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae), narenciye ciddi bir zararlı olduğunu ve Huanglongbing (HLB), daha çok bilinen neden phloem sınırlı bakteri (olan Liberibacter asiaticus) iletir narenciye greening hastalığı6,7olarak. HLB ilk Güney Çin bildirildi ve 40 farklı Asya, Afrika, Okyanusya, Güney ve Kuzey Amerika ülkeleri7‘ ye yayıldı. Narenciye greening ekonomik ve mali kayıp narenciye meyve kaybı nedeniyle tehdit ile dünya çapında bir sorundur; Bu nedenle, ACP yönetimi önlemek ve HLB denetlemek için çok önemli olarak ele alınır.

Bu böcek zararlıları etkin denetimini önlemleri genellikle gerektirir nispeten kısa kimyasal böcek ilaçları uygulanması yaşadı. Kimyasal Böcek ilacı denetim stratejileri genellikle güvenli Çevre Yönetim Stratejileri eksikliği veya duyarlılık nedeniyle pestisit direnç haşere nüfus8,9düştü. Bu nedenle, moleküler biopesticides olan biyolojik mücadele potansiyel bir alternatif, ama kullanımı genel olarak mütevazı kalır, ve parasitoids (örneğin, Trisolcus japonicus) çeşitli türlerin de doğal biyolojik etkili olabilir denetimleri. RNAi teknolojisi moleküler biopesticides10ile invaziv böcek zararlıları yönetmek için ortaya çıkan bir potansiyeldir. RNAi, endojen sonunda mRNA, gen ifadesinin düzenlenmesinde yol açar fingerprinting şekilde, dsRNAs istila yanı sıra etkili posttranscriptional gen susturulması kolaylaştırır bir de açıklanan gen düzenleyici mekanizma olduğunu seviye11,12. Eksojen dsRNA bu bidentate nükleaz RNase III süper bir üyesi tarafından çift işlenir bir hücre içine içselleştirilmiş, kısaca, evrimsel solucanlar, sinekler, bitkiler, mantarlar ve memeliler13, korunmuş Dicer aradı 14 , 15. bu 21-25 nükleotit siRNA dubleks sonra sapmasına ve RNA-induced silencing kompleksi (RISC) RNA’ların rehber olarak entegre. Bu RISC-RNA kompleksi Watson-Crick baz eşleşmesi sağlar tamamlayıcı için hedef mRNA; Bu sonunda Argonaute protein, karşılık gelen mRNA düşürür ve protein çeviri, böylece posttranscriptional gene16 susturmak için önde gelen azaltır bir RNase H benzeri etki alanı içeren bir çoklu etki alanı protein tarafından bölünme için açar , 17 , 18.

RNAi haşere yönetimi için faiz, gen susturmak için dsRNA vivo içinde giriş böylece siRNA yolu etkinleştirme gerektirir. 10,1920,21, mikroenjeksiyon22, taşıyıcılar gibi lipozomlar iliklerine kadar besleme için dsRNA teslim böcekler ve böcek hücreleri sistemik RNAi ikna etmek için kullanılmış çeşitli yöntemleri içerir 23ve diğer teknikleri24. RNAi unc-22 gen ekspresyonu yangın tarafından susturmak için ilk Caenorhabditis elegans gösterdi ve Mello25nakavt Drosophila melanogaster26frizzled genlerin ifadesinde ardından, olmuştur. İlk fonksiyonel çalışmalar mikroenjeksiyon böceklerde, Apis mellifera22,27, Acyrthosiphon pisum28, Blattella germanica29gibi dsRNA teslim etmek için kullanılan, H. halys30ve Lepidoptera böcekler (Terenius ve ark. tarafından gözden 31). mikroenjeksiyon böcek ilgi sitenin doğru ve hassas bir doz sunmak için avantajlı. De olsa böyle septik delikler ifade onun pratiklik tarım biopesticides geliştirme dışarı iktidar bağışıklık ilgili genlerin travma32, dolayısıyla, nedeniyle çıkarmak.

