Dans cet article, on décrit une méthode pour mesurer la consommation d’oxygène à l’aide de respirométrie haute résolution en thoraxes perméabilisées de drosophile. Cette technique nécessite une quantité minimale de tissu par rapport à la technique d’isolement mitochondrial classique et les résultats obtenus sont plus physiologiquement pertinents.
La drosophile, Drosophila melanogaster, représente un nouveau modèle pour l’étude du métabolisme. En effet, drosophile possèdent des structures homologues aux organes humains, de posséder des voies métaboliques hautement conservées et ont une durée de vie relativement courte qui permet l’étude des mécanismes fondamentaux différents dans un court laps de temps. Toutefois, il est surprenant que l’un des mécanismes essentiels pour le métabolisme cellulaire, la respiration mitochondriale, n’a pas été soigneusement étudié dans ce modèle. C’est probablement parce que la mesure de la respiration mitochondriale chez la drosophile nécessite généralement un très grand nombre de personnes et les résultats obtenus ne sont pas très reproductibles. Nous décrivons ici, une méthode qui permet la mesure précise de la consommation d’oxygène mitochondriale en utilisant des quantités minimales de tissus de drosophile. Dans cette méthode, les thoraxes sont disséqués et perméabilisées mécaniquement avec une pince forte tant chimiquement avec saponine, permettant à différents composés de traverser la membrane cellulaire et moduler la respiration mitochondriale. Après perméabilisation, un protocole est effectué afin d’évaluer la capacité des différents complexes du système de transport d’électrons (ETS) pour oxyder les différents substrats, ainsi que leur réponse à un découpleur et à plusieurs inhibiteurs. Cette méthode présente de nombreux avantages par rapport aux méthodes utilisant des isolations mitochondriales, car il est plus physiologiquement pertinente parce que les mitochondries sont toujours en interaction avec les autres composants cellulaires et la morphologie mitochondriale est conservée. En outre, préparation de l’échantillon est plus rapides, et les résultats obtenus sont très reproductibles. En combinant les avantages de la drosophile comme modèle pour l’étude du métabolisme avec l’évaluation de la respiration mitochondriale, important de nouvelles connaissances peuvent être dévoilés, surtout quand les mouches connaissent différents environnement ou physiopathologiques conditions.
La drosophile, Drosophila melanogaster, a servi comme un organisme modèle pour la recherche génétique pour plus d’un siècle1. L’étude de cet organisme n’a pas seulement permis d’importantes connaissances fondamentales sur la cellule sort dosage4, le développement du système nerveux et mutation taux3, hérédité liée au sexe2, mais a aussi récemment émergé comme un outil précieux pour étudier les mécanismes inhérents à plusieurs maladies comme l’Alzheimer et Parkinson5,6. En outre, c’est un modèle populaire pour étudier le processus de vieillissement, car ils peuvent être déclenchés en grand nombre sur une courte période de temps et ont une durée de vie courte. Ils possèdent également des structures homologues d’organes humains, tels que les cellules (équivalents à des cellules β pancréatiques), productrices d’insuline, des corps gras (fonctionnement de même que le tissu adipeux blanc et foie), oenocytes (cellules hépatocytes), un cœur ainsi que la hémolymphe transportant des métabolites (analogue au sang des vertébrés)7. En outre, les voies centrales du métabolisme intermédiaire (y compris la voie de signalisation comme facteur de croissance analogue à l’insuline/insuline et les voies de la cible de la rapamycine-TOR) sont également hautement conservée7. Pour ces raisons, drosophile ont récemment été exploités pour décrire les mécanismes fondamentaux qui régissent le métabolisme, en particulier dans les pathologies inhérentes aux maladies métaboliques comme le diabète8. Une composante importante du métabolisme est la mitochondrie qui intègre de multiples voies et effectue l’une des plus importantes fonctions biologiques de la vie, la production d’ATP, par l’intermédiaire du processus de la phosphorylation oxydative (OXPHOS). Compte tenu de leur rôle central dans le métabolisme de l’organisme, il n’est pas surprenant que les dysfonctions mitochondriales sont impliquées dans de nombreuses maladies comme la maladie de Parkinson9 et Alzheimer maladies10, ainsi que dans la sclérose latérale amyotrophique 11 , 12. ils sont également déterminants fondamentaux du vieillissement. En effet, ils sont les principaux producteurs de reactive oxygen species (ROS) dans la cellule, qui peut être préjudiciable à la cellule à haute concentration à travers les dommages oxydatifs11. Vieillissement a été également associée à l’accumulation d’endommagés ou muté mitochondrial DNA13, mitophagy dysfonctionnements14,15 ainsi que de déficience de la biogenèse mitochondriale,16. Les mitochondries sont également des facteurs déterminants de l’homéostasie de la cellule qu’ils peuvent utiliser différents substrats pour ajuster plusieurs fonctions cellulaires selon l’abondance ou la rareté des macronutriments17,18.