DsRNA vivo içinde teslim başka bir ıslatarak, hangi yenmesi veya dsRNA genellikle ekstraselüler ortamda dsRNA içeren absorpsiyonu hayvanlar veya hücrelerin süspansiyon ile ilgili bir yöntemdir. İliklerine kadar verimli bir şekilde RNAi Drosophila S2 doku kültürü hücrelerin Downstream Raf1 (DSOR1) mitojenle-aktive protein kinaz kinaz (MAPKK)20etkisizleştirmek için hem de susturmak için C. elegans ikna etmek için kullanılmıştır POS-1 gen33. Ancak, iliklerine kadar kullanılarak teslim dsRNA mikroenjeksiyon20‘ ye göre RNAi ikna etmek için daha az etkilidir. Aracılı RNAi çiğneme bir böcek susturmak ilk bir yapay agar diyet10dsRNA beslerken tarafından Batı Mısır rootworm (WCR) (Diabrotica virgifera virgifera) gösterildi. Önceki raporları yöntemleri doğal diyetler eklembacaklılar34için belirli infüzyon dsRNA teslim özetledik. Bu teslim yöntemi daha fazla kıyaslanabilir teslim yapay araçlarının etkili olduğu belirlenmiştir; çeçe sineği (Glossina morsitans morsitans), nerede bir bağışıklık ile ilgili gen eşit nakavt kan yemek veya microinjected35ile dsRNA ne zaman teslim edildiği gözlenmiştir olgusu gibi. Benzer şekilde, dsRNA hafif kahverengi elma güve (Epiphyas postvittana)36, diamondback güve (Plutella xylostella) larvaları37yanı sıra bal arıları38,39 damlacıklar yoluyla teslim verimli RNAi indüklenen. Oral dsRNA hemipteran böceklerde teslimini ana bitkinin Vaskular dokuları teslim edilmelidir beri zorlu çünkü en etkili RNAi deneylerde hemipteran enjeksiyon dsRNA40 kullanılan. Etkili RNAi Ayrıca gözlenen ACP ve camsı kanatlı keskin nişancı leafhopper (GWSS), Homalodisca vitripennis: dsRNA narenciye ve dsRNA kök drench, yaprak aracılığıyla damar doku içine absorbe asma aracılığıyla teslim edildi spreyler, gövde enjeksiyonları veya absorpsiyonu ile kesimler41,42,43,44,45,46. Bu da ACP (2016, bize 20170211082 A1) karşı dsRNA için ilk patent sonuçlandı. SiRNA ve dsRNA gemileri nano tanecikleri ve lipozomlar kullanarak istikrar kazandırır ve teslim edilen dsRNA etkinliği artışlar hızla23,47,48,49 ortaya çıkıyor ,50. Teslimat nanoparçacık tabanlı araçlar vitro ve in vivo uygun teslimat51vektörler gibi özellikle tedavi uygulamaları muazzam potansiyel vermek için bu özetlendiği nükleik asitler için yeni bir sınıf. Nano tanecikleri dsRNA için bir teslimat araç olarak çözünürlük, hydrophobicity veya sınırlı biyoakümülasyon52gibi dezavantajları olabilir, ama uygun polimer yardım teslim bu dezavantajları telafi. Geliştirme ve nükleotid kendi kendine teslim kullanım da ‘tek iplikçikli RNA/DNA dubleks46olan denilen antianlamlı oligonucleotides’, ortaya çıkıyor.