En effet, les différents nutriments dans l’alimentation (glucides, lipides et protéines) sont digérés, absorbés et transportés dans les cellules. Ils sont ensuite transformés dans le cytosol, et les substrats dérivées sont transportés dans la matrice mitochondriale où elles produisent des équivalents réducteurs, comme le NADH et FADH219. Ces équivalents réducteurs sont ensuite oxydés par différents complexes enzymatiques du système de transport d’électrons (ETS). Ces complexes sont incorporées dans la membrane interne mitochondriale, tels que les complexes I et II complexe. En outre, autres complexes enzymatiques tels que le glycérol-3-phosphate déshydrogénase mitochondriale et la proline déshydrogénase représentent des voies alternatives pour l’entrée des électrons dans les ETS20,21. Ces complexes « alternatives » sont particulièrement importantes chez les insectes, comme selon les espèces, ils peuvent participer activement afin d’augmenter la respiration20,22,23,21. Électrons de ces ETS systèmes d’alimentation sont transférés à l’ubiquinone et par la suite au complexe III, puis à complexe IV, jusqu’à ce que l’accepteur final, l’oxygène moléculaire. Ce transfert d’électrons génère une force proton-motrice à travers la membrane mitochondriale interne conduite la phosphorylation de l’ADP en ATP au complexe V (Figure 1). Considérant le rôle central des mitochondries dans l’homéostasie de la cellule, étudier le métabolisme mitochondrial en utilisant le modèle pertinent d. melanogaster représente un outil puissant pour délimiter les mécanismes sous-jacents de divers physiopathologiques conditions ou soumis à des contraintes environnementales et cellulaires. Curieusement cependant, seulement une poignée d’études réellement mesurées la respiration mitochondriale dans drosophile24,25,26. En effet, les expériences visant à évaluer la consommation d’oxygène mitochondriale exigent l’isolement des mitochondries. Même si c’est avantageux pour la mesure des différentes fonctions mitochondriales (telles que la production de ROS ou ratio P/O comme marqueur mitochondrial efficacité27,28), ces cas requièrent généralement assez grandes quantités des tissus provenant de plusieurs individus24,29. Cette exigence de grandes quantités de tissus et d’individus est un facteur limitant important, surtout si l’on considère que tous les individus soient du même âge et de préférence du même sexe pour les expériences, faire de la mesure de la respiration à différents temps pointe laborieux au mieux. En outre, alors que des isolations mitochondriales peuvent fournir la perspicacité significative sur les mécanismes fondamentaux qui régissent le métabolisme mitochondrial, les méthodes utilisées pour isoler les mitochondries ont plusieurs inconvénients tels que la difficulté d’obtenir des résultats reproductibles , perturbation du réseau mitochondrial et altération mitochondriale structure et la fonction29,30,31.