Vitellogenesis eklembacaklılar içinde bir anahtar olduğunu kontrol etmek üreme süreci ve Juvenil hormon (JH) veya ecdysone tarafından düzenlenir, vücut yağ tarafından; Vg sentezi anahtar indükleyicileri olduğu Vg sonunda Vg reseptör aracılı endositoz53ile gelişmekte olan oosit tarafından kaplıyor. VG polipeptitler bir grup büyük yumurta sarısı protein vitellin54,55, gelişimi için gerekli olan extraovarially, sentez ve bu nedenle, önemli üreme ve yaşlanma56olmasıdır. VG nematodlar57 de başarıyla susturuldu yanı sıra nerede RNAi Vg tükenmesi aracılı bal arı (Apis mellifera) Yetişkin ve yumurta22yılında gözlendi. Çünkü bu onun tükenmesi gözlemlenebilir fenotipik efekt gibi yol açacak düşünüldü aracılı posttranscriptional gen Vg susturmak test RNAi doğurganlık ve potansiyel olarak BMSB kontrol yardımcı olmak için verimlilik, azaltılmış. S-adenosyl-L-metiyonin (SAM) kodlar JHAMT gen-bağımlı JH asit O-Metiltransferaz, tromboksan JH biyosentezi yolu58son adım. Bu yolu farnesyl pirofosfat (FPP) ardışık olarak farnesol JH JHAMT tarafından metil farnesoate dönüşüm ardından farnesoic aside dönüşür. Bu yolu böcekler ve eklembacaklılar metamorfoz, developmentally hormonlar59,60,61tarafından denetlenmektedir bir işlem için özel olarak korunmuş. B. moriJHAMT gen ekspresyonu ve Corpora allata JH biyosentetik faaliyete JHAMT gen transkripsiyon bastırılması JH biyosentezi58sona erdirilmesi için çok önemli olduğunu göstermektedir. Bu nedenle, JHAMT ile Vg gen RNAi kullanarak hedeflenen tükenmesi için seçildi. RNAi Ayrıca narenciye ağaçları ACP ve GWSS kontrolü için test edildi. Narenciye ağaçları dsRNA kök drench aracılığıyla ile tedavi edildi, dsRNAs karşı böcek belirli arginin kinaz (AK) Tutanaklar42,44ile yaprak spreyleri yanı sıra dokunun (gövde enjeksiyon), kök. DsRNA topikal uygulama her yerinde bitkiler damar doku üzerinden verimli bir şekilde teslim gösteren ve ACP ve GWSS41,42, artmış mortalite sonuçlandı narenciye ağaçları, gölgelik algılandı 45.

Mevcut çalışmada, biz dsRNA gibi tedaviler için doğal diyet Teslimat yöntemi belirledik. Yeni geliştirilen bu teknik daha sonra JHAMT ve Vg susturmak için kullanılan gen belirli dsRNAs BMSB perileri kullanılarak mRNA önceki62gösterdi. Bu yeni teslim iletişim kuralları aşağıda gösterildiği topikal spreyler veya microinjections kullanmak geleneksel RNA dağıtım sistemlerinin yerini. Sebze ve meyve, kök dokunun, drenching toprak ve kil emiciler biopesticide zararlı ve hastalık yönetimi sürekli gelişimi için kritik olan dsRNA, teslimi için kullanılabilir.

Protocol

1. BMSB yetiştirme Arka BMSB böcekler başı olarak standart laboratuar uygulama ve yukarıda açıklanan63. Narenciye macrophylla üzerinde ACP (D. citri) böcekler glasshouse (22 ° C) ve doğal ışık yükseltmek. Yetişkin ACP kullanın, eclosion yaklaşık 5-7 gün sonrası. 2. çeşitli gen bölgeleri ve In Vitro dsRNA sentezi Genler belirli BMSB için daha önce yayımlanmış transcriptome profill…

Representative Results

Sebze aracılı dsRNA teslim BMSB 4th INSTAR perileri besleme yoluyla moleküler biopesticides RNAi invaziv böcek zararlıları için kullanarak gelişimi için test edildi. BMSBs yem olarak bilinen bir mekanizma tarafından onların iğne gibi stylets kullanarak lacerate ve floş, hangi bitkileri için önemli hasara neden olur. İnce organik yeşil fasulye, P. vulgaris L., besin veya dsRNA vivo içinde BMSB için beslenme3′ ten tesli…

Discussion

RNAi gen biyolojik işlev ve düzenleme, böcek zararlıları19,68,69,70, yönetimi için kullanılmak üzere büyük potansiyeli keşfetmek için önemli bir araç olarak kanıtlamıştır 71. tasarım ve belirli bir böcek türü ve karşılık gelen dsRNA(s) böcek için teslim yöntemi susturulması için uygun bir gene(s) seçim ikisi son derece önemlidi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar, minnetle BMSB HB deneme için düzenlemek ve kolonileri korumak için Donald Weber ve Megan Herlihy (USDA, ARS Beltsville, MD) kabul edersiniz; ve Maria T. Gonzalez, Salvador P. Lopez, (USDA, ARS, Fort Pierce, FL) ve Jackie L. Metz (University of Florida, Fort Pierce, FL) koloni bakım, numune hazırlama ve analiz için.

Materials

BMSB (H. halys) insects  USDA
ACP (D. citri) insects  USDA
organic green beans N/A
Citrus plants USDA
sodium hypochlorite solution J.T. Baker
green food coloring  McCormick & Co., Inc
Thermo Forma chambers  Thermo Fisher Scientific
Magenta vessel (Culture) Sigma
Primers  IDT DNA
SensiMix SYBR Bioline
qPCR ABI 7500 Applied Biosystems 
Spray bottle N/A
Parafilm American Can Company
TaKaRa Ex Taq Clontech
QIAquick Qiagen
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hoebeke, E. R., Carter, M. E. . Halyomorpha halys (Stǻl)(Heteroptera: Pentatomidae): a polyphagous plant pest from Asia newly detected in North America. , (2003).
  2. Leskey, T. C., Hamilton, G. C., et al. Pest Status of the Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha Halys in the USA. Outlooks on Pest Management. 23 (5), 218-226 (2012).
  3. Peiffer, M., Felton, G. W. Insights into the Saliva of the Brown Marmorated Stink Bug Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (2), e88483 (2014).
  4. Anderson, B. E., Miller, J. J., Adams, D. R. Irritant contact dermatitis to the brown marmorated stink bug, Halyomorpha halys. Dermatitis : contact, atopic, occupational, drug. 23 (4), 170-172 (2012).
  5. Mertz, T. L., Jacobs, S. B., Craig, T. J., Ishmael, F. T. The brown marmorated stinkbug as a new aeroallergen. The Journal of allergy and clinical immunology. 130 (4), 999-1001 (2012).
  6. McClean, A. P. D., Schwarz, R. E. Greening or blotchy-mottle disease of citrus. Phytophylactica. 2 (3), 177-194 (2012).
  7. Bové, J. M. Huanglongbing: a destructive, newly-emerging, century-old disease of citrus. Journal of Plant Pathology. 88 (1), 7-37 (2006).
  8. Kuhar, T., Morrison, R., Leskey, T., Aigner, J. . Integrated pest management for brown marmorated stink bug in vegetables. , (2016).
  9. Tiwari, S., Mann, R. S., Rogers, M. E., Stelinski, L. L. Insecticide resistance in field populations of Asian citrus psyllid in Florida. Pest management science. 67 (10), 1258-1268 (2011).
  10. Baum, J. A., Bogaert, T., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nature Biotechnology. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418 (6894), 244-251 (2002).
  12. Mello, C. C., Conte, D. Revealing the world of RNA interference. Nature. 431 (7006), 338-342 (2004).
  13. Macrae, I. J., Zhou, K., et al. Structural basis for double-stranded RNA processing by Dicer. Science(New York, N.Y.). 311 (5758), 195-198 (2006).
  14. Bernstein, E., Caudy, A. A., Hammond, S. M., Hannon, G. J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature. 409 (6818), 363-366 (2001).
  15. Ketting, R. F., Fischer, S. E., Bernstein, E., Sijen, T., Hannon, G. J., Plasterk, R. H. Dicer functions in RNA interference and in synthesis of small RNA involved in developmental timing in C. elegans. Genes & development. 15 (20), 2654-2659 (2001).
  16. Agrawal, N., Dasaradhi, P. V. N., Mohmmed, A., Malhotra, P., Bhatnagar, R. K., Mukherjee, S. K. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiology and molecular biology reviews : MMBR. 67 (4), 657-685 (2003).