Le but de cette étude est de présenter un protocole robuste pour mesurer la consommation d’oxygène mitochondriale chez la drosophile en utilisant seulement une quantité minimale de tissu de très peu d’individus. Ce protocole consiste à mesurer l’oxygène mitochondriale consommation in situ utilisant des fibres musculaires perméabilisées29 de thoraxes de la drosophile en combinaison avec haute résolution respirométrie32,33, 34 , 35. cette méthode a également des avantages supplémentaires par rapport à la méthode d’isolement mitochondrial classique étant donné que les interactions avec les autres composants de la cellule aussi bien comme mitochondriale de structure et de fonction sont plus préservés dans perméabilisées fibres29,31,36, qui rend cette approche plus physiologiquement pertinents. Avec ce protocole, fonctions mitochondriales peuvent être précisément évaluées à l’aide de respirométrie haute résolution en seulement trois thoraxes de la drosophile, avec des substrats permettant la détermination de la consommation d’oxygène à plusieurs étapes différentes de l’ETS. Par conséquent, ce protocole pourrait aider à répondre à des questions clés sur les mécanismes fondamentaux qui contrôlent le métabolisme dans le cadre de nombreuses conditions environnementales ou pathophysiologiques en tirant parti du modèle drosophile.
Pour mesurer la consommation d’oxygène à plusieurs étapes différentes de l’ETS et évaluer comment différents substrats contribuent à la respiration, les différents substrats (Figure 1), les découpleur et inhibiteurs sont utilisés30 Après perméabilisation de la tissus. Plus précisément, ajouts séquentielles de différents substrats sont effectuées afin de stimuler l’entrée des électrons à travers différents complexes de l’ETS. Un découpleur, carbonyl cyanide 4-(trifluorométhoxy) phénylhydrazone (FCCP), est alors ajouté à une concentration optimale pour mesurer la respiration non couplés, c’est-à-dire la respiration non-phosphorylation stimulée à consommation maximale d’oxygène. Inhibitions séquentielles des complexes qu’i, II et III sommes ensuite effectuée afin de surveiller la consommation d’oxygène résiduel qui est due à des réactions d’oxydation non-ETS. Enfin, capacité de respiration maximale complexe IV peut être évaluée par l’injection de N, N, N «, N, – tétraméthyl – p-phénylènediamine (TMPD), un fournisseur d’électrons artificiels et l’ascorbate. Il est important de noter que les expériences sont menées à 24 °C, puisque c’est la température à laquelle les mouches sont déclenchés.
Dans cette étude, on décrit une méthode pour la préparation de l’échantillon avant la mesure de la consommation d’oxygène mitochondriale chez la drosophile. Cette méthode a été développée pour résoudre les différents problèmes liés aux protocoles utilisant des isolations mitochondriales, notamment en termes de durée et nombre de personnes requis. Au lieu de travailler avec des isolations mitochondriales habituellement nécessitant une grande quantité de tissus obtenus à partir de plusieurs individus…
The authors have nothing to disclose.
Cette étude a été financée par des subventions de la National Sciences et l’Engineering Research Council (CRSNG, subvention à la découverte) et l’Université de Moncton au NP. LHB aimerait remercier le soutien financier de l’Institut canadien de recherche en santé (IRSC), la Fondation Innovation du Nouveau-Brunswick (FINB) et l’Université de Moncton. Les travaux de l’EHC sont pris en charge par la société Alzheimer du Canada, Canada de cerveau, CRSNG, Canadian Breast Cancer Foundation, New Brunswick Innovation Foundation, New Brunswick Health Research Foundation et l’Université de Moncton.