  17. Martinez, J., Patkaniowska, A., Urlaub, H., Lührmann, R., Tuschl, T. Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell. 110 (5), 563-574 (2002).
  18. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  19. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395 (6705), 854 (1998).
  20. Clemens, J. C., Worby, C. A., et al. Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6499-6503 (2000).
  21. Saleh, M. C., van Rij, R. P., et al. The endocytic pathway mediates cell entry of dsRNA to induce RNAi silencing. Nature cell biology. 8 (8), 793-802 (2006).
  22. Amdam, G. V., Simões, Z. L. P., Guidugli, K. R., Norberg, K., Omholt, S. W. Disruption of vitellogenin gene function in adult honeybees by intra-abdominal injection of double-stranded RNA. BMC biotechnology. 3, 1 (2003).
  23. Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (11), 824-832 (2009).
  24. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect Physiology. 56 (3), 227-235 (2010).
  25. Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  26. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95 (7), 1017-1026 (1998).
  27. Gatehouse, H. S., Gatehouse, L. N., Malone, L. A. Amylase activity in honey bee hypopharyngeal glands reduced by RNA interference. Journal of Apicultural. , (2004).
  28. Jaubert-Possamai, S., Le Trionnaire, G., Bonhomme, J., Christophides, G. K., Rispe, C., Tagu, D. Gene knockdown by RNAi in the pea aphid Acyrthosiphon pisum. BMC biotechnology. 7, 63 (2007).
  29. Martín, D., Maestro, O., Cruz, J., Mané-Padrós, D., Bellés, X. RNAi studies reveal a conserved role for RXR in molting in the cockroach Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 52 (4), 410-416 (2006).
  30. Bansal, R., Mittapelly, P., Chen, Y., Mamidala, P., Zhao, C., Michel, A. Quantitative RT-PCR Gene Evaluation and RNA Interference in the Brown Marmorated Stink Bug. PloS one. 11 (5), e0152730 (2016).
  31. Terenius, O., Papanicolaou, A., et al. RNA interference in Lepidoptera: an overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57 (2), 231-245 (2011).
  32. Sparks, M. E., Shelby, K. S., Kuhar, D., Gundersen-Rindal, D. E. Transcriptome of the Invasive Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha halys (Stål) (Heteroptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (11), e111646 (2014).
  33. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science (New York, N.Y.). 282 (5388), 430-431 (1998).
  34. Baum, J. A., Roberts, J. K. Chapter Five – Progress Towards RNAi-Mediated Insect Pest Management. Insect Midgut and Insecticidal Proteins. 47, 249-295 (2014).
  35. Walshe, D. P., Lehane, S. M., Lehane, M. J., Haines, L. R. Prolonged gene knockdown in the tsetse fly Glossina by feeding double stranded RNA. Insect Molecular Biology. 18 (1), 11-19 (2009).
  36. Turner, C. T., Davy, M. W., MacDiarmid, R. M., Plummer, K. M., Birch, N. P., Newcomb, R. D. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular Biology. 15 (3), 383-391 (2006).
  37. Bautista, M. A. M., Miyata, T., Miura, K., Tanaka, T. RNA interference-mediated knockdown of a cytochrome P450, CYP6BG1, from the diamondback moth, Plutella xylostella, reduces larval resistance to permethrin. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (1), 38-46 (2009).
  38. Maori, E., Paldi, N., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  39. Hunter, W., Ellis, J., Hayes, J., Westervelt, D., Glick, E. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), e1001160 (2010).
  40. Christiaens, O., Smagghe, G. The challenge of RNAi-mediated control of hemipterans. Current Opinion in Insect Science. 6, 15-21 (2014).
  41. Hunter, W. B., Hail, D., Tipping, C., Paldi, N. RNA interference to reduce sharpshooters, the glassy-winged sharpshooter, and the Asian citrus psyllid. Symposium. , 24-27 (2010).
  42. Hunter, W. B., Glick, E., Paldi, N., Bextine, B. R. Advances in RNA interference: dsRNA treatment in trees and grapevines for insect pest suppression. Southwestern Entomologist. , (2012).
  43. Hail, D. A., Dowd, S., Hunter, W. H., Bextine, B. R. Investigating the transcriptome of the potato psyllid (Bactericera cockerelli): toward an RNAi based management strategy. , 183-186 (2010).
  44. de Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNA Interference-Natural Gene-Based Technology for Highly Specific Pest Control (HiSPeC). RNA INTERFERENCE. , (2016).
  45. Taning, C. N. T., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian Citrus Psyllid RNAi Pathway – RNAi evidence. Scientific reports. 6, 38082 (2016).
  46. Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNAi feeding bioassay: development of a non-transgenic approach to control Asian citrus psyllid and other hemipterans. Entomologia Experimentalis et Applicata. 162 (3), 389-396 (2017).
  47. Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. RNAi Efficiency, Systemic Properties, and Novel Delivery Methods for Pest Insect Control: What We Know So Far. Frontiers in physiology. 7, 553 (2016).
  48. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect Molecular Biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  49. Li-Byarlay, H., Li, Y., et al. RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12750-12755 (2013).
  50. Das, S., Debnath, N., Cui, Y., Unrine, J., Palli, S. R. Chitosan, Carbon Quantum Dot, and Silica Nanoparticle Mediated dsRNA Delivery for Gene Silencing in Aedes aegypti: A Comparative Analysis. ACS applied materials & interfaces. 7 (35), 19530-19535 (2015).
  51. Nimesh, S. Recent patents in siRNA delivery employing nanoparticles as delivery vectors. Recent patents on DNA & gene sequences. 6 (2), 91-97 (2012).
  52. Draz, M. S., Fang, B. A., et al. Nanoparticle-mediated systemic delivery of siRNA for treatment of cancers and viral infections. Theranostics. 4 (9), 872-892 (2014).
  53. Swevers, L., Raikhel, A. S., Sappington, T. W. Vitellogenesis and post-vitellogenic maturation of the insect ovarian follicle. Comprehensive. , (2005).
  54. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  55. Hagedorn, H. H., Kunkel, J. G. Vitellogenin and vitellin in insects. Annual review of entomology. , (1979).
  56. Brandt, B. W., Zwaan, B. J., Beekman, M. Shuttling between species for pathways of lifespan regulation: a central role for the vitellogenin gene family?. Bioessays. , (2005).
  57. Murphy, C. T., McCarroll, S. A., et al. Genes that act downstream of DAF-16 to influence the lifespan of Caenorhabditis elegans. Nature. 424 (6946), 277-283 (2003).
  58. Shinoda, T., Itoyama, K. Juvenile hormone acid methyltransferase: a key regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (21), 11986-11991 (2003).
  59. Bellés, X. Beyond Drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects. Annual review of entomology. 55, 111-128 (2010).
  60. Nouzova, M., Edwards, M. J., Mayoral, J. G., Noriega, F. G. A coordinated expression of biosynthetic enzymes controls the flux of juvenile hormone precursors in the corpora allata of mosquitoes. Insect biochemistry and molecular biology. 41 (9), 660-669 (2011).
  61. Huang, J., Marchal, E., Hult, E. F., Tobe, S. S. Characterization of the juvenile hormone pathway in the viviparous cockroach, Diploptera punctata. PloS one. 10 (2), e0117291 (2015).
  62. Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA delivery system for plant-sap-feeding insects. PloS one. 12 (2), e0171861 (2017).
  63. Khrimian, A., Zhang, A., et al. Discovery of the aggregation pheromone of the brown marmorated stink bug (Halyomorpha halys) through the creation of stereoisomeric libraries of 1-bisabolen-3-ols. Journal of natural products. 77 (7), 1708-1717 (2014).