High-resolution respirometer Oxygraph O2K | Oroboros Instruments, Innsbruck, Austria | 10022-02 | Startup O2K respirometer kit |
O2K-Titration Set | Oroboros Instruments, Innsbruck, Austria | 20820-03 | Hamilton syringes with different volumes |
Datlab software | Oroboros Instruments, Innsbruck, Austria | 20700 | Software for data acquisition and analysis |
Fine-tipped antimagnetic forceps | VWR | 82027-400 | |
Secura225D-1S-DQE | Sartorius AG, Goettingen, Germany | Semi-micro balance (distributed by several companies) |
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Drosophila melanogaster wild-type w1118 | Bloomington Drosophila stock Center, IN, USA | Storage Condition: 24 °C |
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Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid | Sigma-Aldrich | E4378 | EGTA Storage Condition: RT |
KOH | Sigma-Aldrich | P1767 | CAUTION: corrosive to metals, acute toxicity, skin corrosion, serious eye damage, acute aquatic toxicity. Storage Condition: RT |
CaCO3 | Sigma-Aldrich | C4830 | Storage Condition: RT |
Na2ATP | Sigma-Aldrich | A2383 | Storage Condition: -20 °C |
MgCl2.6H2O | Sigma-Aldrich | M9272 | Storage Condition: RT |
Taurine | Sigma-Aldrich | T0625 | Storage Condition: RT |
Na2Phosphocreatine | Sigma-Aldrich | P7936 | Storage Condition: -20 °C |
Imidazole | Sigma-Aldrich | I5513 | Storage Condition: RT |
Dithiothreitol | Sigma-Aldrich | D0632 | Storage Condition: 2-8 °C |
MES hydrate | Sigma-Aldrich | M8250 | Storage Condition: RT |
Saponin from quillaja bark | Sigma-Aldrich | S7900 | Saponin Storage Condition: RT Solution Preparation: 5 mg in 1 mL of preservation solution. Prepare fresh daily. |
KCl | Sigma-Aldrich | P9541 | Storage Condition: RT |
KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P9791 | Storage Condition: RT |
HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | Storage Condition: RT |
BSA | Sigma-Aldrich | 05470 | Storage Condition: 2-8 °C |
Na2S2O4 | Sigma-Aldrich | 157953 | Sodium dithionite. CAUTION: self-heating substances and mixtures, acute toxicity, acute aquatic toxi chronic aquatic toxicity. Storage Condition: RT |
Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich | P2256 | Pyruvate Storage Condition: 2-8 °C Solution Preparation: In MilliQ water. Prepare fresh daily. |
L-(-)-Malic acid | Sigma-Aldrich | M1000 | Malate Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Neutralize with KOH and store at -20 °C. |
Adenosine 5'-diphosphate monopotassium salt hydrate | Sigma-Aldrich | A5285 | ADP Storage Condition: -20 °C Solution Preparation: In MilliQ water. Neutralize with KOH and store at -80 °C. |
Cytochrome c from equine heart | Sigma-Aldrich | C7752 | Cytochrome c Storage Condition: -20 °C Solution Preparation: In MilliQ water. Store at -20 °C. |
L-Proline | Sigma-Aldrich | P0380 | Proline Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Store at -20 °C. |
Sodium succinate dibasic hexahydrate | Sigma-Aldrich | S2378 | Succinate Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Neutralize with HCl and store at -20 °C. |
sn-Glycerol 3-phosphate bis(cyclohexylammonium) salt | Sigma-Aldrich | G7886 | Glycerol-3-phosphate Storage Condition: -20 °C Solution Preparation: In MilliQ water. Neutralize with HCl and store at -80 °C. |
Carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)phenylhydrazone | Sigma-Aldrich | C2920 | FCCP. CAUTION: acute toxicity, skin sensitisation, chronic aquatic toxicity. Storage Condition: RT Solution Preparation: In absolute ethanol. Store in glass vials at -20 °C. |
Rotenone | Sigma-Aldrich | R8875 | CAUTION: acute toxicity, skin irritation, eye irritation, specific target organ toxicity (respir sytem), acute aquatic toxicity, chronic aquatic toxicity. Solution Preparation: In absolute ethanol. Store in dark vials at -20 °C. |
Malonic acid | Sigma-Aldrich | M1296 | Malonate. CAUTION: acute toxicity, serious eye damage. Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Neutralize with KOH. Prepare fresh daily. |
Antimycin A from Streptomyces sp. | Sigma-Aldrich | A8674 | Antimycin A. CAUTION: acute toxicity, acute aquatic toxicity, chronic aquatic toxicity. Storage Condition: -20 °C Solution Preparation: In absolute ethanol. Store at -20 °C. |
N,N,N′,N′-Tetramethyl-p-phenylenediamine | Sigma-Aldrich | T7394 | TMPD Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Store in dark vials at -20 °C. |
(+)-Sodium L-ascorbate | Sigma-Aldrich | A4034 | Ascorbate Storage Condition: RT Solution Preparation: In MilliQ water. Store in dark vials at -20 °C. |
NaN3 | Sigma-Aldrich | S2002 | Sodium azide. CAUTION: acute toxicity (oral and dermal), specific target organ toxicity (brain), aquatic toxicity, chronic aquatic toxicity. Solution Preparation: In MilliQ water. Store at -20 °C. |