  64. Hall, D. G., Richardson, M. L., El-Desouky, A., Halbert, S. E. Asian citrus psyllid, Diaphorina citri, vector of citrus huanglongbing disease. Entomologia Experimentalis et Applicata. 146 (2), 207-223 (2012).
  65. Murphy, K. A., Tabuloc, C. A., Cervantes, K. R., Chiu, J. C. Ingestion of genetically modified yeast symbiont reduces fitness of an insect pest via RNA interference. Scientific reports. 6, 22587 (2016).
  66. San Miguel, ., K, J. G., Scott, The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide. Pest management science. 72 (4), 801-809 (2016).
  67. Li, H., Guan, R., Guo, H., Miao, X. New insights into an RNAi approach for plant defence against piercing-sucking and stem-borer insect pests. Plant, cell & environment. 38 (11), 2277-2285 (2015).
  68. Hull, D., Timmons, L. Methods for delivery of double-stranded RNA into Caenorhabditis elegans. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 265, 23-58 (2004).
  69. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).
  70. Burand, J. P., Hunter, W. B. RNAi: future in insect management. Journal of Invertebrate Pathology. 112 Suppl, S68-S74 (2013).
  71. Rodrigues, T. B., Figueira, A. . Management of Insect Pest by RNAi-A New Tool for Crop Protection. , (2016).
  72. Baumann, A. M. T., Bakkers, M. J. G., et al. 9-O-Acetylation of sialic acids is catalysed by CASD1 via a covalent acetyl-enzyme intermediate. Nature communications. 6, 7673 (2015).
  73. Araujo, R. N., Santos, A., Pinto, F. S., Gontijo, N. F., Lehane, M. J., Pereira, M. H. RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection. Insect biochemistry and molecular biology. 36 (9), 683-693 (2006).
  74. Wuriyanghan, H., Rosa, C., Falk, B. W. Oral Delivery of Double-Stranded RNAs and siRNAs Induces RNAi Effects in the Potato/Tomato Psyllid, Bactericerca cockerelli. PloS one. 6 (11), e27736 (2011).
  75. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods (San Diego, Calif). 30 (4), 313-321 (2003).
  76. Yu, N., Christiaens, O., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions). Insect Science. , (2012).
  77. Allen, M. L., Walker, W. B. Saliva of Lygus lineolaris digests double stranded ribonucleic acids. Journal of Insect Physiology. 58 (3), 391-396 (2012).
  78. Wynant, N., Santos, D., Verdonck, R., Spit, J., Van Wielendaele, P., Vanden Broeck, J. Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria. Insect biochemistry and molecular biology. 46, 1-8 (2014).
  79. Ghosh, S. K. B., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA-mediated RNA interference through feeding in larval gypsy moth, Lymantria dispar (Lepidoptera: Erebidae). European Journal of Entomology. 114, 170-178 (2017).
  80. Baigude, H., Rana, T. M. Delivery of therapeutic RNAi by nanovehicles. Chembiochem : a European journal of chemical biology. 10 (15), 2449-2454 (2009).
  81. Mitter, N., Worrall, E. A., et al. Clay nanosheets for topical delivery of RNAi for sustained protection against plant viruses. Nature plants. 3, 16207 (2017).
  82. Dubelman, S., Fischer, J., et al. Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils. PloS one. 9 (3), e93155 (2014).
  83. Kola, V. S. R., Renuka, P., Madhav, M. S., Mangrauthia, S. K. Key enzymes and proteins of crop insects as candidate for RNAi based gene silencing. Frontiers in physiology. 6, 119 (2015).

Tags

RNA InterferenceDsRNA DeliveryPhloemPlant-sap-feeding InsectsHemipteran PestsBrown Marmorated Stink BugOral DeliveryGene SilencingMolecular BiopesticidesCapillary ActionGreen Beans4th Instar Nymphs

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects. J. Vis. Exp. (135), e57390, doi:10.3791/57390 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image